Utilisation d’un logiciel de reconstruction d’imagerie tridimensionnelle comme outil d’entraînement à la ponction veineuse cave crânienne chez le furet

Summary

Nous proposons qu’un outil logiciel de reconstruction d’anatomie virtuelle tridimensionnelle ajoute une formation complémentaire bénéfique dans l’enseignement de la veine cave crânienne du furet aux stagiaires en médecine animale de laboratoire.

Abstract

Au Collège de médecine vétérinaire de l’Université de Géorgie, un logiciel de reconstruction d’anatomie virtuelle tridimensionnelle (3D) a été intégré au programme d’anatomie vétérinaire. Grâce à cette plate-forme d’enseignement, les étudiants sont exposés à des opportunités d’apprentissage au-delà de la dissection de cadavres et des ressources scolaires. Nous proposons que cet outil d’anatomie 3D puisse servir d’aide à la formation complémentaire bénéfique dans l’enseignement des compétences techniques du personnel des animaux de laboratoire, en particulier la ponction veineuse veineuse crânienne (CVC) chez les furets. Le CVC est l’un des sites privilégiés pour une collecte d’un grand volume sanguin chez le furet. Bien qu’il s’agisse d’une technique globalement relativement sûre pour prélever du sang, les risques de cette approche aveugle comprennent une capacité limitée à retenir la veine après la ponction veineuse et des dommages accidentels aux structures environnantes. Dans le cadre de ce projet pilote, 5 stagiaires du personnel animalier de laboratoire ont été exposés à des images et des vidéos thoraciques de furet reconstruites en 3D en conjonction avec des instructions verbales pour effectuer une ponction veineuse de la veine cave crânienne chez le furet. Le succès de l’approche a été évalué en fonction de la capacité des stagiaires à incliner correctement l’aiguille et la seringue, à insérer l’aiguille à l’endroit approprié et à prélever du sang sur le site. Sur les 5 stagiaires, 5 (100 %) ont maîtrisé l’angle vertical de l’aiguille, 4 (80 %) l’angle horizontal de l’aiguille, 5 (100 %) ont correctement identifié le manubrium comme un point de repère pour l’insertion, et 2 (40 %) ont réussi à prélever du sang dans les deux tentatives suivant l’utilisation de cette approche. Comme les stagiaires ont été en mesure de remplir de nombreux critères clés de succès, nous concluons que la formation a réussi à fournir des repères anatomiques clés et une conscience spatiale nécessaires à la collecte de sang CVC chez le furet. Au-delà du champ d’application de la ponction veineuse du furet, les images reconstruites en 3D ont un rôle potentiel dans la démonstration de techniques et d’approches chirurgicales pour diverses compétences cliniques en médecine vétérinaire.

Introduction

Nous avons proposé que l’ajout d’images et de vidéos cervicales et thoraciques reconstruites en 3D d’un furet à nos procédures de formation standard aiderait le personnel des animaux de laboratoire à visualiser l’anatomie pertinente pour les aider à maîtriser le positionnement et les repères nécessaires pour effectuer la ponction veineuse de la veine cave crânienne (CVC) chez le furet. À cette fin, nous avons mené une formation de routine avec cinq membres du personnel des animaux de laboratoire qui travaillent avec des furets. Au cours de cette formation, nous avons piloté l’ajout des images de reconstruction 3D, en observant le succès du personnel après la formation dans les domaines du positionnement de la seringue et de l’aiguille dans les plans vertical et horizontal, de l’identification d’un point de repère anatomique majeur et de la collecte de sang. Tout le personnel a visionné les images et les vidéos 3D, car il y avait trop peu de stagiaires pour mener un essai comparatif quantitatif, contrastant avec la formation traditionnelle avec l’ajout d’outils 3D.

La ponction veineuse est une pratique de base en médecine animale de laboratoire pour la collecte de sang dans le cadre d’études de recherche et de soins vétérinaires cliniques. Diverses techniques sont utilisées d’une espèce à l’autre en raison des différences anatomiques, du niveau d’expertise technique et de l’objectif de la collecte de sang. La ponction veineuse peut être difficile, surtout si le phlébotomiste n’est pas familier avec l’approche ou l’anatomie pertinente de la zone.

Le CVC d’un furet adulte a un diamètre approximatif de 3,0 à 3,5 mm. C’est le principal vaisseau situé crânien au cœur, et il est formé par la confluence des veines sous-clavières gauche et droite avec les veines jugulaires externes. Le CVC s’écoule dans l’oreillette droite du cœur. D’autres structures importantes dans la région comprennent le cœur, l’aorte, l’artère carotide, l’œsophage, la trachée, le nerf vague et le nerf phrénique¹. Le thorax relativement long du furet minimise le risque de perforation d’autres structures majeures, ce qui en fait une approche plus sûre chez cette espèce par rapport à d’autres petits mammifères en raison de la distance substantielle entre la partie la plus crânienne du CVC et la base du cœur. Cela dit, la technique peut être techniquement difficile et présente un risque de perforation des structures intrathoraciques voisines, y compris l’artère carotide et la trachée (Figure 1)². Le CVC et la veine jugulaire externe sont les sites privilégiés pour la collecte de grands volumes sanguins (jusqu’à 2 ml) chez le furet ^2,3. De grandes quantités de sang sont souvent nécessaires pour le dépistage de routine et la collecte pour des études de recherche. Les furets sont couramment utilisés en médecine animale de laboratoire comme modèles translationnels pour la recherche sur la grippe et d’autres maladies des voies respiratoires en raison de la ressemblance de leurs voies respiratoires avec celles des humains ^4,5. Les sites de collecte de sang plus limités comprennent les veines saphènes latérales et céphaliques². D’autres espèces d’animaux de laboratoire courantes pour lesquelles la veine cave crânienne est un site de ponction veineuse approprié comprennent les rats, les hamsters et les cochons d’Inde³.

À la faculté de médecine vétérinaire de l’Université de Géorgie (UGA CVM), nous avons incorporé un logiciel de reconstruction d’images tridimensionnelles (3D) (Table of Materials) dans les cours d’anatomie des petits et grands animaux pour l’enseignement aux étudiants vétérinaires de première année. Le logiciel d’anatomie virtuelle 3D peut être utilisé pour reconstruire des images à partir d’études de tomodensitométrie (TDM) et d’imagerie par résonance magnétique (IRM)⁶. Les étudiants du CVM de l’UGA sont exposés à cette technologie dans le programme d’anatomie en conjonction avec la dissection macroscopique de cadavres. L’objectif de l’intégration de ce logiciel dans le cours est double : exposer les étudiants à l’imagerie diagnostique et leur permettre d’interagir avec des structures anatomiques 3D au-delà du cadre de la dissection de cadavres. Cette ressource novatrice améliore les expériences d’apprentissage des étudiants et les aide à mieux se préparer à maîtriser les compétences cliniques, car ils ont l’occasion de visualiser la relation des structures anatomiques sous un jour différent. Le logiciel a été conçu à l’origine pour l’enseignement de la médecine humaine, des études montrant que les plateformes d’anatomie virtuelle 3D sont des ressources bénéfiques pour les étudiants en médecine humaine car elles fournissent une modalité complète qui permet aux utilisateurs d’explorer des images dans une approche unique qui peut être adaptée à des objectifs d’apprentissage spécifiques ^7,8,9.

Protocol

Le protocole d’utilisation des furets dans cette étude a été approuvé par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’UGA. Le programme de soin et d’utilisation des animaux de l’UGA détient une assurance de bien-être animal auprès de l’Office of Laboratory Animal Welfare des NIH, a un enregistrement de recherche auprès de l’USDA et est entièrement accrédité par AAALAC International.

Les furets ont été logés dans des quartiers désignés pour les animaux dans des cages ouvertes avec un accès ad libitum à un régime alimentaire à haute densité pour furets (Table des matériaux) et un arrosage automatique (eau du robinet). Les lumières ont été maintenues sur un cycle automatisé lumière :obscurité 12:12, le point de consigne de température à 68 +/- 4 ^oF et l’humidité relative de 30 à 70 %. Les furets étaient logés socialement avec d’autres furets et recevaient des jouets d’enrichissement.

1. Obtention d’images de reconstruction 3D pour la formation

REMARQUE : Le scan reconstruit en 3D utilisé pour l’entraînement était celui d’un furet mâle adulte anonymisé et anesthésié, positionné en décubitus dorsal pour une tomodensitométrie. Le scan a été acquis à partir des archives de l’hôpital universitaire vétérinaire de l’UGA et a été reconstruit dans le logiciel par les auteurs.

1. Ouvrez le logiciel de reconstruction 3D et utilisez la souris de l’ordinateur pour cliquer sur Fichier , puis sur Ouvrir et double-cliquez pour sélectionner le scan téléchargé souhaité.
2. À l’aide de la souris, cliquez sur n’importe quel emplacement du scan. Maintenez le bouton de la souris enfoncé tout en faisant glisser la souris pour positionner le balayage de sorte que le furet soit en position couchée dorsale, la tête vers le haut de l’écran de l’ordinateur et la queue vers le bas de l’écran. Répétez l’opération au besoin pour manipuler certaines parties du corps.
3. À l’aide de la souris, cliquez sur la fonction Ajouter un avion dans le programme. Le plan apparaîtra sous la forme d’un rectangle rouge et transparent.
4. À l’aide de la souris, cliquez sur les flèches gauche et droite associées à la fonction Ajouter un plan pour parcourir les options de localisation de l’avion. Cliquez sur la flèche jusqu’à ce que le plan soit parallèle à la face ventrale de l’animal.
5. À l’aide de la molette de défilement de la souris, faites défiler de bas en haut pour faire avancer le plan de ventral à dorsal (ou superficiel à profond). Faites avancer le plan avec la molette de défilement de la souris jusqu’à ce qu’il y ait une image claire du vaisseau de la veine cave crânienne.
6. Faites une capture d’écran de l’image et enregistrez-la à l’emplacement de votre choix. Ces étapes peuvent également être enregistrées à l’écran et sauvegardées sous forme de vidéo. Cette étape varie en fonction du matériel informatique dont dispose l’utilisateur.

2. Formation à la ponction veineuse

REMARQUE : Cinq membres du personnel ont participé à la formation, et tous ont consenti à y participer. Les cinq membres du personnel, qui avaient des niveaux variables de connaissances de l’anatomie des furets, ont vu les images et les vidéos reconstruites en 3D avant leurs tentatives de ponction veineuse. Trois étaient des techniciens en soins aux animaux et deux étaient des techniciens vétérinaires. Trois des participants avaient déjà manipulé des seringues et des aiguilles, tandis que deux n’en avaient pas.

1. Montrez les images et les vidéos reconstruites en 3D à un groupe de cinq stagiaires du personnel des animaux de laboratoire, en intégrant les instructions d’anatomie d’un vétérinaire ou d’un technicien expérimenté qui connaît bien l’anatomie et la procédure de prélèvement sanguin. Fournir du matériel de lecture supplémentaire au besoin pour les connaissances du stagiaire.
2. Écoutez attentivement les questions des stagiaires et répondez-y avant de dresser des animaux vivants.
3. Décrivez à nouveau la procédure au cours des étapes 3 et 4 du protocole au fur et à mesure que la technique est démontrée aux stagiaires avant qu’ils ne l’essaient pour la première fois, en se référant régulièrement aux images reconstruites en 3D.
   REMARQUE : Au total, sept furets ont été utilisés lors de l’entraînement. Trois stagiaires se sont vu attribuer un furet chacun, et ils ont eu une tentative de prélèvement sanguin avec leur furet. Les deux autres stagiaires ont reçu deux furets chacun ; L’un a été utilisé pour leur première tentative de collecte de sang et l’autre a été utilisé pour leur deuxième tentative.

3. Positionnement pour la ponction veineuse

1. Pour l’approche CVC, utilisez des furets éveillés, sous sédation ou anesthésiés.
2. Sédater l’animal avec une injection intramusculaire de butorphanol 0,1-0,3 mg/kg, de midazolam 0,1-0,3 mg/kg et, seulement si nécessaire, de kétamine 1-3 mg/kg.
3. Placez l’animal en position couchée dorsale, la tête et le cou étendus.
4. Retenez fermement et symétriquement le furet pour lui permettre d’entrer au mieux dans le récipient avec l’aiguille. Au moins un assistant est nécessaire pour retenir l’animal pendant que le phlébotomiste s’approche (figure 2). Le dispositif de contention peut exercer une pression vers le haut entre les omoplates pour soulever l’entrée thoracique et le thorax crânien vers le phlébotomiste.

4. Approche et prélèvement sanguin

1. Désinfectez la peau du thorax crânien sur le manubrium avec de l’alcool.
2. Palper le sternum (Figure 3).
3. Insérez l’aiguille à l’encoche entre le manubrium et la première côte du côté droit du sternum de l’animal.
4. Inclinez l’aiguille de 30 à 45° et dirigez-la vers la hanche opposée (gauche). Insérez-le à l’endroit de l’encoche et aspirez pour prélever du sang (Figure 4).
5. Observez les stagiaires alors qu’ils tentent l’approche par ponction veineuse. Enregistrez leur succès dans la maîtrise de la capacité d’incliner verticalement l’aiguille et d’incliner horizontalement l’aiguille. Identifiez le manubrium comme point de repère pour l’insertion et prélevez du sang sur le site. Documentez la quantité de sang obtenue à chaque tentative réussie.
   REMARQUE : La profondeur de la sédation était basée sur la réponse à des stimuli physiques et audibles, le réflexe palpébral et le réflexe de redressement. Après le prélèvement sanguin, le flumazénil 0,2 mg/kg a été administré par voie intramusculaire pour inverser la sédation, si nécessaire. Les furets ont été renvoyés à la colonie après la procédure.
6. Utilisez une aiguille de 5/8 po de 25 g avec une seringue de 1 ou 3 ml pour prélever du sang avec cette technique.
   REMARQUE : En règle générale, pas plus de 10 % du volume sanguin d’un animal ne doit être prélevé en une seule fois. Le volume sanguin du furet est estimé à 5-6 % du poids corporel total¹. Un vétérinaire spécialisé dans les animaux de laboratoire et un technicien expérimenté en formation vétérinaire étaient présents pour s’assurer que le prélèvement sanguin était effectué de manière appropriée et que tout dépannage de la technique (c.-à-d. mouvements subtils dans l’orientation ou la direction de l’aiguille, profondeur d’insertion de l’aiguille) était effectué en temps réel conformément à leurs instructions.

5. Mesure du succès

1. Évaluez la capacité des stagiaires à incliner correctement l’aiguille et la seringue, à insérer l’aiguille à l’endroit approprié et à prélever du sang sur le site.
2. Notez combien de stagiaires ont correctement accompli l’angle vertical de l’aiguille, l’angle horizontal de l’aiguille et la palpation du manubrium.
3. Documentez le nombre de stagiaires qui ont réussi à prélever du sang, ainsi que le volume de sang recueilli.

Results

Les vidéos et les images de la tomodensitométrie des furets reconstruites en 3D décrivent les structures anatomiques associées au CVC à divers plans et fournissent une compréhension complète de la disposition anatomique du thorax crânien. Les structures associées, telles que le manubrium, le sternum, les côtes, les muscles de la paroi thoracique, le cœur, la veine jugulaire externe, la veine sous-clavière et le CVC, sont clairement étiquetées sur la figure 1. L’emplacement de l’insertion de ...

Discussion

Cette étude pilote a été conçue pour déterminer si l’ajout d’images et de vidéos 3D à nos procédures de formation de routine était prometteur pour une utilisation future. Cet essai initial a été conçu pour observer qualitativement et rapporter nos résultats si une utilisation et une étude futures semblaient justifiées. L’objectif de la détermination du succès était basé sur l’enseignement des repères anatomiques pertinents pour la technique de collecte de sang CVC chez le furet aux membr...

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
BodyViz	BodyViz, Clive, IA  ;	N/A	Plateforme d’apprentissage de l’anatalie 3D facile à utiliser  ;
LabDiet 5L14	Université de Géorgie, Athènes, GA	N/A	Régime pour furets  ;