Ce protocole démontre la combinaison de l’imagerie et de l’électrophysiologie pour détecter de manière fiable les dépolarisations propagées chez les souris adultes à la suite d’un traumatisme craniocérébral léger.
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Article de méthode
Combinaison de l’imagerie et de l’électrophysiologie pour visualiser et enregistrer les dépolarisations d’étalement chez la souris
* These authors contributed equally
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les dépolarisations qui se propagent sont des événements massifs dans le cerveau qui passent souvent inaperçus en raison de leur lente propagation à travers la matière grise. Comme la détection SD peut être insaisissable, elle est confirmée de manière optimale à l’aide de plusieurs méthodes. Ce protocole décrit des méthodes permettant de combiner l’imagerie et l’électrophysiologie pour détecter les SD d’une manière que la plupart des laboratoires peuvent adopter de manière fiable et facile. Les SD surviennent à la suite de lésions cérébrales traumatiques, d’un accident vasculaire cérébral, d’hémorragies sous-arachnoïdiennes, d’une ischémie et d’une aura migraineuse. Historiquement, les SD ont été enregistrées à l’aide d’amplificateurs à courant continu, qui peuvent résoudre le lent décalage extracellulaire et la dépression de l’activité à haute fréquence. Cependant, les amplificateurs à courant continu sont presque impossibles à utiliser pour les enregistrements chroniques in vivo. Ce protocole utilise un amplificateur CA commun pour les enregistrements électrophysiologiques in vivo afin de confirmer la dépression à haute fréquence, ainsi que l’imagerie non invasive nécessaire pour détecter l’onde de SD se propageant. Ces méthodes peuvent être adoptées et/ou modifiées de manière fiable pour la plupart des approches expérimentales afin de confirmer la présence ou l’absence de SD à la suite d’une lésion cérébrale.
Introduction
Les dépolarisations étalées (DS) sont associées à diverses affections neurologiques, notamment les lésions cérébrales traumatiques (TCC), les accidents vasculaires cérébraux, les hémorragies sous-arachnoïdiennes, l’ischémie et l’aura migraineuse1. Les SD ont été impliqués dans la progression des lésions tissulaires lors d’accidents vasculaires cérébraux et de TCC2. Le mécanisme exact sous-jacent à la progression de la perte de tissus n’est pas clair3,4. Cependant, les SD se produisent lorsque les demandes métaboliques des neurones ne sont pas satisfaites par suffisamment d’oxygène et de glucose, car la fonction de la pompe sodium-potassium dépendante de l’ATP devient inadéquate pour maintenir les gradients ioniques. Pour comprendre le rôle des SD dans la perte de tissus, des techniques précises sont nécessaires pour les mesurer et les étudier, ce qui est crucial pour faire progresser les connaissances scientifiques. Les SD sont des événements neurologiques importants qui peuvent souvent passer inaperçus en raison de la conception expérimentale et/ou des limites de l’instrumentation.
Le rôle des dépolarisations étalées (DS) dans la progression des lésions est actuellement élucidé, mais leur rôle dans les lésions cérébrales traumatiques légères (TCL) reste incertain. Des études récentes utilisant les techniques décrites dans ce manuscrit ont montré que les SD sont initiés dans des modèles murins de TCLm à crâne fermé, même lorsqu’il n’y a pas de lésions tissulaires manifestes ou de saignements5, 6. Ces études suggèrent que les SD peuvent contribuer à des troubles neurologiques aigus et à la neuroinflammation. De plus, la présence de SD induits par un TCLm a été étroitement associée à des déficits comportementaux aigus 6,7. Par conséquent, il est probable que les DS soient amorcés dans tous les modèles de TCC, mais leur rôle demeure difficile à déterminer sans confirmation. La confirmation de la présence de DS est cruciale pour évaluer avec précision les résultats des TCL.
Les dépolarisations étalées (SD) sont identifiées par une baisse significative du potentiel extracellulaire, connue sous le nom de « décalage DC », et par une dépression de l’activité à haute fréquence8. La résolution du « décalage DC » prend généralement quelques secondes (~10 s)9. Pour capturer le « décalage CC », un amplificateur CC et des électrodes en fil d’argent sont nécessaires. Cependant, l’électrophysiologie in vivo est généralement réalisée avec des amplificateurs CA, qui sont conçus pour filtrer les événements à basse fréquence afin de réduire les artefacts de mouvement. Malheureusement, ce filtrage à basse fréquence supprime également le « décalage DC ». De plus, l’argent est toxique et ne convient pas aux enregistrements chroniques. Les amplificateurs à courant alternatif couramment utilisés peuvent détecter la dépression de l’activité à haute fréquence, mais sans le « décalage CC » qui l’accompagne, il est difficile de confirmer la présence d’une carte SD.
Les dépolarisations étalées (SD) peuvent également être détectées à l’aide de diverses techniques d’imagerie. Le plus souvent, les SD sont imagés à l’aide d’une imagerie par contraste de chatoiement laser, qui mesure le flux sanguin cérébral à travers le crâne intact10. Les SD influencent considérablement le système vasculaire cérébral et le flux sanguin. Chez la plupart des espèces autres que les souris, les SD induisent une onde d’hyperperfusion qui se propage avec le bord d’attaque de la classe SD11. Les SD peuvent également être imagés à l’aide d’indicateurs fluorescents au calcium ou au glutamate12, bien que cela nécessite de charger les tissus avec des colorants ou des indicateurs fluorescents génétiquement codés12,13. Il est intéressant de noter que les SD peuvent être observées à l’œil nu grâce aux signaux optiques intrinsèques (iOS) associés à la classe SD14. Les iOS sont des signaux complexes composés de molécules autofluorescentes telles que NAD(P)H et FADH15,16, gonflement des tissus17, et des modifications potentielles du flux sanguin cérébral. Malgré leur complexité, les signaux iOS sont fiables et peuvent être capturés chez des souris de type sauvage18. Ce protocole décrit la méthode d’imagerie iOS, car cette technique peut être mise en œuvre dans n’importe quel laboratoire sans avoir besoin de virus spécialisés ou d’animaux transgéniques.
L’objectif global de cette méthode est de confirmer expérimentalement la présence ou l’absence d’une dépolarisation étalée (DS) à la suite d’un traumatisme craniocérébral léger (TCL) en utilisant simultanément l’imagerie et l’électrophysiologie. L’électrophysiologie in vivo, facilitée par des amplificateurs avancés, est une technique couramment utilisée. Cependant, ces amplificateurs sont incapables de détecter le « décalage continu » caractéristique. Par conséquent, les techniques d’imagerie, telles que décrites dans ce protocole, sont utilisées pour confirmer avec certitude la présence ou l’absence de DS. L’avantage de combiner l’imagerie et l’électrophysiologie est que l’imagerie peut détecter la propagation du SD, tandis que l’électrophysiologie peut identifier la dépression à haute fréquence associée.
Dans l’ensemble, cette méthode est adaptée pour étudier la présence de dépolarisations étalées (DS) à la suite d’un traumatisme crânien (TCC). Son application pourrait améliorer la compréhension de la fonction du réseau cortical après un TCC et un SD. Ce protocole peut être adapté d’un modèle d’impact crânien fermé à d’autres modèles, tels que l’impact cortical contrôlé, la percussion fluide ou la perte de poids. La mise en œuvre de ce protocole dans plusieurs laboratoires pourrait élucider le rôle des SD dans diverses sévérités de TCC. Tout modèle de TCC établi peut être utilisé, suivi des procédures d’imagerie et d’électrophysiologie iOS décrites dans ce protocole.
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Protocole
Toutes les procédures ont été effectuées conformément au Comité de protection et d'utilisation des animaux (IACUC) de l'Institut de l'Université du Nouveau-Mexique. Les souris C57BL/6J ont été obtenues d’une source commerciale. Un nombre égal de souris mâles et femelles ont été utilisées dans la tranche d’âge de 8 à 14 semaines. Toutes les souris pesaient environ 20 g. Les détails des animaux, des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux. Le fichier supplémentaire 1 contient la liste des abréviations.
1. Préparation du crâne pour l’imagerie et l’électrophysiologie
- Anesthésie l’animal dans une boîte d’induction d’isoflurane avec 2 à 3 % d’isoflurane dans 100 % d’oxygène, en assurant une profondeur d’anesthésie appropriée sans broncher d’un pincement de la patte.
- Administrer des analgésiques préopératoires (buprénorphine à libération lente, 3,25 mg/kg, SQ) avant de placer l’animal dans un cadre stéréotaxique et maintenir l’anesthésie (2 % d’isoflurane).
- Ajoutez une pommade ophtalmique et maintenez la température corporelle de l'animal avec un coussin chauffant qui a un retour de température corporelle.
- Rasez les cheveux au-dessus du crâne où se trouvera l’incision, le long de la ligne médiane de la fissure oculaire jusqu’au lambda.
- Retirez les poils coupés avant de stériliser la peau avec un gommage et une solution antiseptiques et désinfectants. Terminez avec de l’éthanol à 70 % et répétez l’opération trois fois pour vous assurer que le site chirurgical est stérile.
- À l’aide d’une lame de scalpel #10, faites une incision sur la ligne médiane du rostral à la caudale, immédiatement suivie de l’application de colle cyanoacrylate de qualité médicale sur l’incision. Écartez la peau latéralement pour exposer le crâne.
- Ajoutez une ou deux gouttes de colle cyanoacrylate sur le crâne pour ajouter une protection supplémentaire au crâne.
REMARQUE : L’application de la colle est sensible au temps car le crâne commencera à devenir opaque lorsqu’il est exposé à l’air pendant plus de 10 s. Cela obscurcira la visualisation de l’SD par des méthodes d’imagerie. - Pendant que la colle sèche, utilisez des ciseaux chirurgicaux stériles pour augmenter la taille de l’incision sur le cervelet. Une fois la colle prise, commencez l’implantation des électrodes de vis crânienne.
- Stérilisez les vis du crâne à l’aide d’un stérilisateur à billes pendant 20 à 30 secondes avant l’implantation.
- Placez les vis du crâne dans une région éloignée du site d’initiation du SD pour maintenir une fenêtre visuelle ouverte.
REMARQUE : Pour les enregistrements chroniques dans le cortex visuel primaire, trois vis crâniennes sont utilisées. La première vis est placée approximativement à y = -6,00 mm du bregma, dans le cervelet, servant d’électrode de référence. Les électrodes d’enregistrement sont positionnées à y = -2,79 mm du bregma et x = ±2,5 mm de la ligne médiane, dans les hémisphères gauche et droit. - À l’aide d’un foret de 0,8 mm, percez des avant-trous à travers le crâne. Pour éviter d’endommager les tissus sous-jacents, l’idéal est de -0,5 mm en z. Utilisez des vis #00-90 qui sont pré-soudées à des broches dorées avec du fil d’acier inoxydable.
- Tournez les vis vers le bas dans le crâne.1.5-2 tours complets feront passer la vis à travers le crâne et entreront en contact avec la surface corticale.
- Enroulez l’excédent de fil autour de la vis, en laissant un peu de mou dans le fil pour un placement ultérieur dans la tête.
- En utilisant les mêmes procédures, placez les autres vis crâniennes.
- Une fois que toutes les vis du crâne sont en place, branchez toutes les broches dorées dans le connecteur de tête souhaité. Maintenez le connecteur en place à l’aide du bras stéréotaxique et maintenez les broches du connecteur près au-dessus des têtes de vis tout en vous assurant que les fils ne se touchent pas.
- Scellez toute la zone avec de la colle cyanoacrylate, en veillant à ne pas perturber la zone d’imagerie devant les vis du crâne.
- Construisez du ciment dentaire autour de la base des broches dorées, en vous assurant que les broches dorées des vis du crâne ne sont pas connectées aux broches dorées de la tête.
- Laissez le ciment dentaire durcir avant de retirer le connecteur de foulée.
- Retirez l’animal du cadre stéréotaxique et remettez-le dans la cage familiale pour qu’il se rétablisse. Suivez les soins postopératoires standard et gardez les animaux sur un coussin chauffant pendant leur convalescence après l’anesthésie.
REMARQUE : Après l’opération, les animaux ont été logés individuellement et surveillés quotidiennement pour détecter la douleur. Suivez les directives de l’établissement local pour l’analgésie. Si vous utilisez une buprénorphine à libération lente, surveillez la douleur et donnez potentiellement une dose supplémentaire à 72 h.
- Retirez tous les objets qui pourraient s’accrocher aux électrodes, y compris le boîtier et l’enrichissement. Utilisez une litière standard avec un accès ad libium à la nourriture et à l’eau.
REMARQUE : Prévoyez une période de récupération de deux jours entre la chirurgie et l’enregistrement.
2. Détection des dépolarisations étalées avec l’imagerie du signal optique intrinsèque (iOS) et l’électrophysiologie AC
- Anesthésier les animaux avec 2 % d’isoflurane dans 100 % d’oxygène.
REMARQUE : La partie imagerie de cette procédure devrait prendre ~5 min, et la quantité d’exposition à l’isoflurane devrait être constante. - Placez l’animal dans un cadre stéréotaxique. À travers le cône nasal, maintenez 1 à 2 % d’isoflurane dans l’oxygène.
REMARQUE : Il est essentiel de maintenir une profondeur d’anesthésie appropriée, car l’isoflurane est connu pour réduire les DS. Le maintien de 60 à 70 respirations / min est recommandé tout au long de l’expérience. - Placez l’animal sous l’appareil photo et assurez-vous que l’appareil photo est focalisé sur la surface corticale en ajustant la bague de mise au point.
- Appliquez de l’huile minérale sur la zone d’imagerie pour augmenter la transparence.
- Allumez les ordinateurs, le panneau LED et l’équipement d’électrophysiologie.
REMARQUE : Le panneau LED fonctionne mieux lorsqu’il est positionné devant l’animal pour éclairer la fenêtre d’imagerie lorsque les lumières zénithales sont éteintes. La lumière a été réglée à ~2 400 lux (95 % de puissance) avec un réglage de température froide de 4000K. - Réglage de charge pour iOS à l’aide de Micro-Manager19,20,21,22.
- Appuyez sur Live pour voir la souris sous la caméra et centrer le crâne de l'animal sous la caméra. Fermez la fenêtre « Live ».
- Appuyez sur Multi-D Acq.
- Dans la fenêtre Acquisition multidimensionnelle, sélectionnez les points temporels souhaités.
REMARQUE : Il est recommandé de compter 750 images à un intervalle de 250 ms. - Enregistrez les images dans le chemin d’accès au fichier et le préfixe de nom souhaités.
- Connectez les broches dorées de l’animal au connecteur de l’avant-scène, puis à l’avant-scène.
- Réglage de charge pour le logiciel Intan.
- Cliquez sur l’icône Choisir le format de fichier, et dans la fenêtre contextuelle, sélectionnez Un fichier par format de type de signal. Cela permet d’enregistrer le fichier en tant que « .dat » pour une utilisation ultérieure dans MATLAB.
- Dans l’onglet BW, sous Bande passante matérielle, sélectionnez la bande passante de l’amplificateur de 0,13 à 500 Hz.
- Sous Sélecteur d’affichage de filtre, sélectionnez WIDE pour couvrir la plus large gamme de signaux.
- Pour sélectionner le chemin d’accès au fichier à enregistrer, cliquez sur l’icône Sélectionner le nom du fichier.
- Effectuer un impact à l’aide d’un impacteur électromagnétique.
REMARQUE : Les réglages de l’impacteur sont une vitesse d’impact de 4 m/s et une déviation de 5 mm.- Allumez l’impacteur et assurez-vous que l’embout se rétracte et s’étend correctement en actionnant la bascule à 3 voies pour rétracter l’embout et étendre l’embout. La pointe doit être allongée avant de placer l’animal sous la pointe.
- En vous déplaçant rapidement, placez l’animal sur un lit en mousse et glissez le lit sous la pointe.
- Alignez l’extrémité de l’impacteur sur la ligne médiane et sur 1 mm rostral de la bregma.
- Abaissez l'embout de l'impacteur jusqu'à ce qu'il touche fermement le haut de la tête de l'animal.
REMARQUE : N’enfoncez pas la pointe dans la tête. - Appuyez sur le levier pour rétracter l’extrémité de l’impacteur, puis abaissez-le manuellement de 5 mm avant d’activer le levier d’impact.
- Retirez immédiatement l’animal du lit de mousse et placez-le sous la caméra pour l’imagerie dans les 5 s, lorsque le SD est initié par l’impact.
- Démarrez l’imagerie iOS en cliquant sur Acquérir ! dans la fenêtre Acquisition multidimensionnelle. Image pendant 4 min pour capturer l’intégralité de la SD.
- Démarrez l’enregistrement électrophysiologique en cliquant sur l’icône Enregistrer sur le logiciel Intan.
- Retirez l’animal du coussin en mousse et laissez-le se rétablir dans une arène ouverte ou une cage domestique.
REMARQUE : Il est recommandé d’enregistrer l’électrophysiologie pendant au moins 1 h pour permettre à la fonction du réseau cortical de se rétablir. - Une fois l’enregistrement terminé, débranchez l’animal de la scène et du connecteur et remettez-le dans sa cage.
REMARQUE : Il est recommandé de prévoir 24 h entre chaque impact et la session d’enregistrement. L’animal peut rester dans sa cage d’origine pendant tout le temps en dehors des sessions d’enregistrement.
3. Visualisation et quantification d’images iOS
- Dans ImageJ19,20,21,22, ouvrez la pile d’images en cliquant sur la séquence Fichier > Importer > Image.
- Faites défiler manuellement les images pour vous assurer de l’absence de mouvement ou de tout autre artefact.
- Pour générer le tracé de l’ET, créez un retour sur investissement en utilisant le curseur pour dessiner un carré.
REMARQUE : Il est recommandé d’utiliser un carré de 30 x 30 pixels. On peut utiliser n’importe quelle forme ou taille, mais assurez-vous que la taille du retour sur investissement ne change pas d’un animal à l’autre. - Créez un tracé en cliquant sur Piles de > d’images > Tracer le profil de l’axe Z. Sur le graphique nouvellement créé, cliquez sur le bouton en direct. Revenez à la pile d’images du SD et déplacez le retour sur investissement jusqu’à ce que le graphique montre la courbe SD. Le graphique doit ressembler à une vague de Sin avec une première hausse suivie d’une chute en dessous de la ligne de base et d’un retour lent à la ligne de base en quelques minutes.
REMARQUE : Les tracés peuvent être exprimés en unités arbitraires (AU) ou en pourcentage de référence en utilisant les premières images comme moyenne de base. - Sur le tracé généré, cliquez sur Liste pour générer une liste de valeurs qui peuvent être tracées dans d’autres logiciels de génération de graphiques ou Matlab.
- Pour la visualisation, transformez l’image en niveaux de gris en table de correspondance dans ImageJ by Image > Lookup Tables > Fire.
4. Analyse électrophysiologique
REMARQUE : Il est recommandé d’utiliser massivement l’expertise du laboratoire Buzsaki et son code généré par MATLAB pour visualiser et analyser les données d’électrophysiologie. L’analyse nécessitera le téléchargement de MATLAB avec un code d’activation institutionnel et du fichier zip « Buzcode » du Buzsaki lab via GitHub (https://github.com/buzsakilab/buzcode).
- Dans le logiciel d’électrophysiologie Intan, assurez-vous que les données brutes exportées sont enregistrées au format « .dat ».
REMARQUE : Matlab peut être installé à partir du site Web de MathWorks. Un code d’activation institutionnel ou individuel est nécessaire pour l’achat et l’utilisation de Matlab. Une expérience préalable de l’exécution de code dans Matlab est nécessaire pour effectuer cette analyse. - Utilisez la fonction de bz_LoadBinary de code Buzaki pour charger les données dans Matlab.
REMARQUE : Exemple "'data' = bz_LoadBinary ('chemin d'accès complet au fichier de données', 'fréquence', fréquence d'échantillonnage, nChannels, nombre de canaux) ; - Filtrez le bruit AC à l’aide d’un filtre coupe-bande centré à 60 Hz.
REMARQUE : Exemple notch_freq = 60 ; [b,a] = iirnotch(notch_freq/(sampling_frequency/2), notch_bandwidth/(sampling_frequency/2)) ; filtered_data = filtfilt(b, a, données) ; - Isoler l’activité haute fréquence à l’aide d’un filtre passe-bande d’une gamme de 0,5 à 100 Hz, conformément aux recommandations du groupe COSBID pour l’analyse et la visualisation des dépolarisations d’étalement (SD).
- Calculez le spectrogramme de puissance à l’aide de la commande pspectrum dans MatLab.
- Pour visualiser, tracez le spectrogramme haute fréquence et le spectrogramme de puissance sur la même échelle de temps et dans une colonne.
REMARQUE : À partir des parcelles, il y aura une extension de la dépression à haute fréquence et une perte de puissance.
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Résultats
Figure 1 illustre une représentation graphique du dispositif expérimental. Les vis d'enregistrement sont positionnées dans le cortex visuel primaire, une électrode en vis étant placée dans le vermis cérébelleux servant d'électrode de masse. Les vis crâniennes et les broches en or sont fixées au crâne à l'aide de colle cyanoacrylate et de ciment dentaire. Il est essentiel de limiter le ciment dentaire à la partie caudale du crâne afin de laisser de l'espace pour l'impact et l'imagerie. L'empl...
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Discussion
La propagation des dépolarisations est cruciale dans divers modèles de maladies, notamment les lésions cérébrales traumatiques (TCC), les accidents vasculaires cérébraux et la migraine1. La détection précise des SD est essentielle pour comprendre leur rôle dans les déficits comportementaux aigus et/ou l’activation du système neuroimmunitaire après des lésions cérébrales traumatiques légères (TCL)23,24. Pour atténuer le risque de manquer de...
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Remerciements
Ce travail a été soutenu par le NIGMS P20GM109089 et le ministère de la Défense PR200891 subventions.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| #00-90 x .118 Vis à métaux | US Micro Screw | 00.90-118-M-SS-P, | |
| de 0,8 mm de diamètre Foret | PCB | WYTP21, Amazon | |
| 16-A Headstage | Intan ; | C3335 | |
| 2,1 mm Meules micro foret | Fine Science Tools | 19007-21 | |
| Amplificateur AC | d’enregistrement | Intan | |
| C57BL/6J souris ; | Laboratoire Jackson ; | Jax#000664 | |
| Caméra CCD | Mightex | TCE-1304-U | |
| Objectif d’extension | Zeikos ; | ZE-ETN | |
| Ethiqa XR (buprénorphine à libération lente) | Midwest Veterinary Supply | Numéro de produit 267.10000.3 | |
| Broche de connecteur dorée (femelle) | A-M Systems | 520100 | |
| Goupille de connecteur dorée (mâle) | A-M Systems | 520200 | |
| ImageJ2/Fiji | Image J | NA | |
| Impactor One | Leica | 39463930 | |
| Panneau LED | Supon | L122t | |
| MATLAB | MathWorks | Code d’activation | |
| Colle cyanoacrylate de qualité médicale | MasterBond | MB287 | |
| Micro-Manager Camera Software | Image J | NA | |
| Perceuse à ongles/polisseuse à ongles | Makartt Lime à ongles électrique | JD700 | |
| Connecteurs omnétiques | Omnetics | A79014-001 | |
| Logiciel d’acquisition de données RHX | Intan | NA | |
| Fil non revêtu en acier inoxydable (0,005") | A-M Systems | 792800 | |
| Cadre stéréotaxique | Kopf Intruments | 1923-B | |
| Teets 'cold cure' ciment dentaire | A-M systems | 525000, 526000 | |
| Objectif d’appareil photo XLR | Nikon | NIKKOR 50 mm f/1.8-16 |
Références
- Pietrobon, D., Moskowitz, M. Chaos and commotion in the wake of cortical spreading depression and spreading depolarizations. Nat Rev Neurosci. 15 (6), 379-393 (2014).
- Hartings, J. A., et al. Repetitive cortical spreading depolarizations in a case of severe brain trauma. Neurological Res. 30 (8), 876-882 (2008).
- Andrew, R. D., et al. Questioning glutamate excitotoxicity in acute brain damage: The importance of spreading depolarization. Neurocrit Care. 37, 11-30 (2022).
- Andrew, R. D., et al. Thecritical role of spreading depolarizations in early brain injury: Consensus and contention. Neurocrit Care. 37, 83-101 (2022).
- Pacheco, J., et al. Spreading depolarizations are associated with concussion-like behavior. eNeuro. 6 (6), (2019).
- Bouley, J., Chung, D. Y., Ayata, C. Y., Brown, R. H., Henninger, N. Cortical spreading depression denotes concussion injury. J Neurotrauma. 35, 1-10 (2018).
- Pinkowski, N. J., et al. Spreading depolarizations contribute to the acute behavior deficits associated with a mild traumatic brain injury in mice. J Neurotrauma. 41 (1-2), 271-291 (2023).
- Dreier, J. P., et al. Recording, analysis, and interpretation of spreading depolarizations in neurointensive care: Review and recommendations of the COSBID research group. J Cereb Blood Flow and Metab. 37 (5), 1595-1625 (2017).
- Herreras, O., Somjen, G. G. Analysis of potential shifts associated with recurrent spreading depression and prolonged unstable spreading depression induced by microdialysis of elevated K+ in hippocampus of anesthetized rats. Brain Res. 610 (2), 283-294 (1993).
- Boas, D. A., Dunn, A. K. Laser speckle contrast imaging in biomedical optics. J Biomed Opt. 15 (1), 011109(2014).
- Hadjikhani, N., et al. Mechanisms of migraine aura revealed by functional MRI in human visual cortex. PNAS. 98 (8), 4687-4692 (2001).
- Dietz, R. M., Weis, J. H., Shuttleworth, C. W. Contributions of Ca2+ and Zn2+ to spreading depression-like events and neuronal injury. J Neurochem. 109 (Suppl 1), 145-152 (2009).
- Reinhart, K. M., Shuttleworth, C. W. Ketamine reduces deleterious consequences of spreading depolarizations. Exp Neurol. 305, 121-128 (2018).
- Mané, M., Müller, M. Temporo-spectral imaging of intrinsic optical signals during hypoxia-induced spreading depression-like depolarization. PLoS One. 7 (8), (2012).
- Brennan, A. M., Connor, J. A., Shuttleworth, C. W. NAD(P)H fluorescence transients after synaptic activity in brain slices: predominant role of mitochondrial function. J Cereb Blood Flow and Metab. 26 (11), 1389-1406 (2006).
- Shuttleworth, C. W., Brennan, A. M., Connor, J. A NAD(P)H fluorescence imaging of postsynaptic neuronal activation in murine hippocampal slices. J Neurosci. 23 (8), 3196-3208 (2003).
- Sword, J., Croom, D., Wang, P. L., Thompson, R. J., Kirov, S. A. Neuronal pannexin-1 channels are not molecular routes of water influx during spreading depolarization-induced dendritic beading. J Cereb Blood Flow and Metab. 37 (5), 1626-1633 (2017).
- Chung, D. Y., et al. Real-time non-invasive in vivo visible light detection of cortical spreading depolarizations in mice. J Neurosci Methods. 309, 143-146 (2018).
- Schneider, C. A., Rasband, W. S., Eliceiri, K. W. NIH Image to ImageJ: 25 years of image analysis. Nat Methods. 9 (7), 671-675 (2012).
- Rueden, C. T., et al. ImageJ2: ImageJ for the next generation of scientific image data. BMC Bioinform. 18 (1), 1-26 (2017).
- Edelstein, A., Amodaj, N., Hoover, K., Vale, R., Stuurman, N. Computer control of microscopes using µManager. Curr Protoc Mol Biol. 14, (2010).
- Edelstein, A. D., et al. Advanced methods of microscope control using µManager software. J of Biol Methods. 1 (2), e10(2014).
- Soldozy, S., et al. Cortical spreading depression in the setting of traumatic brain injury. World Neurosurg. 134, 50-57 (2020).
- Zepeda, A., Arias, C., Sengpiel, F. Optical imaging of intrinsic signals: Recent developments in the methodology and its applications. J Neurosci Methods. 136 (1), 1-21 (2004).
- Steinzeig, A., Molotkov, D., Castrén, E. Chronic imaging through "transparent skull" in mice. PLoS One. 12 (8), (2017).
- Sword, J., Masuda, T., Croom, D., Kirov, S. A. Evolution of neuronal and astroglial disruption in the peri-contusional cortex of mice revealed by in vivo two-photon imaging. Brain. 136 (5), 1446-1461 (2013).
- Hudetz, A. G., Vizuete, J. A., Pillay, S. Differential effects of isoflurane on high-frequency and low-frequency oscillations in the cerebral cortex and hippocampus in freely moving rats. Anesthesiology. 114 (3), 1588-1595 (2011).
- Reinhart, K. M., Morton, R. A., Brennan, K. C., Carlson, A. P., Shuttleworth, C. W. Ketamine improves neuronal recovery following spreading depolarization in peri-infarct tissues. J Neurochem. 168 (5), 855-867 (2023).
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Réimpressions et autorisations
