Article de méthode

Extraction assistée par micro-ondes de composés phénoliques et d’antioxydants pour des applications cosmétiques à l’aide de la technologie à base de polyols

3.7K vues

⸱

DOI :

10.3791/67033

⸱

23 août 2024

 ,  ,  , 
1School of Cosmetic Science, Mae Fah Laung University, 2College of Public Health Sciences, Chulalongkorn University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole détaille l’utilisation d’une méthode d’extraction assistée par micro-ondes à base de polyols pour extraire les composés phénoliques et les antioxydants naturels, représentant une approche pratique et écologiquement durable pour le développement d’extraits prêts à l’emploi.

Résumé

L’utilisation de polyols comme solvants verts pour l’extraction de composés bioactifs à partir de matières végétales a attiré l’attention en raison de leur sécurité et de leur comportement inerte avec les produits chimiques bioactifs végétaux. Cette étude explore l’extraction durable de composés phénoliques et d’antioxydants naturels à partir de la peau d’argent du café à l’aide de la méthode d’extraction assistée par micro-ondes (MAE) avec des solvants à base de polyols : glycérine, propylène glycol (PG), butylène glycol (BG), méthylpropanediol (MPD), isopentyldiol (IPD), pentylène glycol, 1,2-hexanediol et hexylène glycol (HG). Une analyse comparative a été effectuée sur les extractions par solvant conventionnelles et non conventionnelles, en mettant l’accent sur leur impact sur les composés bioactifs de l’EAM, englobant des paramètres tels que la teneur phénolique totale (TPC), la teneur totale en flavonoïdes (TFC) et les activités antioxydantes telles que le test de piégeage radical 1,1-diphényl-2-picrylhydrazyle (DPPH), le test de piégeage radical de l’acide 2,2-azino-bis(-3-éthylbenzothiazoline-6-sulfonique) (ABTS) et le test de piégeage antioxydant réducteur ferrique (FRAP). Les valeurs les plus élevées ont été observées pour le TPC avec l’extraction aqueuse au 1,2-hexanediol (échantillon de 52,0 ± 3,0 mg de GAE/g), le TFC avec l’extraction aqueuse au 1,2-hexanediol (échantillon de 20,0 ± 1,7 mg QE/g), le DPPH avec l’extraction aqueuse au HG (échantillon de 13,6 ± 0,3 mg TE/g), l’ABTS avec l’extraction aqueuse au pentylène glycol (échantillon de 8,2 ± 0,1 mg TE/g) et le FRAP avec l’extraction aqueuse au HG (échantillon de 21,1 ± 1,3 mg Fe (II)). Cette recherche vise à faire progresser la technologie d’extraction respectueuse de l’environnement grâce à des composants végétaux naturels, en favorisant la durabilité en minimisant l’utilisation de produits chimiques dangereux tout en réduisant la consommation de temps et d’énergie, avec des applications potentielles dans les cosmétiques.

Introduction

De nos jours, il existe une tendance mondiale à la prise de conscience environnementale dans l’industrie de la beauté, ce qui conduit les fabricants à se concentrer sur les technologies vertes pour extraire les composants végétaux à l’aide d’alternatives durables1. En règle générale, les solvants traditionnels tels que l’éthanol, le méthanol et l’hexane sont utilisés pour extraire les composants phénoliques végétaux et les antioxydants naturels2. Néanmoins, la présence de résidus de solvants dans les extraits de plantes présente un risque potentiel pour la santé humaine, induisant une irritation cutanée et oculaire3, notamment en ce qui concerne leur utilisation prévue en cosmétique. Par conséquent, il est difficile d’éliminer ces résidus de solvants des extraits, un processus qui nécessite un investissement considérable en temps, en énergie et en ressources humaines4. Récemment, l’eau surchauffée, les liquides ioniques, les solvants eutectiques profonds et les solvants biodérivés sont apparus comme des approches prometteuses pour l’extraction par solvant vert5. Cependant, leur utilisation est encore limitée par la séparation des produits dans les procédés aqueux. Pour répondre à ces enjeux, le développement d’extraits prêts à l’emploi apparaît comme une solution viable6.

Les polyols sont souvent utilisés dans les formulations cosmétiques en tant qu’humectants en raison de leur bonne polarité et de leur capacité à retenir l’humidité de l’environnement7. De plus, des polyols tels que la glycérine, le propylène glycol, le butylène glycol, le méthylpropanediol, l’isopentyldiol, le pentylène glycol, le 1,2-hexanediol et l’hexylène glycol peuvent être utilisés pour l’extraction de plantes. Ils sont considérés comme des solvants non toxiques, biodégradables, respectueux de l’environnement, non réactifs et sûrs pour l’extraction des plantes8. De plus, les polyols peuvent résister à la chaleur générée lors de l’extraction assistée par micro-ondes (MAE) en raison de leur point d’ébullition élevé et de leur polarité9. Ces polyols sont généralement reconnus comme des produits chimiques sûrs (GRAS) par la Food and Drug Administration (FDA) des États-Unis. Contrairement aux solvants conventionnels tels que l’éthanol ou le méthanol, qui peuvent nécessiter une élimination rigoureuse de l’extrait en raison de leurs effets potentiellement nocifs, les polyols offrent l’avantage de minimiser l’énergie, le temps et les coûts associés aux processus d’élimination des solvants10. Cela permet non seulement de rationaliser le processus d’extraction, mais aussi d’améliorer l’efficacité et la durabilité globales de la méthode d’extraction. Des recherches antérieures ont utilisé des polyols tels que le propylène glycol et le butylène glycol comme solvants dans l’extraction de composés bioactifs des fleurs de Camellia sinensis 10 et de la pulpe de café11, révélant un potentiel important pour leur rôle en tant que solvants alternatifs durables dans le processus d’extraction des plantes. Ainsi, le développement et l’optimisation continus d’un système de solvants polyols-eau offrent un potentiel de progrès significatifs en chimie verte et en pratiques industrielles durables.

En général, les composés bioactifs présents dans les plantes sont synthétisés sous forme de métabolites secondaires. Ces composés peuvent être classés en trois groupes principaux : les terpènes et les terpénoïdes, les alcaloïdes et les composés phénoliques12. Diverses méthodes d’extraction sont utilisées dans différentes conditions pour isoler des composés bioactifs spécifiques des plantes. Les composés bioactifs des matières végétales peuvent être extraits à l’aide de techniques conventionnelles ou non conventionnelles. Les méthodes traditionnelles comprennent la macération, l’extraction par reflux et l’hydrodistillation, tandis que les méthodes non conventionnelles comprennent l’extraction assistée par ultrasons, l’extraction assistée par enzymes, l’extraction assistée par micro-ondes (MAE), l’extraction assistée par champ électrique pulsé, l’extraction par fluide supercritique et l’extraction par liquide sous pression13. Ces méthodes non conventionnelles sont conçues pour améliorer la sécurité en utilisant des solvants et des auxiliaires plus sûrs, en améliorant l’efficacité énergétique, en empêchant la dégradation des composants bioactifs et en réduisant la pollution de l’environnement14.

De plus, le MAE fait partie des technologies vertes sophistiquées pour extraire les composés bioactifs des plantes. Les procédures d’extraction conventionnelles nécessitent beaucoup de temps, d’énergie et des températures élevées, ce qui, au fil du temps, peut dégrader les composés bioactifs sensibles à la chaleur13. Contrairement aux extractions thermiques conventionnelles, la MAE facilite l’extraction de composés bioactifs en générant un chauffage localisé dans l’échantillon, en perturbant les structures cellulaires et en améliorant le transfert de masse, augmentant ainsi l’efficacité de l’extraction des composés. La chaleur est transférée de l’intérieur des cellules végétales par des micro-ondes, qui agissent sur les molécules d’eau à l’intérieur des composants de la plante13. De plus, le MAE a progressé pour améliorer l’extraction et la séparation des composés actifs, augmenter le rendement du produit, améliorer l’efficacité de l’extraction, nécessiter moins de produits chimiques et économiser du temps et de l’énergie tout en empêchant la destruction des composés bioactifs15.

Cette recherche porte sur l’extraction de composés phénoliques végétaux et d’antioxydants naturels par extraction assistée par micro-ondes (MAE) en utilisant différents types de polyols comme solvants. La teneur totale en phénols (TPC), la teneur totale en flavonoïdes (TFC) et les activités antioxydantes (DPPH, ABTS et FRAP) des extraits MAE à base de polyols sont déterminées. De plus, l’EAM à base de polyols est comparé à l’utilisation de solvants conventionnels tels que l’eau et l’éthanol. Cette recherche devrait contribuer au développement d’une technologie d’extraction écologiquement durable pour les composants naturels, en promouvant la durabilité en réduisant la dépendance aux produits chimiques dangereux, en raccourcissant les temps de traitement et en minimisant la consommation d’énergie dans la production de matières premières pour des applications potentielles dans l’industrie cosmétique.

Protocole

Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation expérimentale

  1. Préparation d’échantillons de plantes
    1. Récupérez le café frais silverskin (Coffea arabica) et séchez-le à 60 °C dans un séchoir à plateaux pendant 72 h11.
    2. Broyez le café séché en une poudre fine à l’aide d’un moulin et conservez-le à température ambiante pour une analyse plus approfondie11.
      REMARQUE : Dans cette étude, des CS (C. arabica) frais ont été prélevés à Baan Doi Chang, dans le district de Mae Suai, à Chiang Rai, en Thaïlande. Le CS est un sous-produit obtenu pendant le processus de décorticage qui enlève la couche de parchemin des grains de café séchés après que les cerises ont été traitées pour enlever les couches extérieures du fruit16.
  2. Produits chimiques
    1. Utilisez des réactifs chimiques de qualité analytique, à l’exception des solvants de l’expérience.
      REMARQUE : Des solvants de qualité cosmétique ont été utilisés dans l’expérience.
    2. Utilisez les solvants (eau, éthanol, glycérine, propylène glycol, butylène glycol, hexylène glycol, isopentyldiol, 1-2 hexanediol, pentylène glycol et méthylpropanediol) pour l’extraction du CS avec MAE.

2. Processus d’extraction

  1. Préparation d’échantillons et de solvants
    1. Préparer l’échantillon et les solvants pour la procédure d’EDM conformément au protocole9 précédemment rapporté, avec quelques modifications.
    2. Préparez chaque solvant à une concentration de 60 % en diluant 60 ml de chaque solvant avec de l’eau distillée et en ajustant le volume à 100 ml pour les extractions en trois exemplaires.
      REMARQUE : Utilisez de l’eau distillée à 100% pour l’extraction de l’eau.
    3. Peser 0,67 g de CS et mélanger avec 20 mL de chaque solvant d’extraction dans un rapport de 1:30 dans un récipient de réaction (figure 1A) pour l’EAM.
      REMARQUE : La quantité maximale de solide-liquide pour chaque récipient est de 2 g d’échantillon et de 20 mL de solvant.
    4. Ajoutez une barre d’agitation magnétique à chaque récipient pour assurer une distribution uniforme de la chaleur et du solvant dans l’échantillon, améliorant ainsi l’efficacité du processus d’extraction et favorisant un meilleur rendement d’extraction.
      REMARQUE : Si des solvants non polaires sont appliqués au processus d’extraction, des barres d’agitation en téflon peuvent être utilisées à la place des barres d’agitation magnétiques pour fournir un chauffage efficace à travers le système à micro-ondes.
    5. Fermez fermement chaque récipient à l’aide d’un outil spécial (Figure 2) et placez tous les récipients dans la chambre MAE (Figure 1B).
  2. Configuration de l’instrument et de la procédure d’extraction assistée par micro-ondes
    1. Effectuez la procédure d’extraction selon le protocole de référence avec quelques modifications9.
    2. Ouvrez l’écran du moniteur pour configurer la méthode en cliquant sur l’icône de la boîte à outils dans la barre supérieure et en sélectionnant le rotor SK eT dans la section des accessoires (Figure 3A,B).
    3. Sélectionnez la vitesse d’agitation des barres d’agitation en cliquant sur la section de l’agitateur et en tapant 20 % (Figure 4A).
      REMARQUE : La vitesse d’agitation peut être sélectionnée de 0% à 100%.
    4. Cliquez sur le secteur de la serrure de la porte et réglez-le pour qu’il s’active à des températures supérieures à 80 °C (Figure 4B).
      REMARQUE : Ce réglage assure la fermeture automatique de la porte de la chambre lorsque la température interne dépasse 80 °C.
    5. Cliquez sur l’icône du tableau dans la barre supérieure (Figure 5A) et réglez le gradient de température (T1) sur une durée d’extraction de 10 min, une puissance micro-ondes de 1800 W et une température de 120 °C.
    6. Activez l’agitateur en cliquant sur le bouton de l’agitateur jusqu’à ce que le voyant vert apparaisse.
    7. Réglez la vitesse du ventilateur du ventilateur sur le niveau 3 (maximum) (Figure 5B).
    8. Pour maintenir le temps d’extraction, sélectionnez la température d’extraction souhaitée (T2) en réglant la durée d’extraction sur 15 min, la puissance des micro-ondes sur 1800 W et la température sur 120 °C.
    9. Réglez la vitesse de l’agitateur et du ventilateur comme indiqué aux sections 2.2.6 et 2.2.7 (Figure 5A,B).
      REMARQUE : La température maximale et la puissance des micro-ondes sont de 260 °C et 1800 W.
    10. Réglez le temps de refroidissement en cliquant sur le bouton de refroidissement situé dans le coin inférieur gauche de l’écran et en sélectionnant la durée de 10 min (Figure 6).
    11. Enregistrez la méthode en cliquant sur l’icône d’enregistrement dans le coin supérieur droit de l’écran (Figure 7A).
    12. Assurez-vous qu’après avoir enregistré les conditions de la méthode, le graphique des conditions d’extraction s’affiche à l’écran avec le bouton de lecture dans le coin inférieur droit (Figure 7B).
    13. Démarrez le processus d’extraction en choisissant le nombre de récipients utilisés (Figure 7C).
      REMARQUE : Jusqu’à 15 récipients peuvent être utilisés dans une extraction, et si le nombre souhaité de récipients est utilisé, assurez-vous que le placement équilibré des récipients dans la chambre.
    14. Après l’extraction, centrifuger les extraits à 4 °C, 9072 x g, pendant 15 min, à l’aide d’une centrifugeuse réfrigérée.
    15. Prélever le surnageant à l’aide d’une pipette en verre de 10 mL (figure 8) et le conserver à -20 °C au congélateur pour une étude plus approfondie.
      REMARQUE : Selon la taille des particules et la densité du résidu végétal, les extraits nécessiteront des temps de centrifugation plus longs (20-30 min).

3. Détermination des composés phénoliques

  1. Détermination de la teneur totale en phénols
    1. Déterminer la teneur phénolique totale des extraits CS en se référant au protocole avec quelques modifications17.
    2. Préparez une dilution 10 fois des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
    3. Mélangez 10 μL de l’échantillon dilué avec 20 μL de réactif de Folin-Ciocalteu non dilué et laissez-les réagir pendant 3 min.
    4. Ensuite, ajoutez 100 μL de solution de Na2CO3 à 7,5 % au mélange dans chaque puits d’une plaque de 96 puits.
    5. Préparez différentes concentrations pour la plage de concentration standard d’acide gallique (voir le tableau 1 et le tableau 2) en diluant avec de l’eau distillée.
    6. Mélangez-les avec 20 μL de réactif de Folin-Ciocalteu et laissez-les réagir pendant 3 min.
    7. Ensuite, ajoutez 100 μL de solution de Na2CO3 à 7,5 % au mélange dans chaque puits d’une plaque de 96 puits.
    8. Incuber la réaction pendant 30 minutes dans l’obscurité à température ambiante.
    9. Mesurer l’absorbance de la solution réactionnelle à 765 nm à l’aide d’un lecteur de microplaques (Figure 9A).
    10. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et de l’absorbance à 765 nm (figure 10A).
    11. Exprimer les résultats en mg d’équivalent d’acide gallique (GAE) par g de l’échantillon et calculer à l’aide de l’équation18 suivante :
      REMARQUE : mg d’équivalent d’acide gallique (GAE) par g d’échantillon = [((A765 - c) / m)) en μg d’équivalent d’acide gallique × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg à mg (1000)]
      où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
  2. Détermination de la teneur totale en flavonoïdes
    1. Déterminer la teneur totale en flavonoïdes de l’extrait de CS selon le protocole avec quelques modifications17.
    2. Préparez une dilution 5 fois plus importante des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
    3. Ajouter 50 μL de l’échantillon dilué à 15 μL de NaNO2 à 5 % et incuber dans l’obscurité pendant 5 min.
    4. Mélangez 15 μL de solution d’AlCl3 à 10 % avec la réaction et maintenez-la à température ambiante pendant 6 min.
    5. Ensuite, ajoutez 100 μL de solution de NaOH 1 M à la réaction et incubez pendant 10 minutes supplémentaires.
    6. Mesurer l’absorbance du mélange à 510 nm (Figure 9B).
    7. Préparez différentes concentrations de quercétine dans la gamme standard (voir les tableaux 3 et 4) en les ajoutant à 15 μL de NaNO2 à 5 % et en les laissant incuber dans l’obscurité pendant 5 min.
    8. Mélanger 15 μL de solution d’AlCl3 à 10 % avec la réaction et conserver à température ambiante pendant 6 min.
    9. Ajouter 100 μL de solution de NaOH 1 M à la réaction et incuber davantage pendant 10 min.
    10. Déterminer l’absorbance de l’étalon à 510 nm (figure 9B).
    11. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et de l’absorbance à 510 nm (figure 10B).
    12. Exprimer les résultats en mg d’équivalent quercétine (QE) par g de l’échantillon, calculés par l’équation19 comme suit :
      REMARQUE : mg d’équivalent quercétine (QE) par g d’échantillon = [((A510 - c) / m)) en μg d’équivalent quercétine × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Degré de dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg à mg (1000)]
      où, c = ordonnée à l’origine, m = pente

4. Détermination des activités antioxydantes

  1. Essai de piégeage radicalaire 1,1-Diphényl-2-Picryl-Hydrazil (DPPH)
    1. Déterminer l’activité de piégeage radicalaire DPPH de l’extrait de CS selon le protocole avec quelques modifications17.
    2. Préparez une dilution 10 fois des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
    3. Mélanger 20 μL d’échantillons dilués avec 135 μL de solution de DPPH à 0,1 mM.
    4. Préparez différentes concentrations de la plage de concentration standard de Trolox (veuillez consulter les tableaux 5 et 6) en mélangeant avec 135 μL de solution de DPPH 0,1 mM.
    5. Incuber le mélange à l’obscurité à température ambiante pendant 30 min.
    6. Mesurer l’absorbance de la résultante à 517 nm (Figure 9C).
    7. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et du pourcentage d’inhibition (figure 10C).
    8. Calculez le % d’inhibition du dosage de la DPPH comme suit :
      % d’inhibition = [(absorbance du témoin − absorbance de l’échantillon)/absorbance du témoin] × 100
    9. Exprimer les résultats en mg de la capacité antioxydante équivalente de Trolox par g de l’échantillon, calculés à l’aide de l’équation20 suivante :
      REMARQUE : mg d’équivalent Trolox (TE) par g d’échantillon = [((% d’inhibition-c) / m) en μg d’équivalent Trolox × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Degré de dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg à mg (1000)]
      où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
  2. Essai de piégeage radical de l’acide 2,2′-Azino-Bis-3-Ethylbenzthiazoline-6-Sulfonic (ABTS)
    1. Déterminer l’activité de piégeage radical ABTS de l’extrait CS à l’aide du protocole de référence avec quelques modifications17.
    2. Préparez la solution mère ABTS·+ en mélangeant 7 mM d’ABTS et 2,45 mM de persulfate de potassium (1:2) et incubez à l’obscurité à température ambiante pendant 16 h.
    3. Préparez la solution de travail en mélangeant 5 mL de solution mère ABTS·+ avec 100 mL d’eau désionisée.
    4. Mélanger 160 μL de solution de travail ABTS·+ avec 10 μL d’échantillon 10 fois dilué ou d’étalon Trolox à différentes concentrations (voir tableau 7 et tableau 8).
    5. Incuber la réaction dans l’obscurité à température ambiante pendant 30 min.
    6. Déterminer l’absorbance du mélange à 734 nm (Figure 9D).
    7. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et du pourcentage d’inhibition (figure 10D).
    8. Calculer le pourcentage d’inhibition du test ABTS à l’aide de la formule suivante :
      % d’inhibition = [(absorbance du témoin - absorbance de l’échantillon) / absorbance du témoin] × 100.
      1. Exprimer les résultats en mg de la capacité antioxydante équivalente de Trolox par g de l’échantillon, calculés à l’aide de l’équation21 suivante :
        REMARQUE : mg d’équivalent Trolox (TE) par g d’échantillon = [((% d’inhibition - c) / m)) en μg d’équivalent Trolox × Volume total dans le puits de réaction (mL) x Dilution × poids de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg en mg (1000)]
        où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
  3. Dosage du pouvoir antioxydant réducteur ferrique (FRAP)
    1. Déterminer l’activité antioxydante ferrique-réductrice de l’extrait de CS selon le protocole avec quelques modifications17.
    2. Préparez le réactif FRAP à l’aide d’un tampon d’acétate de 30 mM à pH 3,6, qui est un mélange de 10 mM de solution TPTZ dans 40 mM de HCl et de 20 mM de FeCl3,6H 2O dans un rapport de 10:1:1.
    3. Placez le réactif FRAP dans une bouteille ambrée jusqu’à ce que vous en ayez besoin.
      REMARQUE : Assurez-vous que le réactif FRAP est brun. S’il est contaminé par des ions métalliques ou d’autres composés réactifs, le réactif deviendra violet et devra être jeté. N’utilisez que des réactifs fraîchement préparés.
    4. Préparez une dilution 5 fois des échantillons en les diluant avec de l’eau distillée.
    5. Ajouter 10 μL de l’échantillon dilué ou 20 μL de FeSO4.7H 2O à différentes concentrations étalons (tableau 9 et tableau 10) à 180 μL de la solution FRAP.
    6. Incuber la réaction à température ambiante pendant 4 min.
    7. Évaluer l’absorbance du mélange à 593 nm (Figure 9E).
    8. Tracer la courbe d’étalonnage de l’étalon à l’aide des concentrations de l’étalon et de l’absorbance à 593 nm (figure 10E).
    9. Exprimer les résultats en mg de FeSO4 par g de l’échantillon, calculés à l’aide de l’équation21 suivante :
      REMARQUE : mg d’équivalent FeSO4 (Fe (II) E) par g d’échantillon = [((A593 - c) / m)) en μg d’équivalent FeSO4 × Volume total dans le puits de réaction (mL) x × de dilution de l’échantillon sec (1 g) x Volume résultant de l’extrait (mL)] / [(Volume de l’échantillon ajouté dans chaque puits (mL) x Poids réel de l’échantillon sec (g) × facteur de conversion de μg en mg (1000)]
      où, c = ordonnée à l’origine, m = pente
  4. Effectuer tous les tests (TPC, TFC, DPPH, ABTS et FRAP) de chaque échantillon en trois exemplaires. Dans cette étude, l’eau a été utilisée comme blanc pour la plupart des essais, à l’exception de la DPPH, où l’éthanol a servi de blanc pour traiter l’absorbance de fond.

5. Analyse statistique

  1. Utilisez le logiciel SPSS pour effectuer une analyse statistique des données expérimentales.
  2. Effectuez le test de normalité à l’aide du test de Shapiro-Wilk.
  3. Comparez les substances bioactives et les activités antioxydantes de l’extrait de MAE CS à base de polyols et des extraits de MAE CS conventionnels à base de solvants à l’aide de l’ANOVA à un facteur avec les tests à plusieurs gammes de Duncan.
  4. Exprimer toutes les données en moyenne ± en écart-type (n = 3) et définir le niveau de signification à p < 0,05.

Résultats

Effet des solvants polyols et des solvants conventionnels sur la teneur totale en phénols, la teneur totale en flavonoïdes, les dosages antioxydants DPPH, FRAP et ABTS
La polarité du solvant doit être compatible avec celle des molécules actives ciblées afin d’améliorer l’efficacité d’extraction des substances bioactives des plantes22. Des expériences ont été menées à l’aide de divers solvants (eau, éthanol, glycérine, propylène glycol, butylène glycol, méthylpropanediol, isopentyldiol, pentylène glycol, 1,2-hexanediol et hexylène glycol) pour évaluer leur impact sur les composés bioactifs et les activités antioxydantes de l’extrait de peau d’argent du café MAE.

Effet des solvants polyols et des solvants conventionnels sur la teneur totale en phénols
La teneur totale en phénols de chaque extraction avec différents solvants a été analysée. La teneur en phénols la plus élevée a été observée dans les échantillons contenant du 1,2-hexanédiol aqueux (52,0 ± 3,0 mg de GAE/g dans un échantillon), tandis que la NPT la plus faible a été révélée dans des échantillons ayant été obtenus à l’eau (31,4 ± 4,3 mg de GAE/g dans un échantillon), et ces valeurs étaient significativement différentes de celles de toutes les autres affections. Les échantillons contenant du pentylène glycol aqueux ont donné la deuxième valeur TPC la plus élevée, suivis des échantillons contenant du butylène glycol aqueux, du méthylpropanediol et d’autres systèmes de solvants (figure 11A). En comparant des échantillons avec des solvants conventionnels (système eau et éthanol aqueux) et des échantillons avec des solvants à base de polyols, des différences significatives dans les valeurs de TPC peuvent être observées (p < 0,05).

Effet des solvants polyols et des solvants conventionnels sur la teneur totale en flavonoïdes
La teneur totale en flavonoïdes de chaque extraction avec différents solvants a été analysée. La teneur en flavonoïdes la plus élevée a été obtenue dans les échantillons contenant du 1,2-hexanédiol aqueux (échantillon de 20,0 ± 1,7 mg QE/g), démontrant une différence significative par rapport à celle de tous les autres extraits. Les échantillons contenant de l’isopentydiol aqueux ont révélé la valeur de TFC la plus faible (8,8 ± 0,7 mg QE/g échantillon), qui n’était pas significativement différente de celle des extraits aqueux de méthyl propane et d’éthanol aqueux. De plus, la deuxième valeur de TFC la plus élevée a été trouvée dans l’échantillon avec du pentylène glycol aqueux, suivi de l’hexylène glycol aqueux, du propylène glycol aqueux, du butylène glycol aqueux et de la glycérine aqueuse (figure 11B).

Effet des solvants polyols et des solvants conventionnels sur les dosages antioxydants
Les activités antioxydantes des extraits avec des polyols et des solvants conventionnels ont été évaluées à l’aide de dosages DPPH, ABTS et FRAP. La valeur la plus élevée pour le dosage de la DPPH a été mesurée dans des échantillons contenant de l’hexylène glycol aqueux (13,6 ± 0,3 mg TE/g dans un échantillon) et la plus faible dans des échantillons contenant de l’éthanol aqueux (4,5 ± 0,2 mg de GAE/g dans un échantillon), et ces valeurs étaient significativement différentes de celles des autres extraits (p < 0,05). Les deuxièmes valeurs les plus élevées de DPPH ont été observées dans des échantillons contenant du 1,2-hexanediol aqueux, suivis du pentylène glycol aqueux, du méthylpropane aqueux et d’autres systèmes de solvants (figure 11C).

La valeur ABTS la plus élevée a été mesurée dans des échantillons contenant du pentylène glycol aqueux (échantillon de 8,2 ± 0,1 mg TE/g) et la plus faible dans des échantillons contenant de l’eau (échantillon de 5,6 ± 0,04 mg de GAE/g), et ces valeurs étaient significativement différentes de celles des autres extraits (p < 0,05). Les deuxièmes valeurs ABTS les plus élevées ont été détectées dans le butylène glycol aqueux et le 1,2-hexanediol aqueux, suivis par des échantillons contenant de la glycérine aqueuse, du méthylpropane aqueux et d’autres systèmes de solvants (figure 11D).

Les valeurs FRAP les plus élevées ont été observées dans les échantillons contenant de l’hexylène glycol aqueux (21,1 ± 1,3 mg Fe (II) E/g et les plus faibles dans l’extraction à l’eau (11,5 ± 0,2 Fe (II) E/g échantillon), ces valeurs étant significativement différentes (p < 0,05) pour les solvants restants. De plus, les deuxièmes valeurs FRAP les plus élevées ont été trouvées dans des échantillons contenant du pentylène glycol aqueux, suivis du butylène glycol aqueux, de la glycérine aqueuse et d’autres systèmes de solvants (figure 11E).

Lorsque l’on compare les activités antioxydantes des échantillons avec celles des solvants conventionnels (eau et éthanol aqueux), ceux contenant des polyols ont montré des activités antioxydantes significativement plus élevées dans tous les tests antioxydants (DPPH, ABTS et FRAP) (p < 0,05).

figure-results-1
Figure 1 : Réaction dans des récipients expérimentaux et la chambre MAE. (A) L’échantillon et le solvant sont ajoutés dans le récipient intercouche blanc d’un récipient en téflon avant l’extraction. (B) Chaque récipient est placé à l’intérieur de la chambre à micro-ondes avant de commencer l’extraction. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Outils spéciaux pour la fermeture des cuves de réaction. Après avoir ajouté l’échantillon et le solvant dans le récipient en téflon, les couvercles sont appliqués sur le dessus du récipient, placés dans le support du récipient et solidement fixés à l’aide des outils. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Méthode d’extraction. (A) Méthode d’extraction, créée en entrant dans la section méthode. (B) L’accessoire SK eT est utilisé pour le processus MAE. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-4
Figure 4 : Réglage de la vitesse d’agitation et de la fonction de verrouillage de la porte. (A) Les barres d’agitation magnétiques à l’intérieur de chaque récipient peuvent être activées en choisissant la vitesse d’agitation. (B) La fonction de verrouillage de la porte limite la température, ce qui permet d’ouvrir la chambre après l’extraction. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-5
Figure 5 : Réglage des conditions d’extraction. (A) Entrer l’icône du tableau et régler les conditions d’extraction telles que le temps, la température et la puissance des micro-ondes. (B) Ouverture du bouton de l’agitateur et choix de la vitesse du ventilateur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-6
Figure 6 : Réglage du temps de refroidissement. Application du temps de refroidissement pour réduire la température intérieure dans la chambre MAE. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-7
Figure 7 : Démarrage du processus d’extraction. (A) Enregistrement de la méthode créée pour l’extraction. (B) Cliquez sur l’icône de lecture pour lancer le processus d’extraction. (C) Choisir le nombre de récipients pour commencer l’extraction. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-8
Figure 8 : Image de l’extrait final après extraction à l’aide de l’EAM. Obtention du surnageant après centrifugation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-9
Figure 9 : Les 96 plaques de puits pour déterminer l’activité de balayage TPC, TFC, DPPH, l’activité de balayage ABTS et le dosage FRAP des extraits. (A) Détermination de la TPC pour la plaque étalon d’acide gallique à partir d’une concentration de 2,5 à 75 μg/mL et d’extraits d’échantillons. (B) Détermination de la TFC pour la plaque étalon de quercétine à partir de concentrations de 2,5 à 50 μg/mL et dosage de la TFC pour mesurer les extraits d’échantillons. (C) Détermination de l’activité de balayage de la DPPH pour la plaque étalon Trolox à partir de concentrations de 0,25 à 12,5 μg/mL et de la plaque de détection de l’activité de balayage de la DPPH d’extraits d’échantillons. (D) Détermination de l’activité de balayage ABTS pour la plaque étalon Trolox à partir de concentrations de 0,25 à 5 μg/mL et la plaque de détection de l’activité de balayage ABTS d’extraits d’échantillons. (E) Détermination du dosage FRAP pour la plaque étalon FeSO4 à partir de concentrations de 0,25 à 10 μg/mL et de la plaque de détection FRAP d’extraits d’échantillons. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-10
Figure 10 : Courbes d’étalonnage standard pour l’activité de balayage TPC, TFC, DPPH, l’activité de balayage ABTS et le test FRAP. (A) Courbe standard de détermination de TPC, tracée par les concentrations de l’étalon d’acide gallique et l’absorbance à A765. (B) La courbe standard pour la détermination de la TFC, tracée par les concentrations de l’étalon de quercétine et l’absorbance à A510. (C) La courbe standard pour déterminer l’activité de balayage de la DPPH, tracée par les concentrations de l’étalon Trolox et le % d’inhibition. (D) La courbe standard pour déterminer l’activité de balayage de l’ABTS, tracée par les concentrations de l’étalon Trolox et le % d’inhibition. (E) La courbe standard pour la mesure de l’essai FRAP, tracée par les concentrations de l’étalon de sulfate ferreux et l’absorbance à A593. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-11
Figure 11 : Effet des types de solvants sur l’activité de piégeage du TPC, TFC, DPPH, de l’ABTS et du dosage FRAP dans l’EAM du cuir argentique du café. (A) L’effet des types de solvants sur la teneur phénolique totale. (B) L’effet des types de solvants sur la teneur totale en flavonoïdes. (C) L’effet des types de solvants sur l’activité de piégeage de la DPPH. (D) L’effet des types de solvants sur l’activité de balayage de l’ABTS. (E) L’effet des types de solvants sur le dosage FRAP. Les valeurs sont indiquées sous forme de moyenne ± d’écart-type (n = 3). Les valeurs avec des lettres en exposant différentes expriment une différence statistiquement significative (p < 0,05). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tableau 1 : Préparation de la courbe standard de l’acide gallique. Préparation de la plage de concentration standard de 2,5 à 75 μg/mL dans la plaque à 96 puits. B = blanc, 1-7 = nombre de puits sur la plaque de 96 puits. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 2 : Calcul de la concentration finale des étalons d’acide gallique Préparation de la plage de concentration standard de 2,5 à 75 μg/mL. Les concentrations finales (μg/mL) d’acide gallique sont calculées en conséquence. Concentration finale (μg/mL) = (Concentration initiale (mg/mL) × Volume initial (μL) / volume final (μL)) × (1000 μg/1 mg). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 3 : Préparation de la courbe standard de quercétine. Préparation de la plage de concentration standard de 2,5 à 50 μg/mL dans la plaque à 96 puits. B = blanc, 1-7 = nombre de puits sur la plaque de 96 puits. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 4 : Tableau final de calcul de la concentration pour les étalons de quercétine. Préparation de la plage de concentration standard de 2,5 à 50 μg/mL. Les concentrations finales (μg/mL) de quercétine sont calculées en conséquence. Concentration finale (μg/mL) = (Concentration initiale (mg/mL) × Volume initial (μL) / Volume final (μL)) × (1000 μg/1 mg). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 5 : Préparation de la courbe standard Trolox dans la plage de concentration de 0,25 à 12,5 μg/mL. Préparation de la plage de concentration standard de 0,25 à 12,5 μg/mL dans la plaque à 96 puits. B = blanc, C = contrôle, 1-7 = nombre de puits sur la plaque de 96 puits. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 6 : Calcul final de la concentration des étalons Trolox pour le dosage de la DPPH. Préparation de la plage de concentration standard de 0,25 à 12,5 μg/mL, y compris les concentrations finales (μg/mL) de Trolox. Concentration finale (μg/mL) = (Concentration initiale (mg/mL) × Volume initial (μL) / Volume final (μL)) × (1000 μg/1 mg). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 7 : Préparation de la courbe standard Trolox dans la plage de concentration de 0,25 à 5 μg/mL. Préparation de la plage de concentration de l’étalon de base de 0,25 à 5 μg/mL dans la plaque à 96 puits. B = blanc, C = contrôle, 1-7 = nombre de puits sur la plaque de 96 puits. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 8 : Calcul final de la concentration des étalons Trolox pour le dosage ABTS. Préparation de la plage de concentration standard de 0,25 à 5 μg/mL, y compris les concentrations finales (μg/mL) de Trolox. Concentration finale (μg/mL) = (Concentration initiale (mg/mL) × Volume initial (μL) / Volume final (μL)) × (1000 μg/1 mg). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 9 : Tableau final de calcul de la concentration pour les normes FeSO4 . Préparation de la préparation de la plage de concentration standard de 2,5 à 100 μg/mL, y compris les concentrations finales (μg/mL) de FeSO4. Concentration finale (μg/mL) = (Concentration initiale (mg/mL) × Volume initial (μL) / Volume final (μL)) × (1000 μg/1 mg). Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 10 : Préparation de la courbe standard FeSO4 . Préparation de la plage de concentration standard de 0,25 à 10 μg/mL dans la plaque à 96 puits. B = blanc. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Discussion

Divers facteurs jouent un rôle crucial dans la mise en œuvre réussie de l’EDM, tels que le contenu phytochimique des composants végétaux, la durée d’extraction, la température, la puissance des micro-ondes, le rapport solide-liquide et la concentration en solvant13. Les plantes présentent généralement des profils variables de composés phytochimiques ; Par conséquent, la sélection de plantes naturelles riches en antioxydants et en composés phénoliques est essentielle23. De plus, les constituants bioactifs distincts présentent une variété de polarités en fonction du solvant utilisé. De même, les solvants présentent des polarités différentes. Étant donné que la polarité des solvants joue un rôle crucial dans la détermination de l’efficacité de l’extraction des composés bioactifs à partir de matières premières, il est impératif que la polarité du solvant s’aligne sur celle des molécules bioactives ciblées24.

Dans cette étude, divers polyols ont été utilisés pour extraire les polyphénols et les antioxydants de la peau d’argent du café à l’aide de MAE. Les polyphénols sont principalement polaires, et les solvants à haute polarité améliorent généralement le rendement des composés phénoliques25. Par rapport aux échantillons avec de l’eau et de l’éthanol, ceux utilisant différents polyols ont démontré une efficacité plus élevée dans toutes les réponses mesurées, y compris le TPC, le TFC et les tests antioxydants tels que DPPH, ABTS et FRAP. Des études antérieures confirment que les mélanges aqueux-polyols peuvent améliorer le rendement d’extraction des composés bioactifs par rapport aux mélanges aqueux-éthanol 9,10,11. Lors de la comparaison de différents polyols, les échantillons avec un système aqueux-polyol spécifique n’ont pas donné la valeur la plus élevée. Cependant, il est intéressant de noter que les échantillons contenant du 1,2-hexanediol aqueux ont donné les valeurs les plus élevées dans les dosages TPC et TFC. Pendant ce temps, ceux avec de l’hexylène glycol aqueux ont donné les valeurs les plus élevées dans les tests DPPH et FRAP, et l’extrait aqueux de pentylène glycol a montré les valeurs les plus élevées dans le test ABTS. La variation des valeurs obtenues à partir de différents tests tels que TPC, TFC, DPPH, ABTS et FRAP dans des systèmes de polyols aqueux peut être attribuée à plusieurs facteurs, y compris les caractéristiques distinctives des polyols utilisés. Les polyols présentent des différences de viscosité, de polarité et de points d’ébullition, influençant directement leur efficacité dans l’extraction de composés bioactifs à partir de matières végétales26. Une explication potentielle peut être attribuée au principe « Comme dissous semblable », dans lequel le système de solvant particulier est le plus approprié pour faciliter le transfert de masse de composés bioactifs particuliers27. Cela souligne l’importance de choisir un solvant dont la polarité correspond à celle du composé bioactif ciblé.

Une autre raison possible pourrait être le fait que la différence dans le nombre de groupes hydroxyles (-OH) présents dans le solvant a un impact significatif sur le rendement des composés phénoliques28. Parmi ces polyols, seule la glycérine contient trois groupes -OH, tandis que les polyols restants de cette étude contiennent deux groupes -OH. Les solvants avec un nombre plus élevé de groupes -OH ont tendance à présenter une viscosité plus élevée par rapport à ceux avec moins de29. Une viscosité élevée peut entraver le transfert efficace des composés actifs pendant le processus d’extraction, réduisant ainsi le rendement global. De plus, la constante diélectrique d’un solvant, étroitement liée à sa polarité, joue un rôle crucial dans la détermination de sa capacité à dissoudre les solutés polaires ou non polaires. Les solvants avec des constantes diélectriques plus élevées sont plus aptes à dissoudre les solutés polaires, et ceux avec des constantes plus faibles conviennent mieux aux solutés non polaires30. Parmi les polyols, la glycérine présente une constante diélectrique comparativement élevée de 41,14, tandis que l’hexylène glycol, le pentylène glycol et le 1,2-hexanediol présentent des constantes diélectriques inférieures de 25,86, 17,31 et 15,45, respectivement31,32. Les résultats de cette étude suggèrent que les composés bioactifs de l’échantillon peuvent englober des constituants faiblement polaires.

L’efficacité de l’extraction peut être améliorée en optimisant la sélection et la composition des solvants, et d’autres expériences peuvent être nécessaires pour identifier le système de solvant le plus approprié. Bien que l’étude présente un potentiel, elle est limitée par le fait qu’elle se concentre uniquement sur l’extraction assistée par micro-ondes avec des polyols et par son évaluation restreinte d’autres variables, notamment la durée d’extraction, la température, la concentration en solvant, le rapport solide-liquide et la puissance d’extraction. De plus, une étude mécaniste est nécessaire pour comprendre comment les polyols fonctionnent en raison de leurs constantes diélectriques variées, impactant directement leur solubilité des solutés polaires ou non polaires. Les différences de constantes diélectriques entre les polyols soulignent l’importance d’étudier leurs mécanismes spécifiques dans l’extraction des composés bioactifs. De telles recherches offriraient des informations précieuses sur les interactions solvant-soluté, aidant à l’optimisation et à la sélection des systèmes de solvants pour des processus d’extraction efficaces.

En ce qui concerne le processus d’EDI, il existe certaines limites. Bien que l’EAM puisse fournir un chauffage rapide, un contrôle précis de la température peut être difficile, ce qui peut entraîner une surchauffe et la dégradation de composés sensibles à la chaleur33. Cependant, le réglage de la puissance des micro-ondes pour le gradient et la température d’extraction peut être réglé sur la même puissance des micro-ondes pour éviter la frustration de la température pendant l’extraction. De plus, l’EAM présente des limites par rapport aux composants sensibles à la chaleur. Cependant, la technologie avancée Ethos X MAE peut minimiser le risque de détérioration en favorisant un chauffage efficace à une durée plus courte grâce au chauffage diélectrique34. Chaque récipient de la chambre MAE a sa propre capacité maximale limitée en solides et liquides. Le rapport solide-liquide au-dessus de cette limitation peut également influencer considérablement la concentration des extraits11. La dissolution entre le solvant et le soluté peut être favorisée à l’aide de barres d’agitation, ce qui peut conduire à une extraction efficace et à un rendement plus élevé35. De plus, les composés phénoliques et flavonoïdes extraits extraits peuvent être vérifiés par des analyses supplémentaires, telles que la spectrométrie de masse triple quadripolaire par chromatographie liquide (LC-QQQ) et la spectrométrie de masse quadripolaire à temps de vol par chromatographie liquide (LC-QTOF), afin d’établir la présence de composés bioactifs spécifiques et leurs quantités respectives36.

L’extraction des polyphénols et des antioxydants du café à l’aide de polyols aqueux par MAE a démontré une efficacité supérieure par rapport aux extraits aqueux à l’eau et à l’éthanol. D’après les résultats obtenus à partir de l’EAM à base de polyols des extraits CS, il a été observé que l’utilisation des systèmes aqueux-hexylène-glycol, aqueux-1,2-hexanediol et aqueux-pentylèneglycol a entraîné des rendements d’extraction significativement plus élevés de composés bioactifs et de capacités antioxydantes. De plus, ces résultats soulignent le potentiel d’utilisation de ces composés extraits pour des analyses d’investigation ultérieures. L’utilisation de polyols comme solvants verts pour l’extraction de composés bioactifs à partir de matières végétales par MAE promet des avantages environnementaux et un rendement accru en composés bioactifs, offrant une approche durable avec un potentiel d’utilisation dans des applications cosmétiques.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été financée par l’Université Mae Fah Luang. Les auteurs tiennent à remercier l’Institut du thé et du café de l’Université de Mae Fah Luang d’avoir facilité la connexion entre les chercheurs et les agriculteurs locaux concernant l’acquisition d’échantillons de café argenté.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1,2-hexanediolChanjao Longevity Co., Ltd.
2,2 -Azino-bis 3 Sel diammonique d’acide éthylbenzothiazoline-6-sulfonique (ABTS)SigmaA1888
2,2-Diphényl-1-picrylhydrazyle (DPPH)SigmaD9132
2,4,6-Tri(2-pyridyl)-s-triazine (TPTZ)Sigma93285
2-Balance numériqueOhausPioneer
4-Balance numériqueDenverSI-234
Acide 6-hydroxy-2,5,7,8 tétraméthylchromane-2-carboxylique (Trolox)Sigma238813
Plaque à 96 puitsSPL Sciences de la vie
Éthanol absoluRCI Labscan64175
Acide acétiqueRCI Labscan64197
Chlorured’aluminium Loba Chemie898
Automatique pipetteLabnetBiopett
Butylène glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Ethos X extraction par micro-ondes avancéeMilestone Srl, Sorisole, Italie
Sulfate ferreuxAjex Finechem3850
Réactif de Folin-CiocalteuLoba Chemie3870
Congélateur SFSanyoC697(GYN)
Acide galliqueSigma398225
GrinderOu Hardware Products Co., Ltd
Hexylène glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Acide chlorhydrique (37 %)RCI LabscanAR1107
Chlorure de fer (III)Loba Chemie3820
IsopentyldiolChanjao Longevity Co., Ltd.
MéthanolRCI Labscan67561
Méthylpropanediol  ;Chanjao Longevity Co., Ltd.
Pentylène glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
Persulfatede potassium Loba Chemie5420
Propylène glycolChanjao Longevity Co., Ltd.
QuercétineSigmaQ4951
Centrifugeuse réfrigéréeHettich
Acétate de sodiumLoba Chemie5758
Carbonate de sodiumLoba Chemie5810
Hydroxyde de sodiumRCI LabscanAR1325
Nitrite de sodiumLoba Chemie5954
SPECTROstar Nano lecteur de microplaquesBMG- LABTECH
SPSS softwareIBM SPSS Statistics 20
Séchoir à plateauxFrance EtuvesXUE343

Références

  1. Wawoczny, A., Gillner, D. The most potent natural pharmaceuticals, cosmetics, and food ingredients isolated from plants with deep eutectic solvents. J Agric Food Chem. 71 (29), 10877-10900 (2023).
  2. Syukur, M., Prahasiwi, M. S., Yuliani, S., Purwaningsih, Y., Indriyanti, E. Profiling of active compounds of extract ethanol, n-hexane, ethyl acetate and fraction ethanol of star anise (Illicium verum hook. F.) and determination of total flavonoids, total phenolics and their potential as antioxidants. Sci Technol Indones. 8 (2), 219-226 (2023).
  3. Supjaroenporn, C., Khongcharoen, P., Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Studying the optimization, characterization, and antioxidant activities of phenolic extracts extracted from Rhus chinensis Mill. Leaf using microwave-assisted extraction system with glycerol as a green solvent. Curr Bioact Compd. 20 (3), 68-82 (2024).
  4. Gasser, M. S., Abdel Rahman, R. O. Sustainability of solvent extraction techniques in pollution prevention and control. Handbook of advanced approaches towards pollution prevention and control. , Elsevier. 33-66 (2021).
  5. Płotka-Wasylka, J., Rutkowska, M., Owczarek, K., Tobiszewski, M., Namieśnik, J. Extraction with environmentally friendly solvents. TrAC, Trends Anal Chem. 91, 12-25 (2017).
  6. Queffelec, J., Beraud, W., Torres, M. D., Domínguez, H. Advances in obtaining ready-to-use extracts with natural solvents. Sustain Chem Pharm. 38, 101478(2024).
  7. Can Karaca, A., Erdem, I. G., Ak, M. M. Effects of polyols on gelation kinetics, gel hardness, and drying properties of alginates subjected to internal gelation. LWT. 92, 297-303 (2018).
  8. Nastasi, J. R., Daygon, V. D., Kontogiorgos, V., Fitzgerald, M. A. Qualitative analysis of polyphenols in glycerol plant extracts using untargeted metabolomics. Metabolites. 13 (4), 566(2023).
  9. Khat-Udomkiri, N., Gatnawa, G., Boonlerd, N., Myo, H. Valorization of Camellia sinensis flowers in cosmetic and pharmaceutical applications: Optimization of microwave-assisted glycerin extraction. Waste Biomass Valori. 15, 323-335 (2023).
  10. Myo, H., Yaowiwat, N., Pongkorpsakol, P., Aonbangkhen, C., Khat-Udomkiri, N. Butylene glycol used as a sustainable solvent for extracting bioactive compounds from Camellia sinensis flowers with ultrasound-assisted extraction. ACS omega. 8 (5), 4976-4987 (2023).
  11. Myo, H., Khat-Udomkiri, N. Optimization of ultrasound-assisted extraction of bioactive compounds from coffee pulp using propylene glycol as a solvent and their antioxidant activities. Ultrason Sonochem. 89, 106127(2022).
  12. Twaij, B. M., Hasan, M. N. Bioactive secondary metabolites from plant sources: Types, synthesis, and their therapeutic uses. Int J Plant Biol. 13 (1), 4-14 (2022).
  13. Bitwell, C., Sen, I. S., Luke, C., Kakoma, M. K. A review of modern and conventional extraction techniques and their applications for extracting phytochemicals from plants. Sci Afr. 19, e01585(2023).
  14. Chakrabortty, S., et al. Recent advances in food biotechnology. Kumar, A., Patruni, K., Singh, V. , Springer Nature Singapore. Singapore. 353-370 (2022).
  15. Fan, L., et al. Mechanochemical assisted extraction as a green approach in preparation of bioactive components extraction from natural products - A review. Trends Food Sci Technol. 129, 98-110 (2022).
  16. Bessada, S. M., C Alves, R., Pp Oliveira, M. B. Coffee silverskin: A review on potential cosmetic applications. Cosmetics. 5 (1), 5(2018).
  17. Myo, H., Nantarat, N., Khat-Udomkiri, N. Changes in bioactive compounds of coffee pulp through fermentation-based biotransformation using Lactobacillus plantarum TISTR 543 and its antioxidant activities. Fermentation. 7 (4), 292(2021).
  18. Molole, G. J., Gure, A., Abdissa, N. Determination of total phenolic content and antioxidant activity of Commiphora mollis (oliv). Engl. Resin. BMC Chem. 16 (1), 48(2022).
  19. Barku, V., Opoku-Boahen, Y., Owusu-Ansah, E., Mensah, E. Antioxidant activity and the estimation of total phenolic and flavonoid contents of the root extract of Amaranthus spinosus. Asian J Plant Sci Res. 3 (1), 69-74 (2013).
  20. Samarasiri, M., Chandrasiri, T., Wijesinghe, D., Gunawardena, S. Antioxidant capacity and total phenolic content variations against Morinda citrifolia L. fruit juice production methods. Int J Food Eng. 5, 293-299 (2019).
  21. Rumpf, J., Burger, R., Schulze, M. Statistical evaluation of DPPH, ABTS, FRAP, and Folin-Ciocalteu assays to assess the antioxidant capacity of lignins. Int J Biol Macromol. 233, 123470(2023).
  22. Lainez-Cerón, E., Ramírez-Corona, N., Jiménez-Munguía, M. T., Palou, E., López-Malo, A. Extraction of bioactive compounds from plants by means of new environmentally friendly solvents. Research and technological advances in food science. , Academic Press. 301-332 (2022).
  23. Yu, M., Gouvinhas, I., Rocha, J., Barros, A. I. R. N. A. Phytochemical and antioxidant analysis of medicinal and food plants towards bioactive food and pharmaceutical resources. Sci Rep. 11 (1), 10041(2021).
  24. Lefebvre, T., Destandau, E., Lesellier, E. Selective extraction of bioactive compounds from plants using recent extraction techniques: A review. J Chromatogr A. 1635, 461770(2021).
  25. Nandasiri, R., Eskin, N. M., Thiyam-Höllander, U. Antioxidative polyphenols of canola meal extracted by high pressure: Impact of temperature and solvents. J Food Sci. 84 (11), 3117-3128 (2019).
  26. Jha, A. K., Sit, N. Extraction of bioactive compounds from plant materials using combination of various novel methods: A review. Trends Food Sci Technol. 119, 579-591 (2022).
  27. Czarnecki, M. A., et al. Solvent effect on the competition between weak and strong interactions in phenol solutions studied by near-infrared spectroscopy and DFT calculations. Phys Chem Chem Phys. 23 (35), 19188-19194 (2021).
  28. Lu, W., Mackie, C. J., Xu, B., Head-Gordon, M., Ahmed, M. A computational and experimental view of hydrogen bonding in glycerol water clusters. J Phys Chem A. 126 (10), 1701-1710 (2022).
  29. Fan, C., Liu, Y., Sebbah, T., Cao, X. A theoretical study on terpene-based natural deep eutectic solvent: Relationship between viscosity and hydrogen-bonding interactions. Glob Chall. 5 (3), 2000103(2021).
  30. Liese, S., Schlaich, A., Netz, R. R. Dielectric constant of aqueous solutions of proteins and organic polymers from molecular dynamics simulations. J Chem Phys. 156 (22), 224903(2022).
  31. Noreland, E., Gestblom, B., Sjöblom, J. Dielectric relaxation studies of 1-hexanol and 1, 2-hexanediol in heptane. J Solution Chem. 18, 303-312 (1989).
  32. Wohlfarth, C. Permittivity (dielectric constant) of liquids. CRC Handbook of Chemistry and Physics. 6, http://webdelprofesor.ula.ve/ciencias/isolda/libros/handbook.pdf (1994).
  33. Dean, J. R. Extraction techniques for environmental analysis. , John Wiley & Sons. (2022).
  34. Nour, A. H., Oluwaseun, A. R., Nour, A. H., Omer, M. S., Ahmed, N. Microwave-assisted extraction of bioactive compounds. Microwave heating. Electromagnetic fields causing thermal and non-thermal effects. , https://www.intechopen.com/books/10089 1-31 (2021).
  35. David, F., Ochiai, N., Sandra, P. Stir bar sorptive extraction: A versatile, sensitive and robust technique for targeted and untargeted analyses. Evolution of solid-phase microextraction technology. , https://www.intechopen.com/books/10089. (2023).
  36. López-Fernández, O., et al. Determination of polyphenols using liquid chromatography-tandem mass spectrometry technique (LC-MS/MS): A review. Antioxidants. 9 (6), 479(2020).

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Solvants base de polyolsactivit antioxydantepellicule argent e du cafextraction verteteneur totale en compos s ph noliquesessai DPPHteneur en flavono des

Articles connexes