Article de méthode

Préparation d’un modèle modifié pour la reperfusion de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne

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DOI :

10.3791/67060

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31 mai 2024

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1School of Medicine, Foshan University, 2School of Medicine, Shaanxi University of International Trade and Commerce

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit le processus de préparation à la reperfusion de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne via l’artère carotide commune.

Résumé

Le modèle de reperfusion de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO/R) est crucial pour comprendre les mécanismes pathologiques de l’AVC et pour le développement de médicaments. Cependant, parmi les méthodes de modélisation couramment utilisées, la méthode Koizumi fait souvent l’objet d’un examen minutieux en raison de sa ligature de l’artère carotide commune (ACC) et de son incapacité à obtenir une reperfusion adéquate. De même, la méthode Longa a été critiquée pour déconnecter et ligaturer l’artère carotide externe (ECA). Cette étude vise à introduire une méthode de préparation de modèle modifiée qui préserve l’intégrité de l’ECA, implique l’insertion d’une suture en nylon monofilament à travers l’ACC, la réparation de l’incision ligaturée de l’ACC et le maintien de la reperfusion de l’ECA. La reperfusion du flux sanguin a été confirmée à l’aide de l’imagerie laser du flux de chatoiement. Des méthodes d’évaluation telles que l’échelle de Longa, le score de gravité neurologique modifié, la coloration au chlorure de triphényltétrazolium (TTC) et le marquage par immunofluorescence des neurones ont démontré que cette approche pouvait induire des lésions nerveuses ischémiques stables. Ce protocole de modèle MCAO/R modifié est simple et stable, fournissant des conseils précieux aux praticiens dans le domaine de l’ischémie cérébrale.

Introduction

Selon l’Organisation mondiale de la santé, l’AVC est resté la deuxième cause de décès dans le monde au cours de la dernière décennie, avec un taux d’incidence élevé, une mortalité élevée et un taux d’invalidité élevé 1,2. À mesure que la population mondiale vieillit, l’incidence des accidents vasculaires cérébraux devrait augmenter dans les pays en développement, devenant potentiellement la principale cause de décès prématurés et d’invalidité chez les adultes. De plus, les accidents vasculaires cérébraux ont tendance à survenir à un âge plus jeune de3 ans. La perte de main-d’œuvre après un accident vasculaire cérébral fait également peser un lourd fardeau sur les familles et la société4. Par conséquent, la mise au point de traitements sûrs et efficaces pose un défi majeur dans la recherche sur l’AVC.

Les modèles animaux sont des outils cruciaux pour l’étude de la prévention et du traitement des maladies humaines. L’application réussie des stratégies de traitement de l’AVC repose sur la reproductibilité et la fiabilité des modèles animaux d’AVC 5,6. L’artère cérébrale moyenne (ACM) est un site courant pour l’AVC clinique, ce qui fait du modèle MCAO le modèle le plus proche de l’AVC ischémique humain. Le modèle MCAO, préparé à l’aide de la méthode de suture, a été privilégié par les chercheurs en raison d’avantages tels que l’absence de craniotomie et le contrôle facile du temps ischémique. Il a été utilisé dans plus de 40 % des expériences neuroprotectrices7. Cependant, malgré ses nombreux avantages, les détails opérationnels de ce modèle restent un sujet controversé pour de nombreux chercheurs.

Pour le modèle d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne induite par suture (MCAO), la reperfusion se produit en retirant la suture. Actuellement, deux méthodes principales sont utilisées pour l’insertion de sutures : la méthode8 de Koizumi et la méthode9 de Longa. Dans la méthode de Koizumi, la suture pénètre dans l’artère carotide interne (ICA) principalement par l’incision de l’artère carotide commune (ACC), tandis que dans la méthode de Longa, elle passe par l’artère carotide externe sectionnée (ECA) dans l’ICA. Pendant la reperfusion, la méthode Koizumi nécessite une ligature permanente de l’incision CCA et s’appuie sur le cercle de Willis pour la reperfusion10. Cependant, certaines études suggèrent qu’une reperfusion efficace ne peut pas être obtenue uniquement par l’apport compensatoire du cercle de Willis après avoir perdu l’approvisionnement en ACC. De plus, le cercle de Willis présente une grande variabilité anatomique, en particulier chez les souris C57Bl/6, ce qui augmente la variabilité de l’infarctus et réduit la fiabilité des données expérimentales. Par conséquent, cette méthode est de plus en plus remise en question par les chercheurs11.

La méthode de Longa consiste à insérer une suture à travers l’ECA sectionné, puis à ligaturer de façon permanente l’artère carotide interne (ICA) une fois la suture retirée. Cela préserve la perméabilité de l’ACC, permettant une perfusion sanguine jusqu’à 100 % des valeurs de base. Cependant, cette méthode nécessite de séparer l’artère carotide externe et les petites branches artérielles, de les couper ou de les électrocoaguler, ce qui rend la procédure difficile. Il perturbe également la structure complète du flux sanguin du cerveau, qui diffère de l’état cliniquedu patient 12. Il est important de noter que des études indiquent que la coupe ou la ligature de l’ECA peut provoquer des lésions ischémiques dans les muscles contrôlant la mastication et la déglutition, affectant l’alimentation animale et entraînant la mort postopératoire de l’animal et de graves lésions sensorielles et motrices chez les rats13,14.

Par conséquent, une méthode de préparation de modèle modifiée est nécessaire de toute urgence pour résoudre ces problèmes. Cette étude présente une méthode de modélisation MCAO modifiée qui répare l’incision d’insertion de l’ACC et permet d’obtenir une reperfusion efficace. La procédure est simple, pratique et réalisable, induisant des dommages neurologiques importants et des lésions d’infarctus reproductibles et fournissant des conseils précieux aux chercheurs sur l’AVC.

Protocole

Le protocole expérimental a été réalisé conformément aux directives du Comité d’utilisation des animaux de laboratoire et du Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu (Numéro d’enregistrement : 2019-DL-002). Toutes les données de la recherche animale ont été documentées conformément aux directives ARRIVE (Animal Research : Reporting In Vivo Experiments). Des rats Sprague Dawley (SD) mâles pesant 250 g ± 20 g et âgés de 6 à 8 semaines ont été utilisés pour cette étude. Les détails concernant les animaux, les réactifs et l’équipement utilisés sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation des animaux

  1. Induire et maintenir une anesthésie profonde chez le rat à l’aide de Zoletil 50 (50 mg/kg, IM) et de chlorhydrate de xylazine (40 mg/kg, IP). Assurez-vous que la température corporelle est maintenue à 37 ± 0,5 °C à l’aide d’une sonde rectale reliée à un coussin chauffant tout au long de l’intervention chirurgicale. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux du rat pour éviter qu’ils ne se dessèchent.
  2. Rasez les poils de la tête et du cou des rats. Utilisez une crème dépilatoire pour enlever la fourrure de la tête et du cou, puis lavez la crème avec une solution saline normale. Désinfectez la peau au niveau du site chirurgical en appliquant trois fois de l’éthanol et de la povidone iodée à l’aide de boules de coton stériles.
  3. Faites une incision de 2 cm au milieu de la tête du rat dans le sens de la suture sagittale à l’aide d’un scalpel et retirez soigneusement les muscles recouvrant le crâne.
  4. Amincir le crâne du côté ischémique du rat à l’aide d’une perceuse à crâne. Utilisez une solution saline normale pour refroidir et éliminer les débris pendant le processus de broyage. Enregistrez le flux sanguin de base des rats à l’aide de l’imagerie par contraste de chatoiement laser (LSCI).
  5. Appliquez trois fois de l’éthanol et de la povidone iodée sur la peau du cou à l’aide de boules de coton stériles. Faites une incision de 2 cm le long de la ligne médiane du cou à l’aide d’une lame chirurgicale. Utilisez des écarteurs pour tirer latéralement la peau et les glandes salivaires, exposant les muscles sternocléido-mastoïdiens et cervicaux.
  6. Séparez les muscles sterno-cléidomastoïdien et cervicaux pour exposer le territoire carotide. Identifier l’anatomie vasculaire de l’artère carotide commune (ACC), de l’artère carotide interne (ICA) et de l’artère carotide externe (ECA). D’après l’anatomie vasculaire, séparez l’ACC, ainsi que l’ECA dérivé de l’ACC et l’ICA15.
    REMARQUE : La structure anatomique du rat indique que la région CCA est principalement couverte par les muscles sterno-cléidomastoïdiens et cervicaux, l’ICA et l’ECA étant dérivés de l’ACC. Une fois que la séparation a exposé l’ACC, une fourche en forme de Y peut être observée le long de l’ACC, représentant l’ACC et l’ACE. Veillez à ne pas endommager le nerf vague, qui est parallèle à l’ACC.

2. Occlusion du MCA

  1. Faites un nœud facilement démêlé sur l’artère carotide externe (ECA) et l’artère carotide commune (ACC) à l’aide d’un fil de soie 3-0 pour bloquer temporairement la circulation sanguine. Placez une pince de récipient sur le CCA à environ 0,5 cm du premier nœud.
    1. Teindre l’aiguille d’une seringue de 5 mL en noir. Créez une petite perforation dans l’ACC à l’aide de l’aiguille teinte en noir et marquez les trous d’épingle en noir.
  2. Insérez la suture en nylon monofilament dans le CCA à travers la marque noire. Ouvrez le clip vasculaire et guidez le fil de nylon dans l’artère carotide interne (ICA) jusqu’à ce qu’il s’arrête avec une légère résistance. Serrez fermement le deuxième nœud pour maintenir la suture en nylon monofilament en place à l’intérieur de l’artère, empêchant ainsi le déplacement de la position de blocage.
  3. Notez le moment de l’ischémie à ce stade et mesurez la valeur du débit sanguin du côté ischémique à l’aide de LSCI. Administrez des gouttes de bupivacaïne sur la plaie cervicale pour l’analgésie et la fermeture de la plaie. Retirez le masque d’anesthésie et laissez le rat récupérer.
    REMARQUE : Si la suture en nylon monofilament rencontre des difficultés pour pénétrer dans l’ICA, rétractez-la légèrement et essayez à nouveau de l’insérer.

3. Reperfusion du MCAO

  1. Après 90 min d’ischémie, anesthésier à nouveau les rats avec de l’isoflurane. Mesurez le débit sanguin cérébral du côté ischémique à l’aide de LSCI et assurez-vous que la suture en nylon monofilament n’a pas bougé.
  2. Défaites les nœuds sur l’artère carotide externe (ECA) pour permettre la reperfusion sanguine. Relâchez le nœud sur l’artère carotide commune (ACC), fixez la suture du monofilament et retirez la suture. Appliquez un clip vasculaire avant la suture fixe du monofilament pour éviter les saignements.
  3. Remplacez le premier nœud CCA par une pince vasculaire. À l’aide d’une pince à épiler, faites pivoter l’incision du vaisseau sur le côté (Figure 1). Clampez l’incision avec une pince à épiler et ligaturez-la à l’aide d’un fil 6-0 pour réparer l’incision. Retirez le clip vasculaire, vérifiez qu’il n’y a pas de fuites et confirmez la reperfusion complète (Vidéo 1).
    REMARQUE : Effectuez une ligature pour réparer l’incision afin d’éviter un clampage excessif des vaisseaux, ce qui pourrait entraîner une sténose CCA.
  4. Enregistrez les valeurs de débit sanguin cortical cérébral à l’aide de LSCI après la ligature par incision pour confirmer la réussite de la reperfusion. Fermez l’incision du cou avec des sutures et administrez 1 000 000 unités de pénicilline et 2 ml de solution saline pour prévenir l’infection et la déshydratation.
  5. Maintenez la chaleur jusqu’à ce que les rats reprennent conscience. Offrez de la nourriture molle après la chirurgie et surveillez les signes vitaux des animaux.

4. Évaluation de la fonction nerveuse et de l’ischémie cérébrale

  1. Une fois que les rats se seront complètement réveillés, leur fonction neuronale sera évaluée par des chercheurs ignorant le regroupement des animaux. Utiliser l’échelle de score de Longa (tableau 1) et l’échelle de score de gravité neurologique modifiée (mNSS) (tableau 2) pour évaluer la fonction neurologique de tous les rats.
  2. Après 24 heures après la chirurgie, euthanasier les rats sous anesthésie induite par l’isoflurane (4 % d’isoflurane à 4 L/min d’oxygène) par luxation cervicale16 (selon les protocoles approuvés par l’établissement). Rincez le cerveau à l’eau glacée pour éliminer le sang restant.
  3. Divisez le tissu cérébral en 5 sections et colorez-les avec du TTC. Capturez des images des deux côtés des coupes de tissu cérébral, mesurez la zone ischémique des côtés avant et arrière à l’aide du logiciel Image J et calculez le taux d’infarctus à l’aide de la formule suivante :
    figure-protocol-1
    REMARQUE : S1 et S2 représentent respectivement la zone d’infarctus du cerveau antérieur proximal et du tronc cérébral proximal des tranches de cerveau. La zone d’infarctus de chaque tranche de cerveau est corrigée à l’aide de la formule de Swanson, où h représente l’épaisseur de la tranche de cerveau. Cette formule, précédemment décrite par l’auteur dans des recherches antérieures17, permet un calcul plus précis de la taille de la lésion d’infarctus.
  4. Analysez les données à l’aide d’un logiciel de statistiques et de graphiques pour évaluer le taux de réussite et la stabilité du modèle.
  5. Utiliser la méthode d’immunofluorescence pour marquer les neurones corticaux chez les rats, validant ainsi les dommages neuronaux causés par cette méthode. Après 24 h d’ischémie-reperfusion chez le rat, une perfusion cardiaque à l’aide de PBS pré-refroidi a été réalisée pour prélever du tissu cérébral.
  6. Intégrez et congelez le tissu cérébral en sections. Utilisez des anticorps neuronaux tels que le marqueur neuronal immature Doublecortin (DCX)18, le marqueur du noyau neuronal Neuronal Nuclei (NeuN)18 et le marqueur dendritique neuronal Microtubule-associated protein-2 (MAP-2)19. Observez l’expression des neurones ischémiques à l’aide de la microscopie confocale laser.

Résultats

L’imagerie laser du flux de chatoiement a démontré qu’avant l’occlusion de la suture en nylon monofilament, il y avait un flux sanguin abondant dans la région de l’artère cérébrale moyenne (ACM), et les valeurs de base du débit sanguin des rats ont été enregistrées. Suite à l’occlusion de l’ACM, la valeur du débit sanguin du côté ischémique du cerveau a rapidement diminué. Avant de retirer la suture, les valeurs de débit sanguin du côté ischémique ont été revérifiées pour confirmer si la suture obstruait le MCA. Les résultats n’indiquaient qu’un léger changement dans le flux sanguin. Lors du retrait de la suture, la perfusion du flux sanguin s’est rapidement rétablie (Figure 2). La vidéo 1 montre également le pouls de remplissage robuste de l’artère carotide commune, ce qui suggère que cette méthode peut obtenir une perfusion suffisante du flux sanguin après une ischémie cérébrale.

Les résultats des scores de la fonction neurologique (figure 3) ont révélé que, par rapport au groupe de chirurgie simulée, le score Longa du groupe modèle était de 1,80 ± 0,27 (p < 0,05), et le score mNSS était de 7,4 ± 0,89 (p < 0,05). Ces scores indiquent que le modèle d’occlusion/reperfusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO/R) préparé à l’aide de cette méthode a entraîné des lésions neurologiques importantes. La vidéo 2 démontre le comportement caractéristique des rats du groupe modèle qui tournent en rampant, une caractéristique des lésions induites par un accident vasculaire cérébral, confirmant ainsi la validité de cette méthode.

La coloration TTC a démontré que le taux d’infarctus chez les rats du groupe modèle était de 5,58 ± 1,79 (p < 0,05), la zone de l’infarctus affectant principalement le striatum et le cortex, et la taille de l’infarctus est restée relativement stable. La coloration par immunofluorescence a illustré la perte de neurones corticaux suite à une ischémie-reperfusion (Figure 4). Ces résultats indiquent collectivement que cette méthode peut établir un modèle MCAO/R stable adapté à l’évaluation de l’efficacité préclinique des médicaments.

figure-results-1
Figure 1 : Schéma de principe de la ligature des connecteurs de CCA. Le cercle jaune indique le point d’insertion et le site de ligature du bouchon de fil, tandis que la position de ligature (flèche jaune) indique où l’artère carotide commune (ACC) a été ligaturée avec le fil. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Images du flux sanguin du chatoiement laser au moment de rats du côté ischémique avant, après l’occlusion et avant et après la reperfusion. (A) Images du flux sanguin cérébral de rats, où les zones bleues indiquent des valeurs de débit sanguin faibles et les zones rouges indiquent des valeurs de débit sanguin élevées. Barres d’échelle : 200 mm. (B) Modifications de l’ischémie-reperfusion cérébrale chez le rat, présentées en moyenne ± écart-type, avec une taille d’échantillon de n = 5. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Résultats des scores de zone d’infarctus et de fonction neurologique dans le groupe placebo et le groupe modèle. (A) La coloration TTC a représenté les zones infarctus du tissu cérébral dans le groupe simulé et le groupe modèle, les zones blanches indiquant le tissu infarctus et les zones rouges indiquant le tissu normal. (B) Les résultats quantitatifs des scores Longa et mNSS, ainsi que le taux d’infarctus, sont présentés. La signification statistique par rapport au groupe fictif est notée par *p < 0,05, avec une taille d’échantillon de n = 5. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Résultats des lésions des neurones corticaux dans le groupe placebo et le groupe modèle. Expression de NeuN (A), DCX (B) et MAP-2 (C) dans les neurones corticaux. Barres d’échelle : 100 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Schéma de l’occlusion et de la reperfusion de l’ACM par Koizumi, Longa, et la méthode modifiée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Tests moteurs/fort>Aiguillage
Élever le rat par la queue3
1 Flexion du membre antérieur
1 Flexion de la patte postérieure
1 tête déplacée > 10° par rapport à l’axe vertical en 30 s
Placer le rat sur le sol3
0 Marche normale
1 Incapacité à marcher droit
2 Tourner vers le côté parétique
3 Tomber sur le côté parétique
Tests sensoriels2
1 Test de placement (test visuel et tactile)
2 Test proprioceptif (sensation profonde, poussée de la patte contre le bord de la table pour
stimuler les muscles des membres)
Essais d’équilibre des poutres6
0 Balances avec posture stable
1 Poignées côté poutre
2 Serre la poutre et un membre tombe de la poutre
3 Embrasse la poutre et deux membres tombent de la poutre ou tourne sur la poutre (>60 s).
4 Tente de s’équilibrer sur la poutre mais tombe (>40 s)
5 Tente de s’équilibrer sur la poutre mais tombe (>20 s)
6 Chute : aucune tentative d’équilibre ou de s’accrocher à la poutre (<20 s)
Réflexes absents et mouvements anormaux4
1 réflexe du pavillon de l’oreille (secouement de la tête en touchant le méat auditif)
1 Réflexe cornéen (clignement des yeux en touchant légèrement la cornée avec du coton)
1 Réflexe de sursaut (réponse motrice à un bref bruit lors de la prise d’un papier à pince
1 Convulsions, myoclonie, myodystonie
Nombre maximum de points18

Tableau 1 : Score de gravité neurologique modifié.

Les scores de Zea-Longa
ScoreSymptôme
0 pointPas de déficits neurologiques
1 pointLéger : incapable d’étendre complètement la patte avant droite lorsque la queue est levée
2 pointsModéré : cercles vers la droite/gauche en marchant
3 pointsSévère : culbute vers la droite/gauche en marchant
4 pointsIncapacité de marcher spontanément avec perte de conscience

Tableau 2 : Scores de Zea-Longa.

Vidéo 1 : Étapes clés de la réparation par ligature de l’incision de l’ACC pendant la reperfusion chez le rat. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Vidéo 2 : Vidéos comportementales de rats subissant MCAO/R. Veuillez cliquer ici pour télécharger cette vidéo.

Discussion

Le modèle d’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) induit par une suture en nylon monofilament est la méthode la plus couramment utilisée pour préparer les modèles MCAO. Cette approche est largement adoptée dans les études précliniques et a été reconnue par de nombreux praticiens en raison de sa simplicité, de l’absence de besoin de craniotomie, d’un traumatisme chirurgical minime et de sa capacité à réaliser une reperfusion.

Il existe deux techniques chirurgicales classiques pour le MCAO à filament intraluminal : la méthode Koizumi8 et la méthode Longa9. La principale différence entre ces méthodes réside dans la façon dont la suture est introduite pour occlure le MCA. Dans la méthode Koizumi, la suture est insérée par l’incision de l’artère carotide commune (ACC) dans l’artère carotide interne (ICA). L’extrémité avant de la suture est recouverte de silicone pour bloquer le point de départ de l’ACM. À l’inverse, dans la méthode Longa, la suture est insérée dans l’ICA par l’artère carotide externe (ECA) sectionnée. L’extrémité avant de la suture est élargie en une forme sphérique pour bloquer le point de départ de l’ACM (Figure 5). Lors de la reperfusion, la suture est doucement retirée pour rétablir la circulation sanguine.

La méthode Longa consiste à introduire la suture dans l’artère carotide interne (ICA) par l’artère carotide externe sectionnée (ECA). Ce processus nécessite la séparation et la déconnexion de l’ECA, ainsi que la séparation et l’enlèvement des petites branches, qui sont ensuite coupées à l’aide d’un stylo d’électrocoagulation pour éviter les saignements. Par conséquent, cette méthode exige une utilisation attentive et précise. De plus, l’extrémité résiduelle courte de l’ECA sectionnée peut faciliter le glissement de la suture lors de l’insertion, ce qui augmente encore la complexité de la procédure. Ce défi est particulièrement prononcé lors de la préparation d’un modèle murin d’ischémie cérébrale, car il nécessite souvent l’utilisation d’un microscope pour garantir la précision, ajoutant ainsi à la complexité globale de l’opération.

La principale préoccupation de la méthode Koizumi réside dans la ligature de l’artère carotide commune (ACC), qui entraîne une reperfusion compensatoire du tissu cérébral du côté ischémique uniquement à travers le cercle de Willis. L’ACC est une branche cruciale de l’arc aortique du cœur et sert d’artère principale fournissant la perfusion du flux sanguin cérébral. Par conséquent, le modèle d’ischémie-reperfusion cérébrale créé par la méthode Koizumi connaît souvent un état d’hypoperfusion. Cette hypoperfusion ne se limite pas à la région de l’artère cérébrale moyenne, mais s’étend à l’ensemble de l’hémisphère ischémique du même côté. Même après 35 jours de modélisation, la valeur du débit sanguin ne revient pas à la valeur de base, ce qui suggère que la méthode Koizumi devrait être considérée comme un modèle ischémique avec hypoperfusion chronique plutôt que comme un modèle d’ischémie-reperfusion10.

En revanche, la méthode Longa peut atteindre une valeur de débit sanguin de 100 % chez les animaux MCAO/R. Cependant, il est crucial de noter que la réalisation d’une recanalisation complète ne signifie pas nécessairement que la méthode Koizumi doit être abandonnée. En ce qui concerne la traduction clinique, la méthode Koizumi peut être plus adaptée aux patients présentant une recanalisation lente spontanée après une occlusion artérielle. Cependant, ce phénomène est relativement rare dans la pratique clinique. Seul un faible pourcentage de patients victimes d’un AVC ischémique répondent aux critères de thrombolyse et reçoivent un traitement efficace dans la fenêtre de temps de traitement20,21. De plus, certains patients n’obtiennent pas une revascularisation complète même après un traitement thrombolytique22. Par conséquent, la méthode Koizumi peut être utilisée pour simuler les conditions de ces patients.

D’autre part, la méthode Longa permet aux vaisseaux de se recanaliser rapidement après l’occlusion, ce qui la rend plus adaptée pour simuler des patients qui reçoivent un traitement thrombolytique ou une thrombectomie efficace dans la pratique clinique. Pour simuler des patients qui n’ont pas subi de traitement thrombolytique, le modèle d’ischémie cérébrale permanente préparé par la méthode Koizumi peut offrir une occlusion plus complète et une procédure chirurgicale plus simple.

La méthode Longa pour induire l’occlusion/reperfusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO/R) peut entraîner des lésions de reperfusion plus importantes en préservant la recanalisation vasculaire dérivée de l’artère carotide commune (ACC)23,24. Cependant, il est important de noter que l’artère carotide externe (ECA) doit être coupée et ligaturée de façon permanente pendant la méthode Longa, qui perturbe la structure complète du flux sanguin du cerveau et n’est pas cohérente avec les patients cliniques. De plus, les artères linguale, maxillaire et occipitale sont des branches de l’ECA13. Ainsi, couper ou ligaturer de façon permanente l’ECA peut provoquer des troubles de l’alimentation et de la boisson, entraînant une perte de poids25. Des études antérieures ont indiqué que les décès de souris à la suite de la modélisation MCAO sont principalement dus à une consommation insuffisante de nourriture ou d’eau plutôt qu’à des lésions ischémiques cérébrales14,26. De plus, la ligature de l’ECA peut réduire le flux sanguin rétinien et induire des lésions rétiniennes sous la forme de la mort cellulaire27.

De plus, l’indicateur le plus important pour la recherche sur l’AVC est le volume d’infarctus ; Cependant, il a été prouvé que le volume d’infarctus induits par la méthode de suture présente un écart-type significatif, même en suivant des protocoles chirurgicaux et de collecte de données stricts. Dans les rapports précédents, le volume de l’infarctus était associé au degré de reperfusion28, et la reperfusion du modèle d’AVC préparé par la méthode de Koizumi dépend de la circulation de Willis 29,30,31. Cependant, il a été prouvé que le cycle de Willis présente une grande variabilité anatomique, en particulier chez les souris C57Bl/6, où 90 % des animaux peuvent manquer d’une ou deux artères communicantes postérieures32, ce qui est le principal déterminant d’une variabilité élevée dans les lésions ischémiques33. Par conséquent, la préservation de la perfusion de l’ACC peut réduire la variabilité du volume34 de l’infarctus. Il a été rapporté que le coefficient de variation moyen de la taille de l’infarctus dans les essais sur l’AVC était de 29,5 %31, ce qui a contribué à la faible puissance statistique des essais sur l’AVC. Cela pose également un énorme défi pour la découverte potentielle de médicaments. Cela augmente sans aucun doute le coût du développement et de l’application clinique et peut conduire les chercheurs à passer à côté de médicaments potentiellement efficaces. Cela augmente également le nombre d’animaux à inclure dans l’analyse statistique de l’expérience, ce qui viole encore plus le principe des 3R de l’éthique animale.

Par conséquent, dans cette étude, les méthodes de modélisation ont été modifiées pour assurer l’intégrité de la structure du flux sanguin du tissu cérébral et une reperfusion suffisante après une ischémie cérébrale. Les principales modifications comprennent deux étapes : (1) insérer la suture dans l’ACC à l’aide d’une aiguille de seringue de 5 ml au lieu de faire une petite incision ; cette étape réduit l’incision de l’ACC et est plus propice à la ligature de l’incision ; (2) retirer la suture et utiliser des fils de soie plus fins pour ligaturer l’ouverture de l’aiguille de l’ACC, sans affecter la perfusion du flux sanguin de l’ACC. Bien sûr, cela nécessite également une opération chirurgicale soigneuse, mais est différent de l’introduction de la suture par ECA ; cette méthode préserve l’intégrité de la structure du flux sanguin cérébral tout en permettant au flux sanguin d’être entièrement reperfusé à travers l’ACC, ce qui simplifie la procédure opératoire et réduit la variabilité du volume de l’infarctus. Certains chercheurs ont utilisé des méthodes de recherche similaires pour réparer les incisions avec de la colle tissulaire, mais cela a un potentiel de thrombose, ce qui entraînera des effets incontrôlables. Et il faut plus de temps pour stabiliser l’incision25.

En conclusion, cette étude propose une approche modifiée de la préparation du modèle d’ischémie-reperfusion cérébrale qui permet une perfusion sanguine adéquate après le retrait du filament et peut entraîner des volumes d’infarctus significativement reproductibles et des lésions neurologiques. Tous les résultats ci-dessus démontrent que la méthode modifiée est réalisable et reproductible et peuvent fournir une référence aux praticiens pour préparer des modèles facilitant l’application clinique efficace des médicaments ischémiques cérébraux.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82173781 et 82373835), le projet de recherche postdoctorale (BKS212055), le projet d’innovation scientifique et technologique du Bureau des sciences et de la technologie de Foshan (2320001007331), la Fondation de recherche fondamentale et appliquée du Guangdong (2019A1515010806), les principaux projets de terrain (fabrication intelligente) des universités générales de la province du Guangdong (2020ZDZX2057) et les projets de recherche scientifique (innovation caractéristique) de la Universités de la province du Guangdong (2019KTSCX195).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Système d’anesthésie animaleRayward Life Technology Co., LtdR500IE
Mainteneur de température animaleRayward Life Technology Co., Ltd69020
Anticorps secondaire Cy3Wuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB21303
DAP1 AnticorpsWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdG1012
AnticorpsDCXWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB13434
Sérum de chèvreBeyotime Biotechnology Co., LTDC0265
GraphPad PrismGraphPad SoftwareGraphPad Prism 8.0
ImageJNational Institutes of HealthImageJ software
IsofluranRayward Life Technology Co., LtdR510-22
Sang de moucheture laser système d’imagerie en fluxRayward Life Technology Co., LtdPeriCam PSI NR
MAP-2 anticorpsWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB11128
Forage crânien miniature portatifRayward Life Technology Co., Ltd87001
suture monofilamentRayward Life Technology Co., Ltd250-280g
Anticorps NeuNWuhan Saiweier Biotechnology Co., LtdGB11138
OCT agent d’enrobageBIOSHARPBL557A
Pénicilline sodiqueChengdu Kelong Chemical Co., Ltd.17121709-2
Solution rapide de récupération d’antigène pour sections congeléesBeyotime Biotechnology Co., LTDP0090
SD ratsSPF (Pékin) Biotechnology Co., Ltd.250-280g
Triton X-100Beyotime Biotechnology Co., LTDST795
TTCChengdu Kelong Chemical Co., Ltd.
2019030101

Références

  1. Paul, S., Candelario-Jalil, E. Emerging neuroprotective strategies for the treatment of ischemic stroke: An overview of clinical and preclinical studies. Exp Neurol. 335, 113518(2021).
  2. Feigin, V. L., Owolabi, M. O. Pragmatic solutions to reduce the global burden of stroke: a World Stroke Organization-Lancet Neurology Commission. Lancet Neurol. 22 (12), 1160-1206 (2023).
  3. Putaala, J. Ischemic Stroke in Young Adults. Continuum (Minneapolis, Minn). 26 (2), 386-414 (2020).
  4. Girotra, T., Lekoubou, A., Bishu, K. G., Ovbiagele, B. A contemporary and comprehensive analysis of the costs of stroke in the United States. J Neurol Sci. 410, 116643(2020).
  5. Howells, D. W., et al. Different strokes for different folks: The rich diversity of animal models of focal cerebral ischemia. JCBFM. 30 (8), 1412-1431 (2010).
  6. Matur, A. V., et al. Translating animal models of ischemic stroke to the human condition. Transl Stroke Res. 14 (6), 842-853 (2023).
  7. O'Collins, V. E., et al. 1,026 experimental treatments in acute stroke. Ann Neurol. 59 (3), 467-477 (2006).
  8. Koizumi, J., Yoshida, Y., Nakazawa, T., Ooneda, G. Experimental studies of ischemic brain edema 1. A new experimental model of cerebral embolism in rats in which recirculation can be introduced in the ischemic area. Nosotchu. , 1-7 (1986).
  9. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  10. Faber, J. E., Moore, S. M., Lucitti, J. L., Aghajanian, A., Zhang, H. Sex differences in the cerebral collateral circulation. Transl Stroke Res. 8 (3), 273-283 (2017).
  11. Justić, H., et al. Redefining the Koizumi model of mouse cerebral ischemia: A comparative longitudinal study of cerebral and retinal ischemia in the Koizumi and Longa middle cerebral artery occlusion models. J Cereb Blood Flow Metab. 42 (11), 2080-2094 (2022).
  12. Li, Y., et al. Comparison of cerebral microcirculation perfusion in rat models of middle cerebral artery occlusion prepared through common carotid artery insertion and external carotid artery insertion. CJTER. 27 (11), 1683-1691 (2023).
  13. Dittmar, M., Spruss, T., Schuierer, G., Horn, M. External carotid artery territory ischemia impairs outcome in the endovascular filament model of middle cerebral artery occlusion in rats. Stroke. 34 (9), 2252-2257 (2003).
  14. Trueman, R. C., et al. A critical re-examination of the intraluminal filament MCAO model: impact of external carotid artery transection. Transl Stroke Res. 2 (4), 651-661 (2011).
  15. Ziegler, K. A., et al. Local sympathetic denervation attenuates myocardial inflammation and improves cardiac function after myocardial infarction in mice. Cardiovasc Res. 114 (2), 291-299 (2018).
  16. Pitoulis, F. G., et al. Remodelling of adult cardiac tissue subjected to physiological and pathological mechanical load in vitro. Cardiovasc Res. 118 (3), 814-827 (2022).
  17. Ma, R., et al. Animal models of cerebral ischemia: A review. Biomed Pharmacother. 131, 110686(2020).
  18. Belayev, L., et al. Docosanoids promote neurogenesis and angiogenesis, blood-brain barrier integrity, penumbra protection, and neurobehavioral recovery after experimental ischemic stroke. Mol Neurobiol. 55 (8), 7090-7106 (2018).
  19. Guo, H., et al. Carthamin yellow improves cerebral ischemia-reperfusion injury by attenuating inflammation and ferroptosis in rats. Int J Mol Med. 47 (4), 52(2021).
  20. Chia, N. H., et al. Determining the number of ischemic strokes potentially eligible for endovascular thrombectomy: a population-based study. Stroke. 47 (5), 1377-1380 (2016).
  21. Henninger, N., Fisher, M. Extending the time window for endovascular and pharmacological reperfusion. Transl Stroke Res. 7 (4), 284-293 (2016).
  22. Zhang, P. L., et al. Use of Intravenous thrombolytic therapy in acute ischemic stroke patients: evaluation of clinical outcomes. Cell Biochem Biophys. 72 (1), 11-17 (2015).
  23. Morris, G. P., et al. A comparative study of variables influencing ischemic injury in the Longa and Koizumi methods of intraluminal filament middle cerebral artery occlusion in mice. PLOS One. 11 (2), e0148503(2016).
  24. Smith, H. K., Russell, J. M., Granger, D. N., Gavins, F. N. Critical differences between two classical surgical approaches for middle cerebral artery occlusion-induced stroke in mice. J Neurosci Methods. 249, 99-105 (2015).
  25. Dittmar, M. S., et al. The role of ECA transection in the development of masticatory lesions in the MCAO filament model. Exp Neurol. 195 (2), 372-378 (2005).
  26. Lourbopoulos, A., et al. Inadequate food and water intake determine mortality following stroke in mice. J Cereb Blood Flow Metab. 37 (6), 2084-2097 (2017).
  27. Ogishima, H., et al. Ligation of the pterygopalatine and external carotid arteries induces ischemic damage in the murine retina. Invest Ophth Vis Sci. 52 (13), 9710-9720 (2011).
  28. Irvine, H. J., et al. Reperfusion after ischemic stroke is associated with reduced brain edema. J Cereb Blood Flow Metab. 38 (10), 1807-1817 (2018).
  29. Carmichael, S. T. Rodent models of focal stroke: Size, mechanism, and purpose. NeuroRx. 2 (3), 396-409 (2005).
  30. Dirnagl, U., Dirnagl, U. Bench to bedside: The quest for quality in experimental stroke research. J Cereb Blood Flow Metab. 26 (12), 1465-1478 (2006).
  31. Ingberg, E., Dock, H., Theodorsson, E., Theodorsson, A., Ström, J. O. Method parameters' impact on mortality and variability in mouse stroke experiments: A meta-analysis. Sci Rep. 6, 21086(2016).
  32. McColl, B. W., Carswell, H. V., McCulloch, J., Horsburgh, K. Extension of cerebral hypoperfusion and ischaemic pathology beyond MCA territory after intraluminal filament occlusion in C57Bl/6J mice. Brain Res. 997 (1), 15-23 (2004).
  33. Kitagawa, K., et al. Cerebral ischemia after bilateral carotid artery occlusion and intraluminal suture occlusion in mice: Evaluation of the patency of the posterior communicating artery. J Cereb Blood Flow Metab. 18 (5), 570-579 (1998).
  34. Trotman-Lucas, M., Kelly, M. E., Janus, J., Fern, R., Gibson, C. L. An alternative surgical approach reduces variability following filament induction of experimental stroke in mice. Dis Model Mech. 10 (7), 931-938 (2017).

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