Article de méthode

Etablissement d’un modèle murin d’endomètre mince

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DOI :

10.3791/67084

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1 novembre 2024

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1Shenzhen Key Laboratory of Reproductive Immunology for Peri-implantation, Shenzhen Zhongshan Institute for Reproductive Medicine and Genetics, Shenzhen Zhongshan Obstetrics and Gynecology Hospital (formerly Shenzhen Zhongshan Urology Hospital), 2Guangdong Engineering Technology Research Center of Reproductive Immunology for Peri-Implantation, 3School of Biomedical Engineering, Shenzhen Campus of Sun Yat-sen University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Cet article décrit un protocole détaillé pour produire un endomètre mince fiable et reproductible avec un taux de mortalité très faible et des adhérences intra-utérines minimales en injectant de l’éthanol à 95 % dans l’utérus de la souris en 1 à 3 minutes.

Résumé

L’endomètre mince (TE) a été largement reconnu comme une cause critique d’infertilité. Cependant, la pathogenèse de l’ET reste incertaine, et des options de traitement satisfaisantes sont encore nécessaires de toute urgence. Plusieurs modèles animaux d’ET ont été développés, mais le modèle murin impliquant une chirurgie abdominale et l’injection d’éthanol à 95 % présente un défi redoutable en raison du taux de mortalité élevé et du risque d’adhérences intra-utérines s’il n’est pas effectué correctement. Ici, nous décrivons un protocole détaillé qui produit une TE fiable et reproductible avec un très faible taux de mortalité et des adhérences intra-utérines minimales en injectant de l’éthanol à 95 % dans l’utérus de la souris avec des temps de perfusion variables. Les résultats ont montré que toutes les souris ont réussi à développer une TE avec des temps de perfusion allant de 1 à 3 minutes, caractérisée par une réduction typique de l’épaisseur de l’endomètre et du nombre de glandes, ainsi qu’une fibrose endométriale excessive. Ces résultats suggèrent que ce modèle murin convient à l’étude de l’endomètre mince et peut servir de plate-forme pour le développement de futurs traitements TE.

Introduction

L’endomètre mince (TE) est une maladie grave en obstétrique et gynécologie qui affecte souvent les femmes en âge de procréer. L’ET est diagnostiquée lorsque l’épaisseur de l’endomètre est inférieure à 7 mm à l’échographie, accompagnée d’une cavité utérine normale, et est étroitement associée à l’échec de la grossesse 1,2. On estime qu’environ 1,5 % à 9,1 % des femmes subissant un traitement de fécondation in vitro (FIV) souffriront d’ET, ce qui en fait un défi croissant en médecine reproductive 3,4,5. Les causes les plus courantes de TE comprennent une mauvaise réparation de l’endomètre après la séparation chirurgicale des adhérences intra-utérines (IUA) et le curetage, qui s’accompagnent souvent d’une perturbation de la distribution des vaisseaux sanguins et de glandes clairsemées 6,7,8. À ce jour, les mécanismes cellulaires et moléculaires sous-jacents à l’ET restent incertains. La récupération de l’endomètre chez les patientes TE prend du temps, bien que le traitement à l’œstrogène et le traitement à l’aspirine à faible dose aient été explorés comme interventions potentielles9. Par conséquent, une étude approfondie de la pathogenèse de l’ET est l’approche la plus directe pour relever les défis de cette maladie. Cependant, les études sur la pathogenèse de l’ET reposent sur des modèles animaux, ce qui rend cruciale la sélection d’un modèle approprié.

La plupart des études histopathologiques de l’endomètre mince (TE) ont montré que l’altération de la prolifération des cellules épithéliales et des macrophages, la diminution de l’expression des récepteurs des hormones stéroïdes ovarienne, le dépôt excessif de la matrice extracellulaire et la sénescence cellulaire sont les caractéristiques pathologiques les plus significatives de TE 6,9,10. À l’heure actuelle, divers modèles de rats ont été développés pour imiter l’TE, y compris les modèles induits par le grattage 11,12,13, l’ischémie 14, les lésions thermiques15 et les lésions chimiques 16,17,18,19. Un modèle de rat est induit en grattant l’endomètre avec une aiguille ou un cathéter, ce qui entraîne souvent des adhérences intra-utérines (IUA) plutôt que TE 11,12,20,21,22. Un modèle TE induit par l’ischémie chez le rat a également été rapporté, où l’ischémie endométriale est obtenue en effectuant une ligature bilatérale de l’artère utérine, entraînant une réduction de l’épaisseur de l’endomètre. Cependant, cette méthode prend du temps, nécessite trois mois, et n’est pas largement utilisée pour la recherche14. Dans le modèle induit par les lésions thermiques, un tube d’insémination artificielle est utilisé pour infuser de l’eau préchauffée à 85 °C dans un côté de la corne utérine par la confluence des deux côtés, ce qui le rend plus complexe que les autres méthodes15. Le modèle induit par des produits chimiques consiste à injecter de l’éthanol à 95 % dans la corne utérine exposée pour endommager l’ensemble de l’endomètre. Ce modèle offre les avantages d’un faible coût et d’une courte période d’expérimentation pour l’étude des mécanismes pathologiques et des traitements dans l’ET, mais il est principalement utilisé chez les rats plutôt que chez les souris 16,17,23. Bien qu’il existe différents modèles d’animaux, en particulier des modèles de rats, chacun a ses limites. Ils ne peuvent simuler que certains aspects de l’ET, et peu de modèles de souris reproduisent fidèlement les caractéristiques de la maladie de l’ET tout en étant pratiques et polyvalents pour la recherche.

Dans ce contexte, nous avons développé un nouveau modèle murin d’endomètre mince (TE) en injectant de l’éthanol à 95 % dans la cavité utérine à l’aide d’une approche à gradient temporel avec une méthode modifiée24 (Figure 1). Les résultats ont montré que toutes les souris ont réussi à développer une TE lorsque le temps de perfusion variait de 1 à 3 minutes, affichant des caractéristiques typiques telles que la réduction de l’épaisseur de l’endomètre, la réduction de la glande et l’augmentation de la fibrose de l’endomètre. Ces résultats suggèrent que notre modèle murin est un outil approprié pour étudier l’ET et peut servir de plate-forme pour le développement de futurs traitements à l’ET.

Protocole

Cette étude a été approuvée par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’hôpital d’obstétrique et de gynécologie de Shenzhen Zhongshan (anciennement l’hôpital d’urologie de Shenzhen Zhongshan), où toutes les expériences sur les animaux ont été menées. Des souris femelles C57BL/6 (âgées de 6 à 8 semaines, poids de 18 à 20 g) ont été utilisées dans cette étude. Tous les animaux ont été logés dans un environnement exempt d’agents pathogènes spécifiques (FPS) dans la même pièce et acclimatés pendant une semaine avant les expériences dans une pièce sans agents pathogènes spécifiques à (22 ± 1) °C sous un cycle lumière/obscurité de 12 heures. Ils ont eu accès gratuitement à de la nourriture et à de l’eau. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Identification de l’œstrus

REMARQUE : La phase œstrus chez la souris est comparable à la phase lutéale tardive chez l’homme, avec une muqueuse endométriale relativement épaisse à ce moment-là. La sélection de souris en œstrus pour l’induction du modèle garantit qu’elles sont dans un état physiologique relativement cohérent. De plus, les résultats de l’amincissement de l’endomètre sont plus prononcés lorsque l’épaisseur de l’endomètre est relativement épaisse. Pour plus de détails sur cette procédure, reportez-vous aux rapportspubliés précédemment 25,26.

  1. Préparez 20 μL de solution saline à l’aide d’une pipette. En saisissant les deux côtés des oreilles de la souris et en fixant la queue de la souris, insérez doucement l’extrémité de la pipette dans l’orifice vaginal à une profondeur d’environ 2 mm. Infusez 20 μL de solution saline dans le vagin et rincez-le doucement pendant 5 cycles.
  2. Retirez la solution saline et transférez-la uniformément sur une lame propre. Laissez-le s’évaporer et sécher naturellement à température ambiante.
  3. Appliquez 30 μL d’éthanol sur chaque lame pour fixer les cellules. Laissez l’éthanol s’évaporer pendant 5 minutes jusqu’à ce que la lame soit sèche.
  4. Appliquez 50 μL de solution de coloration au violet cristallin sur chaque lame et colorez les cellules à température ambiante pendant 10 min.
  5. Rincez chaque lame à l’eau déminéralisée pour éliminer l’excès de colorant et réduire les taches non spécifiques.
  6. Observez la morphologie cellulaire et déterminez la proportion de types de cellules au microscope.
  7. Observez les cycles œstraux des souris deux fois de suite pour assurer la stabilité. Sélectionnez des souris dans le troisième œstrus pour l’expérience.
    REMARQUE : Le cycle œstral chez la souris dure généralement 4 à 5 jours et est divisé en quatre étapes : proestrus, estrus, metestrus et diestrus. Le proestrus dure environ 24 h et se caractérise par des cellules épithéliales nucléées rondes à ovales (figure 2A). L’œstrus dure entre 12 h et 48 h et se caractérise par des cellules épithéliales kératinisées à prédominance anucléée (Figure 2B). Metestrus dure jusqu’à 24 h et est caractérisé par un mélange de cellules épithéliales kératinisées anucléées et de neutrophiles (Figure 3C). Le diestrus dure entre 48 h et 72 h et se caractérise par une combinaison de neutrophiles, de cellules épithéliales nucléées et de quelques cellules kératinisées anucléées (figure 2D).

2. Conception de groupe

REMARQUE : Pour évaluer l’impact de différentes durées de perfusion d’éthanol à 95 % sur la stabilité du modèle TE, six groupes de traitement ont été établis. Un groupe a subi une chirurgie simulée sans administration d’éthanol pour servir de contrôle des effets de la procédure. Les souris avec de l’ET induit par l’éthanol ont été divisées au hasard en cinq groupes de traitement en fonction du temps de perfusion (n = 5 par groupe) comme suit :

  1. Groupe de 1 min : Injecter de l’éthanol dans la cavité utérine pendant 1 min.
  2. Groupe de 2 minutes : Injecter de l’éthanol dans la cavité utérine pendant 2 min.
  3. Groupe de 3 minutes : Injecter de l’éthanol dans la cavité utérine pendant 3 min.
  4. Groupe de 4 minutes : Injecter de l’éthanol dans la cavité utérine pendant 4 minutes.
  5. Groupe de 5 min : Injecter de l’éthanol dans la cavité utérine pendant 5 min.

3. Induction du modèle TE chez la souris

  1. Anesthésie les souris à l’aide d’un appareil d’anesthésie contenant 5 % d’isoflurane et 100 % d’oxygène pendant 3 minutes (en suivant un protocole approuvé par l’établissement). Maintenir l’anesthésie à 1 % à 3 % d’isoflurane à l’aide d’un cône nasal. Appliquez une pommade vétérinaire sur les yeux des souris pour prévenir la sécheresse pendant l’anesthésie. Surveillez la fréquence respiratoire avec un pincement des orteils tout au long de la procédure.
  2. Utilisez du ruban médical pour sécuriser les membres des souris et maintenez-les en position couchée sur la table d’opération préchauffée avec une couverture électronique. Tirez doucement sur la langue de la souris pour éviter l’obstruction des voies respiratoires.
    REMARQUE : Garder les souris au chaud pendant la chirurgie aide à maintenir la fonction immunitaire et la circulation sanguine, et empêche la coagulation. De plus, l’extraction de la langue des souris garantit que les voies respiratoires sont dégagées pour éviter la suffocation pendant l’anesthésie.
  3. Appliquez la crème dépilatoire sur l’abdomen inférieur des souris pendant 3 min. Retirez les cheveux avec des lingettes propres. Désinfectez la zone avec de l’éthanol à 75 % et de l’iodophore.
  4. Faites une incision de 1 cm dans l’abdomen, à 1 cm de l’orifice urétral. Utilisez des ciseaux stériles et des pinces pour étendre l’incision jusqu’à la cavité péritonéale.
  5. Écartez doucement les entrailles à l’aide d’une pince stérile pour localiser l’utérus et exposer la corne utérine droite. Appliquez des pinces hémostatiques à l’extrémité proximale près du col de l’utérus et à l’extrémité distale près de l’ovaire.
    REMARQUE : Le clampage des deux extrémités de la corne utérine garantit l’absence de fuite lors de l’injection d’éthanol, évitant ainsi d’endommager le col de l’utérus, le vagin et l’ovaire.
  6. Instillez environ 50 μL d’éthanol à 95 %27 dans la cavité utérine à l’aide d’une seringue de 25 G, l’aiguille étant parallèle à la direction de la corne utérine. Insérez l’aiguille dans la cavité utérine à un angle de 30 degrés. Maintenez la seringue pendant 1 min, 2 min, 3 min, 4 min ou 5 min, selon le cas. Retirez l’éthanol et rincez la cavité utérine avec une solution saline stérile 5 fois pour éliminer tout éthanol restant. De même, instillez un volume égal de solution saline stérile dans la corne utérine gauche comme contrôle, en suivant les mêmes procédures.
    REMARQUE : Assurez-vous que l’aiguille de la seringue est parallèle à la direction de la corne utérine. Évitez d’insérer l’aiguille à un angle trop prononcé pour éviter qu’elle ne traverse toute la corne utérine. Retirez l’éthanol aussi complètement que possible pour éviter des dommages persistants et une instabilité expérimentale.
  7. Retirez les pinces et remettez l’utérus et les entrailles dans leur position d’origine.
  8. Suturez le péritoine avec des sutures chirurgicales 5-0 de polyglycolide résorbables, suivies de la suture de l’épiderme avec des sutures chirurgicales de polyglycolide 5-0 non résorbables.
  9. Désinfectez l’incision avec de l’éthanol à 75 % et de l’iodophore, puis remettez les animaux dans leur cage. Après la chirurgie, observez attentivement si la fréquence cardiaque de la souris augmente progressivement et régulièrement jusqu’à ce que la souris se rétablisse complètement et puisse se déplacer normalement (Figure 3A-H).
    REMARQUE : Un analgésique oral (3,2 mg/mL d’acétaminophène dans l’eau potable) a été administré la veille de la chirurgie et s’est poursuivi pendant le reste de l’étude.
  10. Observez les souris à 9h00 et 15h00 chaque jour et désinfectez l’incision avec de l’iodophor pour vous assurer qu’elles sont en bon état.

4. Prélèvement d’échantillons

  1. Euthanasier les souris par luxation de la colonne cervicale sous anesthésie profonde 7 jours après un traitement à l’éthanol à 95 % (selon un protocole approuvé par l’établissement).
  2. Coupez les sutures pour exposer l’utérus à l’aide de ciseaux chirurgicaux.
  3. Extrayez soigneusement et lentement l’ensemble de l’utérus à l’aide d’une pince chirurgicale. Détachez l’utérus des entrailles environnantes.
  4. Retirez immédiatement les deux cornes utérines et divisez chaque corne en 3-4 petits segments.
  5. Ajouter 1 mL de paraformaldéhyde à 4 % dans un tube de microcentrifugation de 1,5 mL à l’aide d’une pipette. Conserver le tissu utérin dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 24 h pour la fixation.

5. Déshydratation des tissus

REMARQUE : La déshydratation des tissus est réalisée à l’aide d’un processeur de tissus automatique (voir le tableau des matériaux).

  1. Placez les échantillons fixés au formol dans des cassettes de tissus.
  2. Transférez les cassettes de tissus à travers une série de concentrations croissantes d’éthanol pour déshydrater les tissus comme suit : 70 % d’éthanol pendant 1 h, 85 % d’éthanol pendant 1 h, 95 % d’éthanol deux fois (1 h chacune) et 100 % d’éthanol deux fois (1 h chacune).
  3. Remplacez l’éthanol par du xylène à 100 % (135 min pour la première immersion, 20 min pour chaque immersion subséquente deux fois) pour vous assurer que la paraffine pénètre dans le tissu.
  4. Plongez les cassettes de tissus dans de la paraffine dans un incubateur à 60-65 °C (3 fois, 140 min chacune) et maintenez les cassettes au chaud jusqu’à l’encastrement.

6. Intégration de la paraffine

REMARQUE : Effectuez ces étapes à l’aide d’un centre modulaire d’enrobage de tissus (voir Tableau des matériaux).

  1. Remplissez un moule à cire avec de la cire de paraffine fondue chauffée à 55 °C.
  2. À l’aide d’une pince chauffée, vous pouvez transférer rapidement les segments infiltrés de la cassette d’enrobage dans le moule en cire, en veillant à ce que la section transversale de chaque segment repose parallèlement à la base du moule.
  3. Une fois les segments correctement positionnés, placez le bas de la cassette d’enrobage sur le dessus du moule d’histologie.
  4. Placez le moule directement sur une plaque de refroidissement réglée à 4 °C pendant au moins 20 min pour permettre à la paraffine de se solidifier.
  5. Une fois la cire solidifiée, retirez l’échantillon du moule et utilisez une coupe-paraffine pour couper tout excès de cire autour de celle-ci.

7. Section de la paraffine

  1. Préparez un bain-marie à 42 °C. Placez les blocs de paraffine sur une plaque froide avant de les couper pour leur permettre de refroidir et de devenir plus faciles à couper.
  2. Fixez l’échantillon enrobé de paraffine sur un microtome rotatif avec la surface du tissu vers le haut.
  3. Sectionnez 20 μm à la fois pour éliminer l’excès de paraffine recouvrant le tissu jusqu’à ce que le plan tissulaire souhaité soit atteint.
  4. Coupez des sections de 4 μm à la fois.
  5. Transférez le ruban sectionné de paraffine dans le bain d’eau chaude à 42 °C pendant 2 min.
  6. Ramassez les coupes à la surface de l’eau et placez-les sur une lame de microscope après les avoir dépliées.
  7. Faites sécher les lames dans un incubateur à 60 °C pendant 30 min.

8. Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine

REMARQUE : La coloration à l’hématoxyline et à l’éosine est effectuée à l’aide d’une machine à coloration de lames automatisée (voir le tableau des matériaux).

  1. Préparez tous les réactifs à l’avance avant de commencer la procédure de coloration.
  2. Faites tremper les lames dans du xylène à 100 % pendant 10 min, 5 min et 3 min, respectivement.
  3. Réhydratez les lames en une série décroissante d’éthanol dans de l’eau déminéralisée comme suit : 100 % d’éthanol, 95 % d’éthanol (deux fois) et 80 % d’éthanol, pendant 2 min chacune.
  4. Rincez les lames à l’eau déminéralisée.
  5. Colorer les lames dans une solution d’hématoxyline pendant 10 min. Rincez les lames à l’eau déminéralisée pendant 1 min ou jusqu’à ce que l’eau ne soit plus violette.
  6. Trempez les lames dans une solution de différenciation de l’éthanol acide à 0,5 % deux fois pendant 3 à 5 s à chaque fois. Rincez les lames à l’eau déminéralisée pendant 1 min.
  7. Placez les lames dans un tampon bleuissant (solution d’ammoniac à 1 %) pendant 1 min. Rincez les lames à l’eau déminéralisée pendant 1 min.
  8. Déshydratez les lames avec de l’éthanol à 80 %, puis plongez-les dans une solution de travail à l’éosine-Y pendant 10 s.
  9. Transférez les lames à 95 % d’éthanol et rincez deux fois pendant 10 s chacune. Ensuite, transférez les lames dans de l’éthanol absolu et déshydratez-les deux fois pendant 10 s chacune.
  10. Trempez les lames dans du xylène à 100 % pour éclaircir le tissu deux fois, pendant 2 minutes chacune.
  11. Placez une lamelle sur le tissu et scellez-le avec de la résine naturelle.

9. Coloration Masson

  1. Déparaffinisez le tissu en trempant les lames dans du xylène à 100 % pendant 10 min, 5 min et 3 min, respectivement.
  2. Après la déparaffinisation, faites tremper les lames dans une série décroissante d’éthanol dans de l’eau déminéralisée : 100 % d’éthanol, 95 % d’éthanol (deux fois) et 80 % d’éthanol, pendant 2 minutes chacune.
  3. Rincez les lames à l’eau déminéralisée.
  4. Colorez les lames dans la solution d’hématoxyline de fer de Weigert pendant 5 min, puis lavez les lames dans de l’eau désionisée pendant 30 s.
  5. Différenciez les couleurs des structures tissulaires colorées en incubant les lames dans de l’alcool d’acide chlorhydrique à 1 % pendant 15 s.
  6. Rincez les lames à l’eau déminéralisée pendant 30 s.
  7. Incuber le tissu dans une solution de bleuissement pendant 3 à 5 min.
  8. Rincez les lames à l’eau déminéralisée pendant 30 s.
  9. Placez les lames dans la solution de fuchsine Ponceau-Acid pendant 5 à 10 min.
    REMARQUE : Mélangez de l’eau désionisée et une solution d’acide faible dans un rapport de 2 : 1 pour préparer la solution de travail à l’acide faible.
  10. Rincer les lames avec la solution de travail à l’acide faible pendant 30 s.
  11. Différencier le tissu dans la solution d’acide phosphomolybdique pendant 1 à 2 min, puis rincer les sections avec une solution de travail à l’acide faible pendant 30 s.
  12. Colorer les sections de tissu avec une solution de bleu d’aniline pendant 1 à 2 min.
  13. Déshydratez rapidement les sections de tissu dans de l’éthanol à 95 % pendant 2 à 3 s, puis à 100 % d’éthanol deux fois pendant 5 à 10 s chacune. Nettoyer les lames dans du xylène deux fois, pendant 1 à 2 minutes chacune.
  14. Placez une lamelle sur le tissu et scellez-le avec de la résine naturelle.
  15. Égouttez l’excès de résine et laissez sécher les lames.

10. Imagerie et analyse

  1. Capturez des images des sections à l’aide d’un système de balayage de diapositives.
    REMARQUE : Utilisez un objectif 4x ou 10x pour une vue d’ensemble des sections ; Pour des images plus détaillées, utilisez des objectifs 20x à 100x.
  2. Effectuez une analyse quantitative de l’épaisseur de l’endomètre, du nombre de glandes et de l’étendue de la fibrose tissulaire à l’aide de la plateforme d’analyse d’images HALO.
    REMARQUE : L’épaisseur moyenne est obtenue en mesurant la distance verticale entre la cavité utérine et le myomètre dans 5 champs de vision choisis au hasard.

11. Analyses statistiques

  1. Effectuer des analyses statistiques à l’aide de SPSS version 23.0 (SPSS Inc., Chicago, IL, États-Unis).
  2. Évaluez la signification statistique des différences expérimentales entre le groupe témoin et le groupe modèle en effectuant d’abord un test de distribution normale.
  3. Présentez des données qui sont normalement distribuées sous forme de moyenne ± MEB.
  4. Analysez les données de différents groupes de traitement à l’aide de l’ANOVA à un facteur. Ajustez pour des comparaisons multiples du nombre d’allèles testés dans chaque locus à l’aide de la méthode de Bonferroni. Considérez une valeur P <0,05 comme statistiquement significative.

Résultats

Les principales caractéristiques de l’endomètre mince (TE) sont une diminution de l’épaisseur de l’endomètre et de la densité glandulaire, ainsi qu’une augmentation de la fibrose de l’endomètre. Cette méthode a réussi à reproduire ces caractéristiques chez les souris modèles. L’analyse des données a révélé une diminution significative de l’épaisseur de l’endomètre dans le groupe 1 min (222,3 μm ± 13,96 μm contre 359,2 μm ± 12,41 μm, P < 0,05), le groupe 2 min (168,7 μm ± 17,57 μm contre 359,2 μm ± 12,41 μm, P < 0,05), et le groupe 3 min (131,8 μm ± 3 μm contre 359,2 μm ± 12,41 μm, P < 0,05) par rapport au groupe témoin. Cependant, aucune différence significative dans l’épaisseur de l’endomètre n’a été observée entre les groupes de 2 minutes et de 3 minutes (168,7 μm ± 17,57 μm vs 131,8 μm ± 3 μm, P > 0,05) (Figure 3A,B).

Le nombre de glandes endométriales a été significativement réduit dans le groupe de 1 minute (4,4 ± 2,38 ± 1,6, P < 0,05), le groupe de 2 minutes (0,8 ± 0,49 contre 24,4 ± 1,6, P < 0,05) et le groupe de 3 minutes (4,4 ± 3,20 contre 24,4 ± 1,6, P < 0,05) par rapport au groupe témoin (Figure 3A, C). Cependant, aucune différence significative dans le nombre de glandes endométriales n’a été observée entre les groupes de 1 min, 2 min et 3 min.

Étant donné que l’ET s’est produite après un traitement avec de l’éthanol à 95 % pendant 7 jours, on a émis l’hypothèse que l’épaisseur de l’endomètre pourrait être associée à la durée de la perfusion. Pour étudier cela, deux autres groupes ont été traités avec de l’éthanol à 95 % pendant 4 min et 5 min, respectivement. Fait intéressant, les résultats ont montré une adhérence utérine sévère lorsque le temps de perfusion augmentait. (Figure 4), la cavité utérine devenant presque invisible. De plus, aucune glande endométriale n’a été observée dans l’utérus de la souris avec le temps de perfusion prolongé (Figure 4).

De plus, le niveau de fibrose de l’endomètre augmentait avec la durée de la perfusion d’éthanol à 95 %, comme le confirme la coloration de Masson, indiquant une fibrose excessive dans l’endomètre endommagé (Figure 5A,B).

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Figure 1 : Organigramme de l’établissement du modèle murin TE. L’ensemble de la procédure comprend les étapes suivantes : Tout d’abord, les souris ont été autorisées à s’acclimater pendant 1 semaine avant l’expérience. Ensuite, deux cycles œstraux ont été surveillés. Les souris du troisième œstrus ont ensuite été sélectionnées pour l’établissement du modèle en injectant de l’éthanol à 95 % dans la cavité utérine. Sept jours après l’injection d’éthanol, les souris ont été sacrifiées et les cornes utérines ont été prélevées pour une coloration HE plus poussée et une analyse de coloration Masson. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Identification de l’œstrus chez la souris. (A) Le proestrus est caractérisé par la prédominance de cellules épithéliales nucléées (flèche). (B) L’œstrus est caractérisé par la prédominance de cellules épithéliales kératinisées anucléées (astérisques). (C) Metestrus est caractérisé par une combinaison de cellules épithéliales kératinisées anucléées et de neutrophiles (triangle). (D) Le diestrus est caractérisé par une combinaison de neutrophiles, de cellules épithéliales nucléées et d’un faible nombre de cellules kératinisées anucléées. Grossissement de l’objectif de 20x. Barres d’échelle = 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 3 : Procédure d’induction de l’ÉT par perfusion d’éthanol à 95 %. (A) Les souris sont anesthésiées à l’aide d’un appareil d’anesthésie. (B) Les poils abdominaux sont enlevés. (C) Une incision de 1 cm est pratiquée à 1 cm de l’orifice urétral. (D) L’utérus est localisé et un côté de la corne utérine est exposé. (E) Des pinces hémostatiques sont appliquées des deux côtés de la corne utérine. (F) De l’éthanol à 95 % est instillé dans la corne utérine, puis rincé avec une solution saline stérile. (G) Les pinces sont retirées et l’utérus est remis en place. (H) L’incision est suturée. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Observation de la morphologie de l’endomètre chez la souris à l’aide d’une coloration HE au microscope. (A) La morphologie de l’endomètre du côté lésé et du côté témoin a été examinée. L’utérus droit a été injecté avec de l’éthanol à 95 %, tandis que l’utérus gauche a été injecté avec une solution saline stérile comme contrôle. Barres d’échelle = 200 μm. (B) Comparaison de l’épaisseur de l’endomètre entre le groupe Con, 1 min, 2 min et 3 min. (C) Comparaison du nombre de glandes dans l’endomètre parmi les groupes Con, 1 min, 2 min, 3 min, 4 min et 5 min. Inconvénient, contrôle ; **P < 0,01, ****P < 0,0001 avec ANOVA à un facteur. Les données sont représentées sous forme de moyenne ±'erreur type de la moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Fibrose de l’endomètre dans l’endomètre de la souris. (A) La coloration trichrome de Masson a été utilisée pour évaluer la fibrose de l’endomètre, où la couleur bleue indique la distribution des fibres de collagène, dans les groupes de traitement indiqués. Barres d’échelle = 200 μm. (B) Un graphique à barres récapitulatif montre le niveau de fibrose du collagène parmi différents groupes. **P < 0,01, ***P < 0,001, ****P < 0,0001 avec ANOVA à un facteur. Les données sont représentées sous forme de moyenne ±'erreur type de la moyenne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

L’ET se caractérise par une prolifération cellulaire insuffisante et des cellules dysfonctionnelles, étroitement liées à l’infertilité, aux fausses couches récurrentes et aux anomalies placentaires 2,3. Malheureusement, il n’existe actuellement aucun traitement efficace pour l’ET. Les modèles animaux jouent un rôle crucial dans l’étude de cette maladie. Entre 2014 et 2024, les rats ont été utilisés comme organismes modèles dans 16,4 % des 208 000 études (34 200 études) et les souris dans 22,7 % (47 300 études). L’utilisation croissante des souris dans les expériences peut être attribuée à leurs avantages par rapport à d’autres modèles, en particulier leur potentiel dans les études de régénération 28,29,30. Compte tenu de l’importance de la cohérence des modèles, il existe un besoin croissant d’outils plus compatibles pour mener des études en utilisant des souris comme modèles31.

Les méthodes courantes pour induire des modèles TE, telles que rapportées dans des études précédentes, comprennent le grattage11,12, l’ischémie14, les lésions induites par la chaleur15 et les lésions induites par les produits chimiques 16,17,23. Pour faciliter l’utilisation de modèles animaux dans les études TE et jeter les bases de traitements efficaces, Gao et al.24 ont d’abord établi un modèle TE chez des rats SD en injectant de l’éthanol absolu pendant 5 minutes pour endommager l’endomètre. Bien que cette méthode limite la croissance de l’endomètre, elle entraîne souvent de fortes adhérences dans la cavité abdominale, avec un taux de survie de seulement 70 %.

Auparavant, l’éthanol à 95 % était principalement utilisé chez les rats en raison de sa facilité d’application, mais cette méthode a généré peu de modèles murins pour les études TE. Après des observations cliniques, une revue complète de la littérature, des pré-expériences, des discussions répétées et des analyses, une méthode améliorée avec un temps de perfusion utérine plus court a été développée. Des techniques habiles permettent d’injecter de l’éthanol à 95 % dans la cavité utérine pour créer un modèle TE avec des temps de perfusion variables.

Le modèle murin introduit dans cette étude s’appuie sur les principes du modèle24 de Gao. Cependant, plusieurs modifications ont été apportées, notamment la réduction du temps d’infusion de l’éthanol et l’augmentation de la fréquence de rinçage salin. Dans ce modèle, les utérus de souris ont été exposés par dissection abdominale, et de l’éthanol à 95 % a été injecté dans un côté des cornes utérines pendant différentes durées : 1 min, 2 min, 3 min, 4 min et 5 min. Grâce au contrôle précis du temps d’infusion d’éthanol et à la procédure standardisée, des données stables ont été obtenues dans les expériences sur les souris, ce qui a minimisé les écarts dus aux différences individuelles entre les souris.

Les résultats histologiques montrent des changements clairs dans l’épaisseur de l’endomètre, le nombre de glandes endométriales et la fibrose endométriale à des degrés divers chez les souris TE, confirmant la fiabilité du modèle établi dans cette étude 3,6,9. Notamment, lorsque le temps de perfusion d’éthanol dépassait 4 min ou 5 min, des adhérences intra-utérines sévères (IUA) ont été observées. Ces résultats suggèrent que le modèle murin TE peut être efficacement établi avec 1 à 3 minutes de perfusion d’éthanol à 95 %, tandis que des temps de perfusion supérieurs à 3 minutes peuvent induire une IUA sévère.

À ce jour, plusieurs modèles animaux ont été développés pour étudier l’ET, notamment le grattage, l’ischémie, les modèles induits thermiquement et les modèles induits par des produits chimiques. Le modèle induit par le grattage, bien que plus facile à réaliser, conduit souvent à des adhérences intra-utérines (IUA) plutôt qu’à une TE. Le modèle TE induit par l’ischémie nécessite une durée beaucoup plus longue que le modèle induit par les produits chimiques, et la méthode induite thermiquement est plus complexe et difficile à exécuter par rapport à l’induction chimique. Bien que le modèle induit par des produits chimiques soit rapide et stable, il présente des limites potentielles, telles que le traumatisme des animaux et les risques d’infection ou de mort dus à une technique inappropriée. Ces problèmes peuvent être atténués grâce à une formation et à une expérience minutieuses.

En conclusion, les résultats démontrent que le modèle murin TE peut être établi efficacement en injectant de l’éthanol à 95 % dans la cavité utérine pendant 1 à 3 minutes. Cette approche offre une méthode prometteuse pour étudier les mécanismes pathologiques et les processus de réparation de l’ET, et pour développer des traitements efficaces pour les patients atteints de cette maladie.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Nous remercions avec gratitude les arbitres anonymes pour leurs commentaires importants et utiles. Ce travail a été soutenu par le projet scientifique et technologique de Shenzhen (No. JCYJ20220818103207016) et la Fondation de recherche fondamentale et appliquée du Guangdong (n° 2024A1515010478).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Appareil d’anesthésieRWD Life ScienceR530Appareil d’anesthésie par inhalation mobile pour petits animaux
0,9 % de solution salineHubei Kelun Pharmaceutical  ;C230817A210 mL, injection médicale
75 % éthanolLIRCON6303060031500 mL, réactif désinfectant
95 % éthanolGuangzhou Chemical Reagent Factory64-17-5500 mL, réactif chimique
Sutures résorbablesJinhuan MedicalCR537Épaisseur : 5-0 ; Longueur : 90 cm
Ammoniac aqueuxMilliporeSigma1336-21-61000 mL, réactif chimique
Processeur automatique de tissusLeicaTP1020100 boîtes d’enrobage peuvent être traitées en une seule fois
C57BL/6 souris  ;Centre pour animaux expérimentaux de l’Université de médecine du Sud  ;
Eosin-YBASOBA40241000 mL, utilisé pour la coloration des sections de paraffine, des sections congelées, etc
HaematoxylinBASOBA40411000 mL, utilisé pour la coloration des sections de paraffine, des sections congelées, etc. Plateforme d’analyse d’images
HALOIndica labs L’instrumentse caractérise par sa facilité d’utilisation et son évolutivité, ses capacités analytiques puissantes et le traitement le plus rapide vitesse
Pinces hémostatiquesHUAYON18-50211,8 cm de longueur totale avec mâchoire de 0,7 cm
Pince hémostatiqueHUAYON18-502010 cm de longueur totale
HistoCore Microtome rotatifLeica149BIO000C1L’épaisseur de la tranche varie de 1 à 60 &mu ; m
IndorphorADF1005500 mL, réactif désinfectant
IsofluraneRWD Life ScienceR510-22-10100 mL, principe actif 100 % isoflurane
Coloration trichrome de MassonSOLARBIOG13407 × ; 100 mL pour 100 tests
Lame de microscopeGene TechGT100511Longueur : 75 cm ; Largeur : 25 cm
Centre modulaire d’enrobage de tissusLeicaEG1150 CL’instrument contient une platine froide et un module de distribution de paraffine chauffé, offrant une flexibilité pour le travail d’enrobage
Résine naturelleSAKURA4770Film enduit de résine, Convient pour la coloration histologique
Olympus SLIDEVIEW VS200PANOVUEVS200L’instrument capture des images de lames virtuelles de haute qualité et permet une analyse quantitative avancée des images.
Paraformaldéhyde solution fixeServicebioG1011500 mL, fixateur universel de tissus (neutre)
Pince chirurgicaleHUAYON18-13002,2 mm droite, 12,5 cm de large
Ciseaux chirurgicauxHUAYON18-011010 cm, ciseaux chirurgicaux en acier inoxydable
SeringueAimly600170311 mL, seringue stérile jetable avec aiguille
Tissu cassettesCITOTEST80106-1100-16Blanc ; fentes à circulation continue ; couvercle intégral 0 pièce ; les zones d’étiquetage sont situées sur trois côtés
Tissue-Tek Prisma PlusSAKURADRS-Prisma-P-JCSLa capacité de traitement est de 60 lames à la fois
XyleneGuangdong Guanghua Sci-Tech1330-20-71000 mL, solvant organique
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Références

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