Procédures d’exploitation et de bioconfinement d’une installation pour souris de laboratoire avec un microbiome naturel : procédure d’immunophénotypage

Résumé

Ici, nous décrivons la structure et les procédures de fonctionnement, y compris les mesures de confinement microbien d’une installation pour les « souris sauvages » en utilisant des prélèvements sanguins pour l’immunophénotypage à titre d’exemple.

Résumé

L’utilisation de souris de laboratoire dotées d’un microbiome naturel, telles que les « souris sauvageons », offre un outil de recherche prometteur pour les sciences fondamentales et appliquées en raison de leur ressemblance étroite avec le superorganisme humain. Cependant, l’élevage et l’entretien de ces souris, qui abritent un microbiome diversifié comprenant des bactéries, des virus et des parasites, posent des défis importants pour les installations d’élevage des établissements de recherche. Pour relever ces défis, un concept d’installation spécialisé a été développé pour loger les « souris sauvageons » à la Charité - Universitätsmedizin Berlin. Cette approche impliquait de concevoir une installation avec des caractéristiques structurelles et des protocoles opérationnels spécifiques pour contenir efficacement le microbiome naturel, protégeant ainsi les zones où les normes d’hygiène sont plus élevées.

Une méthodologie d’échantillonnage sanguin de souris exemptes d’agents pathogènes spécifiés (SPF) et de « souris sauvageons » pour l’immunophénotypage est démontrée, mettant en évidence le flux de travail et les mesures de bioconfinement mises en œuvre dans l’installation. Des résultats remarquables révèlent que les « souris sauvageons » exposées à un microbiome naturel développent des populations de cellules immunitaires distinctes, qui sont considérablement réduites chez les souris élevées et maintenues dans des conditions d’hygiène strictes.

L’importance de cette étude réside dans son potentiel à fournir aux chercheurs un accès à des souris qui possèdent un microbiome naturel et un système immunitaire mature similaire à celui des adultes humains. Cette approche pourrait améliorer la traduisibilité des résultats précliniques dans la pratique clinique, faisant ainsi progresser le domaine de la recherche biomédicale.

Introduction

L’expérimentation chez la souris est encore indispensable dans les sciences fondamentales et appliquées, telles que la recherche préclinique et toxicologique. Cependant, la standardisation de l’hygiène dans les environnements de laboratoire, visant à réduire le bruit biologique et à minimiser la variabilité des résultats expérimentaux, a conduit à l’exclusion du microbiote naturel dans une large mesure. Ainsi, les conditions dans lesquelles naissent et gardent des souris de laboratoire exemptes d’agents pathogènes (FPS) normalisées sur le plan de l’hygiène diffèrent des conditions réelles auxquelles les humains et les animaux sont normalement exposés. Ce décalage entre les conditions de laboratoire et les environnements naturels dans lesquels les maladies humaines se produisent donne lieu à l'« erreur de standardisation » : supposer que la minimisation de la variation des conditions expérimentales améliore les résultats translationnels. Cependant, en réalité, cela limite la pertinence biologique des résultats ^1,2. Par exemple, des recherches ont montré que l’absence de diversité microbienne et environnementale chez les souris SPF peut entraîner un système immunitaire sous-développé, ce qui compromet la validité des études immunologiques et précliniques³.

Plusieurs approches ont été proposées pour aborder la variation biologique dans des modèles murins, chacune ayant ses propres avantages et limites, notamment la cohabitation avec des souris sauvages et des souris d’animalerie ^3,4,5,6,7,8, l’exposition séquentielle aux commensaux⁹, le maintien des animaux dans des enclos extérieurs¹⁰ ou sur de la litière de grands animaux¹¹, et les transplantations fécales de souris sauvages¹². Un nouveau modèle de souris prometteur pour la recherche préclinique et toxicologique est le modèle des « souris sauvageons », qui consiste en des souches de souris de laboratoire standard hébergeant un microbiome naturel¹³. Ces « souris sauvageons » sont générées par la transplantation d’embryons de souches de souris de laboratoire dans des souris capturées dans la nature. Au cours de la naissance, les souches de souris de laboratoire acquièrent le microbiome naturel de leurs mères porteuses, imitant l’inoculation naturelle qui se produit lors de l’accouchement humain¹³. Les « souris sauvageons » peuvent être élevées comme n’importe quelle autre souche de souris de laboratoire, avec leur microbiome naturel préservé à travers les générations.

Les « souris sauvageons » hébergent un microbiote diversifié - y compris des bactéries, des virus et des parasites - qui sont généralement exclus des installations de souris SPF. Par conséquent, le maintien d’un microbiome naturel dans les installations de recherche présente des défis, car ces microbes doivent être contenus sans compromettre les normes d’hygiène globales du SPF.

À la Charité - Universitätsmedizin Berlin, une installation dédiée aux « souris sauvageons » a été créée, séparée des zones SPF par des mesures strictes de bioconfinement. L’installation comprend des salles de reproduction et d’expérimentation, ce qui permet de maintenir le microbiome naturel des « souris sauvageons » tout en protégeant les zones de protection contre les incendies (figure 1).

Les couples fondateurs de la colonie de Charité ont été importés de la colonie de « souris sauvages » établie au Département de recherche sur le microbiome de l’hôpital universitaire d’Erlangen, à la Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU), en Allemagne. Ils sont munis d’un certificat sanitaire et suivis à l’aide d’un panel élargi pour détecter les agents pathogènes zoonotiques avant l’importation des fondateurs de la colonie. Des sentinelles seront utilisées pour surveiller le microbiome au fil du temps. Les souris SPF et les « souris sauvageons » sont logées dans les mêmes conditions. Les souris sont élevées et gardées préférentiellement dans des cages ventilées individuellement (CVI) de type II de long en groupes de cinq souris. La température à l’intérieur de l’installation est de 22 °C et le cycle lumière/obscurité est de 12 h. Les souris reçoivent de la nourriture standard à base de céréales et de l’eau du robinet. La stérilisation de la litière et des articles d’enrichissement n’est pas nécessaire pour les « souris sauvageons ». Cependant, l’autoclave de ces articles empêche les mélanges de matériaux dans les zones où les souris SPF sont hébergées.

Dans ce protocole, les procédures d’immunophénotypage pour les souris SPF et les « souris sauvageons » sont démontrées, mettant en évidence les protocoles stricts de confinement microbien de l’installation de la souris sauvageon. Ces mesures garantissent l’intégrité des environnements SPF tout en offrant les avantages de travailler avec des souris porteuses d’un microbiome naturel.

Figure 1 : Aménagement de l’installation pour les souris sauvageons. E1 = accès à l’installation. Les flèches indiquent la voie d’entrée dans l’installation. E2 = accès à la cabine à flux d’air laminaire depuis l’extérieur de l’installation. PA = sas personnel avec douche d’air. AS = douche à air. R1, R2 = salles pour la reproduction des souris sauvageons. R3 = espace pour garder des souris Wilding. R4 = espace pour garder des souris SPF. PR1 = salle d’intervention pour souris SPF. PR2 = salle d’intervention pour les souris sauvageons. SB = banc de travail stérile. EE = issues de secours. CR = vestiaire devant la cabine LAF. LAF = cabine à flux d’air laminaire pour les interventions sous flux d’air protecteur. A = autoclave. ER = salle d’équipement. Les flèches vertes représentent les itinéraires accessibles lorsque vous travaillez avec des animaux SPF, et les flèches jaunes indiquent les chemins disponibles pour travailler avec des souris sauvageons après une douche d’air. Les flèches bleues indiquent l’accès réservé au personnel d’élevage. La ligne rouge marque la paroi vitrée à l’intérieur de la cabine LAF, qui divise l’espace en deux sections accessibles soit depuis E1 via PR2, soit depuis E2 via CR. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

Protocole

L’installation pour les « souris sauvages » et les procédures impliquant des animaux vivants ont été approuvées par l’office national compétent pour l’expérimentation animale, « Landesamt für Gesundheit und Soziales Berlin » (LAGeSo). Les étapes les plus importantes du protocole sont résumées à la figure 2.

1. Accéder à l’installation Wilding

1. Obtenez une introduction personnelle aux procédures d’exploitation et de bioconfinement de l’installation auprès de l’agent responsable du bien-être animal.
2. Procurez-vous la clé du transpondeur pour entrer dans l’installation des « souris sauvageons » et réservez les salles d’intervention via le système de réservation en ligne.

2. Entrée dans l’installation des « Souris sauvageons »

1. Déposez les vêtements dans la cabine d’essayage.
2. Enfilez des vêtements de zone : pantalon, kasak et couvre-chaussures jetables (Figure 3).

3. Prélèvement sanguin de souris SPF dans la zone SPF

1. Transférez les souris SPF (mâles et femelles, 8 à 20 semaines) de la pièce où elles sont gardées (R4) à la salle d’intervention pour les animaux SPF (PR1) dans une cage IVC fermée.
2. Allumez le banc à flux laminaire et désinfectez la surface de l’espace de travail avec de l’éthanol à 70 % vol. Travaillez à l’intérieur du banc.
3. Inspectez les tubes capillaires pour détecter les sections brisées ou ébréchées afin d’éviter un risque accru de bris ou de dommages.
4. Sous une brève anesthésie générale à l’isoflurane (induction à 5 % d’isoflurane dans l’air médical enrichi en oxygène, suivie de 1,5 % à 2,0 % pour l’entretien), après la perte du réflexe de retrait de la pédale (comme indiqué par pincement de l’orteil), comprimez les veines du cou des souris en saisissant la peau du cou.
5. D’une main, fixez la tête de l’animal à l’aide du pouce et de l’index. Insérez un capillaire frais dans le canthus médial de l’œil sous la membrane nictitante à un angle de 45°. Assurez-vous que le capillaire est positionné entre le globe oculaire et l’orbite osseuse de l’œil.
   REMARQUE : Pour éviter un traumatisme, ne laissez pas l’extrémité du tube capillaire toucher la surface de l’œil.
6. Insérez le capillaire à travers la membrane du sinus avec un léger mouvement de rotation axiale. Continuez à faire pivoter le tube à l’arrière de l’orbite jusqu’à ce que le sang circule. Prélever un minimum de 15 μL de sang dans un tube de prélèvement sanguin contenant de l’acide éthylènediaminetétraacétique (EDTA) (environ 1 goutte).
7. Avant de retirer le capillaire, desserrez la prise sur la peau du cou pour réduire au minimum les saignements dans les tissus. Pour assurer une bonne hémostase, utilisez une compresse de gaze ou un écouvillon propre pour arrêter le saignement.
8. Faites pivoter légèrement le tube pour mélanger le sang et l’EDTA. Ne secouez pas le tube. Conservez l’échantillon de sang sur de la glace.
9. Désinfectez la surface de travail et éteignez le banc à flux laminaire. Renvoyez les souris SPF dans une IVC fermée dans la pièce du logement SPF (R4).

4. Entrée dans la zone des « Souris sauvageons »

1. Enlevez les chaussures et les chaussettes dans l’antichambre de la douche d’air (PA). Enfilez des chaussettes de zone et un équipement de protection individuelle (EPI) complet composé d’une combinaison en Tyvek, d’un filet à cheveux, si nécessaire, de gants en coton, de gants en nitrile et de masques faciaux (figure 3).
2. Entrez dans la douche d’air en chaussettes via le revêtement de sol adhésif. Pendant la douche à l’air, levez les bras et effectuez un virage à 360°.
3. Sortez de la douche d’air et mettez des chaussures de zone de l’autre côté.

5. Prélèvement de sang de « souris sauvages »

1. Transférez les « souris sauvageons » (mâles et femelles, 8 à 20 semaines) de la pièce où elles sont gardées (R3) dans une cage IVC fermée à la salle d’intervention (PR2).
2. Allumez le banc à flux laminaire et désinfectez la surface de l’espace de travail.
3. Suivez les procédures décrites pour l’échantillonnage des souris SPF à la section 3, étapes 2 à 8.
4. Après avoir terminé le prélèvement sanguin, changez de gants. Désinfectez tous les matériaux et surfaces. Éteignez le banc d’écoulement laminaire.

6. Exportation d’échantillons de sang de la zone « Souris sauvageons » via l’armoire à flux d’air laminaire (LAF)

REMARQUE : La salle d’intervention (PR2) contient une armoire LAF, qui sert de verrou de matériel et de salle d’intervention stérile. Les échantillons sont transférés via la cabine LAF. L’intérieur est accessible à la fois de l’intérieur (via E1 et PR2) et de l’extérieur (via E2 et CR) de la zone Wildling et est divisé au milieu par une paroi vitrée avec une porte coulissante (Figure 1). Deux personnes sont nécessaires pour exporter les matériaux : la personne 1 (à l’intérieur de la zone du sauvageon [via PR2]) effectuera les étapes 6.1 et 6.2. La personne 2 (en dehors de la zone du sauvageon [via E2]) effectuera les étapes 6.3-6.5.

1. Désinfectez les contenants d’échantillons. Retirez les récipients d’échantillons par la porte coulissante dans la paroi vitrée de la cabine LAF.
2. Une fois le transfert des contenants d’échantillons à la personne 2 terminé, recevoir des vêtements de protection de la personne 2 (porte des vêtements de protection dans le verrou de la cabine) de l’autre côté de la cabine des FAL et jetez-les. Désinfectez toutes les surfaces.
3. Mettez des vêtements de protection dans le LAF d’accès devant la cabine LAF (CR, Figure 1).
4. Recevez des conteneurs d’échantillons désinfectés de la zone des sauvageons sans contact par la porte coulissante dans la paroi vitrée de la cabine LAF.
5. Retirez les vêtements de protection et passez-les à travers la porte coulissante dans la zone intérieure de la cabine des LAF pour les éliminer.

7. Sortie de l’installation pour les « souris sauvageons »

1. Laissez les combinaisons et les chaussures jetables à l’intérieur de la zone. Jetez le filet à cheveux, les gants en caoutchouc et le masque facial.
   REMARQUE : Les chaussures et les combinaisons peuvent être réutilisées.
2. Entrez immédiatement dans la douche d’air en chaussettes de zone. Levez les bras et effectuez un virage à 360° pendant la douche à l’air.
3. Quittez la douche à air et placez les chaussettes dans le collecteur de linge. Mettez les chaussettes et les chaussures et les couvre-chaussures jetables. Déposez les vêtements dans le vestiaire dans le collecteur de linge. Enfilez les vêtements dans le vestiaire

8. Traitement et analyse des échantillons de sang

1. Apportez des échantillons de sang au laboratoire.
   1. Préparez un cocktail de coloration d’anticorps conjugués aux fluorophores : Pour chaque échantillon, ajoutez 0,25 μL de CD45 anti-souris Alexa Fluor 700, 0,25 μL de chaîne TCR-β anti-souris Brilliant Violet 605, 0,25 μL de CD4 anti-souris APC, 0,25 μL de CD8 anti-souris Brilliant Violet 785, 0,25 μL de CD44 anti-souris FITC et 0,25 μL d’anticorps anti-souris CD62L PerCP/Cyanine5.5 à 50 μL de tampon de cytométrie en flux (solution saline tamponnée au phosphate, 2 mM d’EDTA, 0,1 % d’albumine sérique bovine, 4 °C). Garder dans l’obscurité sur de la glace jusqu’à l’étape 8.8.
      REMARQUE : Les fluorophores utilisés peuvent être adaptés à la configuration du cytomètre en flux qui sera utilisé pour l’acquisition d’échantillons.
2. Désinfectez les tubes de prélèvement sanguin. Ajouter 2 ml de tampon de cytométrie à flux glacé dans un tube de polystyrène à fond rond de 5 ml. Placez le tube sur de la glace.
3. Ouvrez le tube de prélèvement sanguin. Ajoutez 10 μL de sang dans le tube contenant le tampon de cytométrie en flux et le vortex d’impulsion.
4. Essorer à 400 x g pendant 5 min à 4 °C.
5. Aspirez le surnageant. Ajouter 1 ml de tampon de lyse des globules rouges (GR), un vortex d’impulsion et incuber pendant 3 min à température ambiante (RT).
6. Ajouter 100 μL de 10x PBS. Essorer à 400 x g pendant 5 min à 4 °C.
7. Répétez les étapes 8.5-8.6.
8. Aspirez le surnageant. Ajouter 50 μL de cocktail de coloration d’anticorps, vortex et incuber pendant 20 min sur de la glace dans l’obscurité.
9. Ajouter 1 mL de tampon de cytométrie en flux. Essorer à 400 x g pendant 5 min à 4 °C.
10. Aspirez le surnageant. Ajouter 180 μL de tampon de cytométrie en flux.
11. Ajouter 20 μL de colorant bleu à cellules mortes SYTOX (concentration finale 1:1000) pour la distinction entre les substances vivantes et mortes.
12. Acquérez des échantillons sur un cytomètre en flux et analysez les données à l’aide du logiciel d’acquisition de cytomètre en flux ou du programme d’analyse de données de cytométrie en flux.

Résultats

Les « souris sauvages » hébergent potentiellement des micro-organismes généralement exclus des installations SPF, ce qui pose un défi aux pratiques d’élevage des animaux au sein des institutions de recherche qui respectent des normes d’hygiène strictes. Au cours des 4 dernières années, des scientifiques et des vétérinaires de la Charité - Universitätsmedizin Berlin et du Centre allemand pour la protection des animaux de laboratoire (Bf3R) ont mis au point une installation dédiée aux souris dotées d’un microbiome naturel, intégrant des mesures de bioconfinement strictes dans le cadre d’une collaboration (Figure 1). Pour réaliser cette conception, une installation de souris existante a fait l’objet d’une reconstruction complète, y compris l’installation d’une douche d’air et d’une cabine à flux d’air laminaire. Les zones où les souris sauvageons et les souris SPF sont élevées et gardées sont séparées par la douche à air et les deux zones ont des salles d’intervention désignées. Les matériaux thermostables ne quittent la zone des « sauvageons » que par l’autoclave, tandis que les matériaux thermolabiles, tels que les échantillons, peuvent être exportés via l’armoire LAF pour un traitement ultérieur dans les zones de laboratoire (Figure 2). Le strict respect de toutes les mesures de bioconfinement est essentiel pour prévenir la contamination des zones où les conditions d’hygiène du FPS sont maintenues (figure 3). Collectivement, la conception et les mesures de bioconfinement de l’installation pour les « souris sauvages » de la Charité - Universitätsmedizin Berlin offrent aux scientifiques la possibilité de mener des recherches sur des souris hébergeant un microbiome naturel tout en empêchant efficacement la propagation des micro-organismes dans les zones de l’animalerie présentant des niveaux d’hygiène plus élevés.

La cytométrie en flux est la méthode de référence en immunologie cellulaire et est utilisée pour interroger les populations de cellules immunitaires dans le sang et les tissus en réponse à des conditions environnementales modifiées. Par exemple, les humains adultes ont un nombre important de lymphocytes T mémoires circulant dans le sang, qui se développent lors de l’exposition à des micro-organismes de l’environnement³. Ici, la cytométrie en flux a été utilisée pour sonder les lymphocytes T mémoires dans le sang de souris élevées et conservées dans des conditions SPF et dans le sang de « souris sauvageons » (Figure 4). Les « souris sauvageons » colonisées par un microbiome naturel, présentent une population distincte de lymphocytes T mémoire. En revanche, les souris élevées et gardées dans des conditions SPF ont des lymphocytes T mémoire considérablement réduits dans la circulation sanguine. Par conséquent, la cytométrie en flux peut caractériser l’impact de différents environnements microbiens sur le compartiment immunitaire. La granulation des données peut être augmentée en incluant des marqueurs de cellules immunitaires supplémentaires. Les approches récemment développées en cytométrie en flux, telles que la cytométrie par temps de vol (CyTOF) et la cytométrie en flux spectral, permettent d’acquérir des informations sur une multitude de paramètres et, par conséquent, d’augmenter le nombre de (sous-)populations de cellules immunitaires pouvant être quantifiées dans le même échantillon de sang et de tissu. De plus, la production de cytokines cellulaires peut également être évaluée par cytométrie en flux, ce qui donne un aperçu de la fonction des cellules en réponse à un microbiome naturel.

Figure 2 : Flux de travail dans l’installation Sauvageon. Le prélèvement sanguin et le traitement des échantillons en sont des exemples, mais peuvent être remplacés par d’autres procédures, telles que des interventions chirurgicales avec prélèvement de tissus et histologie. Pour les abréviations, voir la légende de la figure 1. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Comparaison des exigences en matière d’équipement de protection individuelle (EPI) pour les zones de protection contre les incendies et les zones de sauvageonnage. Dans la zone SPF (à gauche), l’EPI standard se compose d’une seule couche de vêtements de protection. En revanche, la zone Sauvageon (à droite) nécessite un processus d’EPI en trois étapes avant d’entrer dans la douche d’air : un kasac (sous-vêtement de protection = étape 1) est porté sous la combinaison (étape 2). Cette couche supplémentaire permet de maintenir l’hygiène et d’éviter la contamination croisée entre les zones. Après la douche à l’air, il faut porter des chaussures désignées pour la zone des sauvageons (étape 3). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Immunophénotype de « souris sauvageons ». Des échantillons de sang de souris SPF mâles (n = 5 souris) et de souris « Wilding » (n = 5 souris), âgées de 14 semaines, ont été colorés avec un cocktail d’anticorps conjugués au fluorophore contre CD45, la chaîne TCR-β, CD4, CD8, CD44 et CD62L. Les nombres sont la proportion de la porte parentale ± l’écart-type. La stratégie de contrôle est illustrée pour les souris SPF, à l’exception des deux derniers transferts de souris SPF et de souris sauvageons. Chez les souris sauvageons, les lymphocytes T à mémoire centrale et effectrice sont augmentés par rapport aux souris qui sont élevées et maintenues dans des conditions SPF. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Les souris dotées d’un microbiome naturel sont un outil de recherche prometteur pour les sciences fondamentales et appliquées en raison de leur ressemblance plus étroite avec le super-organisme humain 3,9,10,11,12. Les tentatives d’incorporer la complexité biologique dans des modèles murins ont conduit au développement de diverses approches, chacune ayant ses propres avantages et limites 3,7,8,9,10,11,12. Les « souris sauvageons » combinent les avantages d’un environnement de laboratoire contrôlé avec un microbiome naturel. Cette approche maintient la stabilité dans des conditions expérimentales tout en préservant la diversité microbienne naturelle nécessaire à l’étude d’interactions biologiques complexes. Par conséquent, les thérapies biomédicales développées et testées chez des « souris sauvageons » ont un grand potentiel pour être appliquées avec succès en applications cliniques.

Cependant, il reste à déterminer dans quels modèles de maladies précliniques les « souris sauvageons » sont supérieurs aux souris SPF. De plus, les souris avec un microbiome naturel hébergent des micro-organismes tels que des vers hautement transmissibles qui sont généralement exclus des installations institutionnelles. Par conséquent, l’élevage et le travail avec ces souris présentent des défis pour les pratiques d’élevage au sein des institutions de recherche.

La mise en place d’une installation pour les « souris sauvageons » a nécessité un effort de collaboration entre scientifiques, vétérinaires et responsables institutionnels de la Charité - Universitätsmedizin, du Centre allemand pour la protection des animaux de laboratoire (Bf3R) et de la Friedrich-Alexander-Universität Erlangen-Nürnberg (FAU). Après avoir élaboré le concept de l’installation, une installation existante pour les souris a fait l’objet d’une reconstruction complète afin d’intégrer des mesures de bioconfinement strictes. L’installation est certifiée pour les opérations de niveau de biosécurité 2 (BSL-2) concernant la recherche avec des agents pathogènes humains.

Ici, les procédures d’exploitation et de bioconfinement dans l’installation pour les « souris sauvageons » sont décrites à l’aide d’un prélèvement sanguin pour l’immunophénotypage par cytométrie en flux à titre d’exemple. Il est obligatoire de respecter strictement les mesures de bioconfinement pendant le travail dans l’installation pour les « souris sauvageons » afin d’éviter la propagation des micro-organismes à d’autres zones de l’installation pour animaux. Cela inclut la restriction de l’accès à l’installation au moins de personnes possible, selon le groupe de recherche. De plus, une séance d’introduction obligatoire animée par l’agent de bien-être des animaux de l’établissement est requise avant d’avoir accès pour la première fois à l’établissement. Des informations générales et des procédures opérationnelles standard (POS) pour travailler au sein de l’installation Wildling sont également disponibles sur un site Web interne (« Wildling wiki »)^14,15.

Lorsque vous travaillez à l’intérieur de l’établissement, l’EPI doit être porté correctement. Par exemple, il est essentiel de s’assurer qu’aucun cheveu n’est exposé à l’extérieur du filet à cheveux, car les œufs des parasites pourraient potentiellement s’y attacher. Si l’expérience implique à la fois des « souris sauvageons » et des souris SPF, les souris SPF doivent être manipulées en premier. Les zones pour les « souris sauvageons » et les souris SPF à l’intérieur de l’établissement sont séparées par une douche à air, et chaque zone est équipée de salles d’intervention désignées. Ces salles peuvent être réservées via un système de réservation en ligne, ce qui garantit des processus de travail fluides et un nombre limité de personnes à l’intérieur de l’établissement. Un maximum de deux personnes par zone et par salle d’intervention (PR1, PR2, LAF) sont autorisées à travailler dans chaque barrière en même temps. Des exceptions s’appliquent aux expériences nécessitant du personnel supplémentaire pour assurer l’exécution éthique et compétente des procédures. Les souris sont transférées entre les pièces de leurs zones respectives dans des cages IVC fermées, qui ne peuvent être ouvertes que sous un banc à flux laminaire pour assurer le confinement microbien et la sécurité au travail. La salle d’intervention dans la zone des souris Wilding contient également une cabine à flux d’air laminaire (LAF). Cette cabine LAF doit être utilisée pour la dissection et la chirurgie des « souris sauvageons », y compris le transfert d’embryons. Le transfert d’embryons est une procédure critique dans le contexte des « souris sauvageons », car il est utilisé pour générer de nouveaux modèles de « souris sauvageons ». Par exemple, le transfert d’embryons de souches de souris génétiquement modifiées (OGM) dans des « souris Wilding » de type sauvage est utilisé pour créer des souches OGM Wildling. La cabine LAF est également utilisée pour l’exportation d’échantillons, ce qui nécessite une coordination avec une personne en dehors de la zone des « souris sauvageons ». D’autres traitements d’échantillons peuvent être effectués dans un espace de laboratoire adjacent, ce qui permet aux chercheurs de manipuler des matériaux urgents sur place tout en limitant les endroits où les échantillons de « souris sauvageons » sont traités.

Tous les autres matériaux doivent rester à l’intérieur de l’installation Wildling ou doivent être autoclavés avant de quitter l’installation. Après le travail, tous les matériaux et surfaces sont désinfectés avec des désinfectants adaptés aux conditions BSL2. Il est interdit aux personnes qui sont entrées dans l’établissement pour « souris sauvageons » d’entrer dans tout autre établissement pour animaux le même jour.

La recherche dans l’installation est menée dans le cadre du consortium scientifique « The Wildling Mouse Model in Health and Disease (Wildling HeaD) » facilitant la communication entre les scientifiques travaillant avec les « souris sauvageons », ainsi que l’échange de méthodes et d’expertise. Le consortium est soutenu par Responsible PrecliniX du Centre QUEST pour la recherche responsable de l’Institut de la santé de Berlin (BIH), qui contribue aux procédures de pré-enregistrement des études animales, à la conception expérimentale robuste et à la gestion de la qualité (www.bihealth.org/en/quest/service/service/responsible-preclinix).

En résumé, une installation à la fine pointe de la technologie a été créée, équipée de mesures de bioconfinement strictes, pour soutenir la recherche préclinique sûre et éthique. Cette installation facilite l’étude des « souris sauvageons », qui hébergent un microbiome naturel, comblant efficacement le fossé entre les conditions de laboratoire contrôlées et les environnements microbiens du monde réel. Pour construire une installation comme celle décrite, il est essentiel de privilégier la science d’équipe et la collaboration interdisciplinaire, en intégrant l’expertise des scientifiques, des vétérinaires et des représentants de l’établissement afin d’assurer la conception et l’exploitation efficaces d’environnements à bioconfinement élevé. De plus, il est essentiel de mettre en œuvre des mesures strictes de bioconfinement, de fournir une formation complète et d’élaborer des procédures opérationnelles standard (SOP) claires. La mise en place d’une structure de communication efficace, telle qu’un wiki interne, et la surveillance et la validation continues des conditions expérimentales amélioreront encore l’efficacité et la sécurité de l’installation dans la gestion de modèles complexes comme les « souris sauvageons ».

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Alexa Fluor 700 anticorps anti-souris CD45	BioLegend	103127	Clone 30F-11
Animal Chow	Altromin	1324
APC anticorps anti-souris CD4	BioLegend	100515	Clone RM4-5
Tube de prélèvement sanguin	Greiner	450475	MiniCollect K3E, K3EDTA
Sérum bovin Albumine	Sigma-Aldrich	A9647-100G
Brilliant Violet 605 anticorps anti-souris TCR-bêta	chain BioLegend	109241	Clone H57-597
Brilliant Violet 785 anticorps anti-souris CD8	BioLegend	100749	Clone 53-6.7
Capillaire	Hirschmann	9000210	Hirschmann minicaps, Na-hep
EDTA	Corning	46-034-CI
Anticorps anti-souris CD44	BioLegend	103021	Clone IM7
PerCP/Cyanine5.5 Anticorps anti-souris CD62L	BioLegend	104431	Clone MEL-14
Saline tamponnée au phosphate (10x)	Gibco	12579099
Saline tamponnée au phosphate (1x)	Gibco	14190094
Tampon de lysing RBC	BioLegend	420302
Tube en polystyrène à fond rond	Sarstedt	55.476.005
SYTOX Blue Dead Cell Stain	Invitrogen	S34852
Tyvek overall (DuPont)	Fisher Scientific	11371633