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Article de méthode

Un modèle murin de cicatrice hypertrophique de type humain induite par la mécanotransduction

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DOI :

10.3791/67156

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29 novembre 2024

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1Department of Surgery, University of Arizona, 2Department of Biomedical Engineering, University of Arizona

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ce protocole expliquera comment établir un modèle murin de cicatrisation hypertrophique qui augmente la signalisation de mécanotransduction pour simuler une cicatrisation de type humain. Cette méthode consiste à augmenter la tension mécanique le long d’une incision de cicatrisation chez une souris et à utiliser un appareil spécialisé pour créer un tissu cicatriciel excessif reproductible pour des analyses histologiques et bioinformatiques détaillées.

Résumé

La cicatrisation hypertrophique (SHT) est un processus anormal de cicatrisation des plaies qui entraîne une formation excessive de tissu cicatriciel. Au cours de la dernière décennie, nous avons démontré que la mécanotransduction, c’est-à-dire la conversion de stimuli mécaniques en réponses cellulaires, entraîne une cicatrisation fibrotique excessive. Un modèle murin pour évaluer les cicatrices hypertrophiques de type humain serait un outil essentiel pour examiner diverses thérapies et leur capacité à réduire les cicatrices et à améliorer la guérison. Plus précisément, notre laboratoire a mis au point un modèle de plaie murine qui augmente la contrainte mécanique pour favoriser un SHD semblable à celui de l’homme. Ce protocole utilise des dispositifs de charge biomécaniques, fabriqués à partir d’expanseurs palatins modifiés de 13 mm, dont les bras sont placés de chaque côté de l’incision et distraits progressivement afin d’appliquer une tension continue sur le lit de la plaie pendant la cicatrisation. En près de deux décennies d’utilisation, ce modèle a été considérablement amélioré pour améliorer l’efficacité et la reproductibilité. En utilisant le modèle murin HTS, des cicatrices fibrotiques dermiques importantes peuvent être induites pour être histologiquement comparables aux cicatrices hypertrophiques humaines. Ce modèle murin fournit un environnement pour développer des produits biologiques impliqués dans le traitement du SHD et des affections liées à la mécanotransduction, telles que la réponse à un corps étranger.

Introduction

La cicatrisation des plaies, le processus par lequel le corps tente de réparer les tissus endommagés et de reconstruire la barrière cutanée, peut entraîner une cicatrisation atypique si ses processus d’hémostase, d’inflammation, de prolifération et de remodelage sont irréguliers1. La cicatrisation hypertrophique (SHD) est un exemple de cicatrisation irrégulière des plaies, caractérisée par un dépôt excessif de matrice extracellulaire et de tissu conjonctif sur le site de la blessure, entraînant la formation d’une zone de tissu cicatriciel élargie 1,2,3. Les zones du corps qui subissent des stimulations mécaniques répétées par étirement, comme autour des articulations ou sur le visage, sont plus susceptibles de développer un SHD et une fibrose 4,5,6,7,8,9,10. Nous et d’autres avons montré que l’étirement mécanique à travers un lit de plaie favorise la formation de HTS par l’activation des voies de mécanotransduction – la conversion des stimuli mécaniques en réponses cellulaires 9,11.

Les SHD impliquent non seulement des processus biologiques complexes, mais posent également d’importants défis sociaux, médicaux et économiques pour les personnes touchées. Les personnes touchées peuvent lutter contre l’estime de soi et la dépression, en particulier lorsque les cicatrices se trouvent dans des zones visibles comme le visage et les mains 1,9,10,12. Des articles de revues scientifiques indiquent que la prévalence du SHD varie entre 32 % et 72 % aux États-Unis10,13. La gravité de ces problèmes esthétiques, en particulier dans les cas de brûlures graves dans la région du visage, est soulignée par le nombre croissant de cas de transplantation faciale complète pour améliorer l’apparence10. Ces cicatrices peuvent également provoquer des déficiences fonctionnelles en limitant les mouvements 6,14, et une intervention chirurgicale est souvent nécessaire pour exciser les cicatrices et restaurer la mobilité10. Le coût du traitement HTS peut être substantiel, y compris les dépenses pour la chirurgie, les traitements, la physiothérapie ou même les soins de longue durée 1,10. Rien qu’aux États-Unis, le coût annuel du traitement du SHD dépasse 4 milliards dedollars10.

Compte tenu de l’omniprésence du SHD et des mesures extrêmes prises pour traiter ses complications, les thérapies conventionnelles (par exemple, l’excision chirurgicale, les injections de corticostéroïdes et la thérapie au laser) restent très variables 1,2,15,16,17. Bien que ces traitements puissent offrir un soulagement dans certains cas, ils peuvent être insuffisants en raison de la nature complexe de la pathologie cicatricielle. Des facteurs tels que les différences génétiques entre les individus et une compréhension incomplète des mécanismes à l’origine du SHD font que les stratégies thérapeutiques restent cliniquement insatisfaisantes 18,19,20. L’avenir de la thérapie HTS semble résider dans de nouvelles approches innovantes qui ciblent les moteurs mécanistes cellulaires de HTS, tels que la mécanotransduction11,21, dont nous avons largement démontré qu’elle entraîne une cicatrisation fibrotique excessive 5,6,7,8,11,21,22,23,24,25. Plus précisément, nous avions précédemment développé un modèle murin qui augmente la tension mécanique de la plaie pour favoriser un HTS9 semblable à celui de l’homme. Cependant, après près de deux décennies d’utilisation, le modèle a été considérablement amélioré pour améliorer l’efficacité et la reproductibilité. Ce protocole permettra aux chercheurs d’utiliser au mieux un modèle de souris HTS mis à jour et optimisé pour explorer les populations cellulaires et les facteurs à l’origine de la cicatrisation excessive. L’objectif global de cette méthode est de fournir aux chercheurs un protocole conçu pour produire des cicatrices hypertrophiques de type humain chez la souris.

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Protocole

L’approbation de l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de l’Arizona a été obtenue pour toutes les expériences (numéro de contrôle : 2021-0828). Ce protocole utilise des souris mâles C57BL/6J âgées de 15 semaines, bien qu’il puisse être appliqué à d’autres âges et souches 9,26.

1. Création du dispositif de charge biomécanique HTS

REMARQUE : La modification des expanseurs palatins dans le dispositif HTS peut se produire à tout moment avant l’expérience.

  1. Prenez l’expanseur palatin non modifié et présentez-le au noyau de l’espace de fabrication ou au noyau de fabrication avec les spécifications selon les figures 1A,B.
    REMARQUE : Si aucun makerspace ou noyau de fabrication n’est disponible, passez aux étapes suivantes.
  2. Utilisez un outil de pliage de fil Mini Universal Bender (MUB) pour modifier l’expanseur palatin afin de le conformer aux spécifications des figures 1A, B.
  3. Placez l’appareil à plat sur une surface comme illustré à la Figure 1A1.
  4. Pliez les bras à 90° vers le haut pour le haut des bras et à 90° vers le bas pour les bras inférieurs lorsque l’appareil repose à plat avec le MUB, comme le montre la figure 1A2. Voir la figure 1A3 pour l’apparence de l’appareil lorsqu’il repose à plat sur une surface, où les bras sont maintenant parfaitement parallèles au corps de l’appareil.
  5. Pliez chaque bras vers l’arrière de la page de 90° le long de l’axe de la ligne pointillée, comme le montre la figure 1A4. Voir la figure 1A5 pour l’appareil après pliage.

2. Épilation et incision initiale au jour 0 postopératoire (POD 0)

REMARQUE : Nettoyez et autoclavez plusieurs ensembles d’instruments chirurgicaux avant la chirurgie (par exemple, ciseaux de dissection, scalpel, pinces Adson, tourne-aiguille). Préparez des sutures 5-0 stérilisées et ayez un marqueur chirurgical à portée de main.

  1. Nettoyez l’espace de travail avec un spray à 70 % d’éthanol.
  2. Placez un coussin chauffant réglé à 35 °C sur la table de préparation préopératoire. Fixez un tampon absorbant sur le coussin chauffant. Placez un autre tampon absorbant sur le tampon précédent (pour recueillir les poils rasés). Collez le cône (ou les cônes) d’anesthésie sur le tampon absorbant.
    REMARQUE : [Facultatif] Si un extracteur de fumée de paillasse est disponible, placez le cône près de l’espace de travail et activez l’aspiration.
  3. Placez la souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie avec 1 à 3 % d’isoflurane et un débit d’oxygène de 2 L/min jusqu’à ce que les souris respirent calmement (2 à 3 min).
  4. Insérez le nez de chaque souris dans l’ouverture du cône nasal, permettant l’inhalation d’un anesthésique composé de 1 à 3 % d’isoflurane avec 2 L/min d’oxygène. Confirmez l’anesthésie adéquate par l’absence de réaction à un pincement de l’orteil. Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique sur les yeux de la souris.
  5. Utilisez un rasoir électrique pour raser les poils du dos dans la zone comme le montre la figure 1C.
  6. Appliquez la pâte dépilatoire avec un doigt ganté ou un coton-tige sur la peau, en couvrant la zone rasée. Après 45 s, essuyez la pâte avec de la gaze puis un tampon d’alcool. Essuyez le dos avec un autre tampon imbibé d’alcool pour enlever la pâte dépilatoire, laissant derrière vous une tache glabre (Figure 1C).
    REMARQUE : Il est essentiel d’utiliser une quantité modérée de pâte, de retirer la pâte rapidement et d’essuyer la souris après avoir retiré la pâte pour éviter les brûlures cutanées par la pâte dépilatoire. La peau murine est fine, ce qui la rend vulnérable aux brûlures chimiques rapides qui peuvent avoir des effets néfastes à la fois sur la santé des souris et sur la qualité des expériences.
  7. Étiquetez l’oreille de la souris pour l’identification.
  8. Après avoir retiré les poils, remettez la souris dans la cage pour éviter une exposition excessive à l’isoflurane. Surveillez la souris.
  9. Retirez le tampon absorbant supérieur recouvert de poils pour avoir une surface de travail préopératoire propre et énergique.
  10. Aménagez une zone de travail chirurgicale séparée. Placez un coussin chauffant réglé à 35 °C sur la table d’opération. Fixez un tampon absorbant sur le coussin chauffant. Collez le cône (ou les cônes) d’anesthésie sur le tampon absorbant.
  11. Placez une souris dans la chambre d’induction de l’anesthésie avec 2-4 % d’isoflurane et un débit d’oxygène de 2 L/min jusqu’à ce que la souris respire calmement (2-3 min).
  12. Sortez la souris de la chambre d’induction et placez-la sur la surface de travail. Insérez le nez de chaque souris dans l’ouverture du cône nasal, permettant l’inhalation d’un anesthésique composé de 1 à 3 % d’isoflurane avec 2 L/min d’oxygène. Confirmez l’anesthésie adéquate par l’absence de réaction à un pincement de l’orteil. Appliquez une pommade lubrifiante ophtalmique sur les yeux de la souris.
  13. Injecter 0,05 mg/kg de buprénorphine à libération prolongée dans l’épaule par voie sous-cutanée à l’aide d’une aiguille de 21 G pour le traitement postopératoire de la douleur.
  14. Désinfectez le dos de la souris avec trois tours alternés de gommage à base d’iode/chlorhexidine et d’un tampon d’alcool. À l’aide du stylo de marquage chirurgical et d’une règle, tracez une ligne de 2 cm sur la ligne médiane dorsale où l’incision de toute l’épaisseur sera pratiquée, comme le montre la figure 1D.
  15. À l’aide d’un scalpel ou de ciseaux de dissection (préférence chirurgicale), faites l’incision médiane dorsale de pleine épaisseur à travers la zone marquée.
    REMARQUE : Veillez à ne pas couper le tissu sous-jacent (par exemple, le muscle), comme le montre la figure 1D.
  16. À l’aide de sutures 5-0 selon un schéma simple interrompu, fermez l’incision en coupant la plaie en deux, comme le montre la figure 1D. Utilisez au moins 5 sutures régulièrement espacées.
  17. Découpez une gaze Telfa en un morceau de 3 cm x 1 cm. Placez-le au centre d’un pansement adhésif en mousse et placez le pansement adhésif sur le dos de la souris de manière à ce que la gaze recouvre l’incision comme illustré à la figure 1D. Placez un pansement coupé en deux sur l’abdomen et enroulez-le circonférentiellement jusqu’à ce qu’il rencontre le pansement dorsal.
  18. Une fois le pansement terminé, placez la souris dans une cage stérile séparée et surveillez-la jusqu’à ce qu’elle se soit complètement remise de l’anesthésique.
  19. Répétez la procédure avec toutes les souris, quel que soit le groupe expérimental. Laissez l’incision cicatriser au cours des 4 prochains jours avant de passer à l’étape suivante.

3. Mise en place du dispositif de charge biomécanique HTS (POD 4)

REMARQUE : Nettoyez et autoclavez les appareils HTS et plusieurs ensembles d’instruments chirurgicaux avant l’intervention chirurgicale (par exemple, ciseaux de dissection, scalpel, pinces Adson, tourne-aiguille, agrafeuse cutanée, agrafes cutanées). Préparez des sutures 5-0 stérilisées pour l’utilisation. [Facultatif] Si un extracteur de fumée de paillasse est disponible, placez le cône près de l’espace de travail et activez l’aspiration.

  1. Préparez la zone de la chirurgie comme décrit aux étapes 2.1 et 2.2.
  2. Anesthésie la souris et administre l’analgésie en suivant les étapes 2.11 à 2.13.
  3. À l’aide d’une pince ou d’un tourne-aiguille, séparez le pansement de l’abdomen de la souris en travaillant l’outil d’un côté à l’autre contre le côté ventral. En laissant l’outil entre l’enveloppe et la peau pour soulever le pansement de la peau, utilisez des ciseaux pour couper le pansement.
    REMARQUE : Veillez à ne pas couper la peau de la souris, à arracher le pansement ou à perturber l’incision de cicatrisation.
  4. Nettoyez le dos avec un tampon imbibé d’alcool. Examinez l’incision à la recherche d’une déhiscence de la plaie ou de signes d’infection.
  5. Assurez-vous que le dispositif HTS n’est pas étendu/étendu et qu’il est dans sa forme la plus réduite, comme illustré à la Figure 1B. Enduire légèrement les bras de l’appareil avec de la colle médicale.
  6. D’une main, rendez la peau du dos de la souris légèrement tendue dans le sens transversal. De l’autre main, placez le dispositif HTS sur le dos de la souris de manière à ce que l’incision soit équidistante de chaque bras du dispositif HTS, centrant ainsi le dispositif sur l’incision. Assurez-vous que la peau entre les bras de l’appareil HTS est uniformément tendue. Maintenez l’appareil en place jusqu’à ce que la colle ait séché (~30 s), comme illustré à la figure 2A.
    REMARQUE : Il est important de garder la peau uniformément tendue pour s’assurer que des quantités égales de tension sont placées sur l’incision avec l’appareil. Laissez les sutures intactes pendant ce processus, car le processus de mise en place de l’appareil ajoute une tension mécanique à la peau, ce qui peut rouvrir l’incision de cicatrisation. Les sutures restent en place jusqu’au premier jour d’étirement pour s’assurer que la plaie reste fermée.
  7. Fixez quatre sutures autour de chaque bras et à travers la peau, comme illustré à la figure 2B. Pendant la suture, assurez-vous que l’aiguille sort de la peau vers l’incision.
    REMARQUE : L’insertion de l’aiguille du côté de l’incision de l’appareil peut parfois déchirer l’incision en raison de la force nécessaire pour perforer la peau.
  8. Placez maintenant trois agrafes cutanées autour des bras et à travers la peau, en fixant l’appareil HTS à la peau comme illustré à la figure 2B.
  9. Bandez la souris en suivant les étapes 2.17 et 2.18.
  10. Répétez la procédure avec toutes les souris, quel que soit le groupe expérimental.
    REMARQUE : Toutes les souris reçoivent la même préparation ; Cependant, ils sont répartis au hasard dans chaque groupe expérimental (p. ex., contrôle, étirement) afin d’assurer une distribution non biaisée des souris dans le plan expérimental. Plus précisément, les souris témoins et les souris extensibles auront l’appareil attaché à leur dos. Les appareils des souris de contrôle resteront intacts, tandis que les souris extensibles subiront les étapes suivantes.

4. Étirement initial du dispositif de charge biomécanique HTS (POD 5)

REMARQUE : Nettoyez et autoclavez plusieurs ensembles d’instruments chirurgicaux (par exemple, ciseaux de dissection, scalpel, pinces Adson, tourne-aiguille) avant la chirurgie. [Facultatif] Si un extracteur de fumée de paillasse est disponible, placez le cône près de l’espace de travail et activez l’aspiration.

  1. Attribuez au hasard chaque souris via une étiquette d’oreille au groupe souhaité. Pour les souris témoins, il suffit de retirer les sutures de l’incision et de changer les pansements des plaies (étapes 1 à 6, puis 8 à 9). Si vous le souhaitez, retirez l’appareil au moment de l’étirement et prenez une photo avec un outil de mesure à l’échelle pour suivre la taille de la cicatrice.
  2. Préparez la zone chirurgicale, anesthésiez la souris et retirez le pansement en effectuant les étapes 3.1 à 3.4.
    REMARQUE : Veillez à ne pas arracher le pansement ou à ne pas perturber l’incision de cicatrisation. Si un bras de l’appareil HTS s’est détaché de la peau, recollez-le légèrement en place et ajoutez une agrafe cutanée ou une suture en fonction de la taille du décollement.
  3. Retirez les sutures de la plaie à l’aide de ciseaux de dissection ou d’une autre méthode de votre choix.
  4. Insérez la clé de l’appareil HTS dans l’appareil et tournez-le pour l’étendre jusqu’à ce que la peau soit tendue mais ne risque pas de la déchirer, comme illustré à la Figure 2C.
    REMARQUE : Cette distraction initiale peut prendre environ 4 à 8 tours complets de la touche car la peau peut être lâche entre les bras de l’appareil.
  5. Bandez la souris en effectuant les étapes 2.17 et 2.18.

5. Étirement ultérieur du dispositif de charge biomécanique HTS (POD 7, 9, 11, 13, 15, 17)

REMARQUE : Nettoyez et autoclavez plusieurs ensembles d’instruments chirurgicaux (par exemple, ciseaux de dissection, scalpel, pinces Adson, tourne-aiguille) avant la chirurgie. [Facultatif] Si un extracteur de fumée de paillasse est disponible, placez le cône près de l’espace de travail et activez l’aspiration.

  1. Pour les souris témoins, il suffit de changer les pansements des plaies (étapes 1 à 5, puis étapes 13 à 14). Si vous le souhaitez, retirez l’appareil au moment de l’étirement et prenez une photo de la cicatrice avec un outil de mesure pour suivre la taille de la cicatrice.
  2. Préparez la zone chirurgicale, anesthésez la souris et retirez le pansement en suivant les étapes 3.1-3.4.
    REMARQUE : Si un bras d’un appareil HTS s’est détaché de la peau, collez-le en place et ajoutez une agrafe cutanée ou une suture en fonction de la taille du détachement.
  3. Insérez la clé de l’appareil HTS dans l’appareil et tournez-le pour étendre l’appareil jusqu’à ce que la peau soit tendue mais ne risque pas de déchirer la peau.
    REMARQUE : Cela peut prendre environ 4 tours ou ~2 mm de distraction totale. Si l’appareil a atteint son extension maximale et ne peut pas être étendu davantage, effectuez les étapes 5.4 à 5.7 pour décoller et rattacher un nouvel appareil. Sinon, bandez la souris en effectuant les étapes 2.17 et 2.18.
  4. Si l’appareil a atteint son extension maximale, retirez-le du dos de la souris en retirant les agrafes à l’aide d’un dissolvant d’agrafes ou des ciseaux en soulevant les griffes des agrafes. Ensuite, retirez les sutures et retirez soigneusement l’appareil.
  5. Nettoyez l’appareil avec un scalpel, des tampons imbibés d’alcool et des serviettes en papier. Faites tremper l’appareil dans de l’éthanol à 70 % pendant ~20 min pour faciliter le nettoyage. Ensuite, utilisez la clé pour contracter l’appareil à sa forme la plus fine.
  6. Reconnectez le périphérique HTS en suivant les étapes 3.5-3.8.
  7. Bandez la souris en suivant les étapes 2.17 et 2.18.

6. Prélèvement du tissu HTS (POD 19)

REMARQUE : Le prélèvement de tissus peut avoir lieu à n’importe quel moment du processus. Nous avons prélevé des tissus après seulement 4 jours d’étirement pour examiner les premiers points temporels ; cependant, les tissus sont prélevés le plus régulièrement au POD 19 (2 semaines après le début de la souche). Nettoyer et autoclaver plusieurs ensembles d’instruments chirurgicaux (p. ex., ciseaux de dissection, scalpel, pinces Adson) avant l’intervention chirurgicale. Pour obtenir des photos de la cicatrice au fil du temps, l’appareil peut être retiré avant chaque étape d’étirement pour prendre une photo de la cicatrice avant de réappliquer l’appareil et de relancer la contrainte mécanique. [Facultatif] Si un extracteur de fumée de paillasse est disponible, placez le cône près de l’espace de travail et activez l’aspiration. L’extracteur de fumée de paillasse peut être éteint lorsque le gaz isoflurane n’est plus utilisé.

  1. Préparez la zone chirurgicale, anesthésez la souris et retirez le pansement en suivant les étapes 3.1-3.4.
  2. Sacrifiez la souris via une luxation cervicale.
    REMARQUE : Veillez à ne pas tirer sur la peau et à ne pas déchirer le dos de la souris.
  3. Utilisez des ciseaux à dissection ou un dissolvant d’agrafes pour la peau pour retirer les agrafes cutanées. Coupez les sutures. Retirez délicatement l’appareil HTS en prenant soin de ne pas déchirer la peau.
  4. À l’aide d’un scalpel ou de ciseaux, coupez la peau entourant la cicatrice HTS. Conservez la peau pour l’analyse histologique de la manière souhaitée.
    REMARQUE : Si la peau doit être utilisée pour l’analyse transcriptomique ou protéique (par exemple, qPCR, western blot, analyse unicellulaire), assurez-vous d’exciser uniquement le tissu cicatriciel HTS pour minimiser la quantité de tissu sain environnant. Cela garantira que l’analyse ne capturera que le tissu cicatriciel.
  5. Grattez les appareils HTS avec un scalpel. Placez les appareils dans un bécher avec de l’éthanol à 70 % pour ramollir tout adhésif ou tissu restant.
    REMARQUE : Après avoir trempé dans de l’éthanol à 70 %, les appareils peuvent nécessiter un essuyage, un grattage et un nettoyage supplémentaires avant l’autoclavage.

7. Mesurer la largeur moyenne d’une cicatrice

REMARQUE : Cela a été accompli avec le logiciel d’analyse d’images ImageJ, et les informations ont été enregistrées sur une feuille de calcul.

  1. Ouvrez les images dans ImageJ. Tracez les bords de la cicatrice à l’aide de l’outil polygone . Cliquez sur analyser | mesurer pour mesurer cette zone.
    REMARQUE : La cicatrice peut être identifiée par sa décoloration et l’absence de follicules pileux.
  2. Mesurez la longueur de la cicatrice d’un bout à l’autre à l’aide de l’outil de segmentation . Cliquez sur analyser | mesurer pour mesurer cette longueur.
  3. Mesurez la longueur de 1 cm ou toute autre unité de longueur normalisée dans l’image, à l’aide de l’outil de segmentation . Cliquez sur analyser | mesurer pour mesurer cette longueur.
  4. À l’aide de la feuille de calcul, prenez la zone de la cicatrice (en pixels ; px) et divisez-la par la longueur de la cicatrice (longueur px ). Ce résultat donne la largeur moyenne de la cicatrice en pixels.
  5. Divisez ce résultat par l’unité de longueur standard mesurée (longueur px). Le résultat sera la largeur moyenne de la cicatrice dans l’unité de l’unité standard de longueur (par exemple, cm) utilisée pour l’expérience.

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Résultats

Afin de démontrer clairement l’utilisation efficace du protocole HTS et d’identifier les résultats « positifs » réussis, le modèle a été établi comme le montre la figure 3A. Dans l’étude représentative, il y avait deux groupes : le groupe sans contrôle d’étirement (n = 6) et le groupe HTS à étirement mécanique (n = 6) où des niveaux de tension mécanique similaires à ceux de l’homme ont été induits à travers l’incision pour générer un HTS, comme le montre la figure 3B

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Discussion

Le modèle murin HTS est une méthode rentable et hautement reproductible pour induire le HTS via la mécanotransduction et développer des thérapies potentielles. Bien qu’il y ait une courbe d’apprentissage initiale pour utiliser efficacement le modèle, le protocole peut, avec de la pratique, être mis en œuvre par n’importe quel chercheur sans formation chirurgicale. L’utilisation de ce modèle permet aux chercheurs de mieux comprendre la formation de HTS et le rôle de la mécanotransduction ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont pas d’intérêts concurrents ou d’autres conflits associés au contenu de cet article.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Center for Dental, Oral, and Craniofacial Tissue and Organ Regeneration Interdisciplinary Translational Project Awards soutenu par l’Institut national de recherche dentaire et craniofaciale (U24 DE026914) (G.C.G) et la subvention de recherche translationnelle de la Fondation de chirurgie plastique (837107) (K.C.).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
100 mL Bécher PYREX GriffinMilipore SignmaCLS1000100
Aesculap Mini tondeuse ExactaAesculap
AutoClip SystemInstruments chirurgicaux fins12020-00
Tampons d’alcool isopropylique de marque BDFisher Scientific13-680-63
Buprénorphine SR (0,5 mg/mL)Buprenex, Indivior Inc.12496-0757-1
C57/BL6 femelles (6 po ; 8 semaines)The Jackson Laboratory000664
Gaze stérile CovidienFisher Scientific2187
Coussinets non adhérents Covidien TelfaTMFisher Scientific, Covidien1961
Règle chirurgicale dentaireDoWell Dental ProductsS1070
Crème dépilatoire (Nair Hair Remover Lotion)Church& Dwight, CVS339823
Ethanol 70 % solutionFisher Scientific64-17-5
ExcelMicrosoft CooperationMicrosoft.comlogiciel
ImageJImageJ, Wayne Rasbandimagej.netlogiciel
Système d’anesthésie par inhalationVetEquip922130
Ciseaux à iris 4½ ; inoxMcKesson43-2-104
Isoflurane, USPDechra Veterinary Products17033-094-25
Kaka industrial MUB-1Kaka Industrial  ;173207Nécessaire uniquement s’il n’y a pas d’espace de fabrication ou d’atelier de fabrication disponible.
Leone Rapid Palatal Expander- 13 mmGreat Lakes Dental Technologies125-004La clé nécessaire pour étendre et connecter l’appareil sera livrée avec ce produit dans la boîte
Champ hydrofuge 75 x 90 cm avec trou adhésif 6 x 9 cmOmnia S.p.A.12.T4362
Medequip Depot Silk Black Braided Sutr 6-0 RxMedequip Depot D707N, Fisher ScientificNCO835822
Porte-aiguille 5 po. avec mâchoires denteléesMcKesson43-2-842
Prism 9GraphPad Holdings, LLCgraphpad.comlogiciel
Puralube pommade ophtalmiqueDechra, NDC17033-211-38
R studio DesktopRStudio PBCrstudio.comlogiciel
Marqueur cutané chirurgicalMcKesson19-1451_BX
Tegaderm, 3 MVWR56222-191pansement adhésif en mousse  ;
Coussin chauffant Thermo-peepK& H, Amazone
Pince à tissus 4¾ ; inox 1 x 2 dentsMckesson43-2-775
Vetbond (3 M)Saint Paul, MN1469SB

Références

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