Article de méthode

Amorçage de dispositif de poumon artificiel pour greffe de surface de faisceau de fibres in situ

DOI :

10.3791/67271

⸱

28 mars 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Chemistry and Chemical & Biomedical Engineering, University of New Haven, 2Advanced Respiratory Technologies, LLC, 3Department of Biomedical Engineering, Carnegie Mellon University, 4Department of Cardiac Surgery, Vanderbilt University Medical Center, 5Auburn University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude a examiné l’activité antifouling des fibres creuses de poumons artificiels recouvertes d’amorçage du dispositif pulmonaire. Bien que cette approche de modification de surface des fibres soit pratique, l’efficacité du processus de revêtement dépend de la couverture de la greffe à travers les couches de tapis de fibres au sein du faisceau.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Bien que le rapport surface/volume élevé du faisceau de fibres pulmonaires artificielles améliore les échanges gazeux, la grande surface, la disposition dense et les chimies de surface des fibres sont des contributeurs majeurs à la thrombose. Pour atténuer cela, il est essentiel de modifier uniformément les chimies de surface afin de réduire efficacement l’encrassement protéique non spécifique, ce qui peut aider à limiter la thrombose et à réduire le risque de thromboembolie ou de saignement causé par les anticoagulants systémiques.

Dans cette étude, nous avons exploré l’application et les propriétés antifouling des greffons de polymères zwitterioniques sur des faisceaux de fibres de polypropylène. Le processus de greffe a consisté à amorcer le dispositif pulmonaire artificiel avec des molécules de polysulfobétaïne zwitterionique et des liants de polydopamine pour un revêtement in situ . La performance antisalissure a été évaluée à l’aide d’un test immuno-enzymatique (ELISA) standard et d’un test d’encrassement de la lactate déshydrogénase plaquettaire. La spectroscopie photoélectronique à rayons X a confirmé le revêtement de surface, et des réductions significatives de l’encrassement ont été observées sur les fibres revêtues par rapport aux fibres non revêtues, démontrant l’utilité du processus de greffage et la promesse de ses effets antisalissures.

Cependant, des différences dans l’apparence du revêtement sur les fibres à l’intérieur du faisceau ont été notées avec le revêtement par processus d’apprêt, ce qui pourrait affecter les performances globales de l’antifouling. La résolution de ce problème pourrait encore améliorer l’efficacité antisalissure des faisceaux de fibres pulmonaires modifiés par greffe in situ .

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les fibres pulmonaires artificielles, également connues sous le nom de membranes à fibres creuses, sont des matériaux essentiels à la fabrication de dispositifs d’oxygénation par membrane extracorporelle (ECMO) qui fournissent une assistance respiratoire aux patients gravement malades. Plusieurs couches de ces fibres forment un faisceau dense qui sert d’unité d’échange de gaz. La surface de la fibre polymère, cependant, active la cascade de coagulation sanguine, entraînant la formation de caillots (thrombose). La thrombose sur les surfaces artificielles est principalement due à l’activation de la cascade de coagulation, une série complexe de réactions enzymatiques qui conduisent à la formation d’un caillot sanguin. Lorsque le sang entre en contact avec des corps étrangers, tels que ceux contenus dans les dispositifs médicaux (par exemple, poumons artificiels, endoprothèses, cathéters), la cascade de coagulation est déclenchée 1,2. Ce processus commence par l’exposition du sang aux surfaces du matériau artificiel, ce qui active la voie intrinsèque de la cascade. Cette activation conduit à la génération de thrombine, une enzyme clé qui convertit le fibrinogène en fibrine, formant la base structurelle d’un caillot. Simultanément, les plaquettes sont activées et s’agrègent sur le site, renforçant davantage le caillot. Le résultat est une thrombose, qui peut obstruer la circulation sanguine et entraîner de graves complications telles qu’un accident vasculaire cérébral ou un infarctus du myocarde.

Pour prévenir la thrombose sur les surfaces artificielles, les anticoagulants traditionnels, tels que l’héparine, la warfarine et les nouveaux anticoagulants oraux directs (AOD), sont couramment utilisés 3,4. Ces médicaments agissent en interférant avec diverses étapes de la cascade de coagulation. Par exemple, l’héparine augmente l’activité de l’antithrombine III, un inhibiteur naturel de la thrombine, tandis que la warfarine inhibe la synthèse des facteurs de coagulation dépendants de la vitamine K. Cependant, l’utilisation d’anticoagulants présente plusieurs défis. Tout d’abord, ils augmentent le risque de saignement, ce qui peut mettre la vie en danger dans certaines situations. Deuxièmement, l’efficacité des anticoagulants peut être variable, ce qui nécessite une surveillance régulière et des ajustements posologiques, en particulier avec la warfarine. De plus, l’utilisation à long terme d’anticoagulants est associée à des effets indésirables tels que l’ostéoporose et la nécrose cutanée. La nécessité d’une anticoagulation systémique limite également l’utilisation de dispositifs médicaux chez les patients à haut risque d’hémorragie.

Étant donné que la thrombose peut entraver les échanges gazeux à travers la membrane des fibres creuses, des revêtements antifouling ont été appliqués sur les fibres pulmonaires à l’aide de diverses méthodes, telles que le revêtement par immersion et l’électrofilage, pour prévenir l’encrassement biologique 5,6. Les fabricants de poumons artificiels traitent généralement les fibres creuses obtenues commercialement auprès des fabricants de fibres et les assemblent dans les poumons par des étapes comprenant le regroupement des fibres autour d’un noyau solide, l’enrobage (collage) des extrémités des faisceaux, l’incorporation de faisceaux enrobés dans une capsule de logement comportant des canaux de circulation gazeuse et sanguine, et le nettoyage après l’assemblage. Alors que le revêtement des fibres qui n’ont pas été implantées dans le poumon peut être plus flexible, une modification de surface au stade du pré-regroupement sera soumise à plusieurs étapes de fabrication qui nécessitent des interactions mécaniques et chimiques entre le revêtement de surface et les environnements de processus en aval, ce qui peut conduire à des fibres dénudées dans un dispositif où une couverture de revêtement élevée est essentielle pour limiter la thrombose. Alternativement, le revêtement peut être appliqué sur le paquet en pot. L’un des avantages de la possibilité de revêtir des poumons finis est qu’il s’agit d’une approche de modification pratique et facile pour l’ingénierie de surface, le dispositif de poumon artificiel et de nombreux autres dispositifs. Mais en général, la méthode d’application des revêtements, que ce soit par pulvérisation ou par trempage, est moins critique pour la prévention de la thrombose que l’efficacité du revêtement lui-même. Par exemple, les fibres creuses utilisées dans les dispositifs médicaux peuvent être enduites par immersion pendant l’extrusion, puis tricotées en tapis, enroulées en faisceaux et incorporées dans un dispositif de poumon artificiel fini. Alternativement, des revêtements peuvent être appliqués après la fabrication de l’appareil. Les facteurs clés, cependant, sont l’application efficace, la durabilité et l’efficacité du revêtement anti-thrombotique5. En effet, en l’absence d’anticoagulation systémique, la fonction de ces revêtements est une pièce essentielle du puzzle pour prévenir la formation de caillots, ce qui nécessite une propriété antisalissure très efficace et durable pour assurer une prévention efficace de la thrombose.

Malgré l’application de revêtements antithrombogènes et l’administration simultanée à faible dose d’anticoagulants à ce jour, le module de poumon artificiel ne doit être remplacé qu’après une période d’utilisation relativement courte, allant de quelques jours à 3 semaines 7,8, en raison d’une thrombose. L’efficacité de l’échange gazeux de leurs membranes de fibres se détériore après un temps relativement court en raison de l’encrassement par une structure de caillot sanguin membraneux (composée de fibrine, de cellules uniques et d’amas de cellules) qui couvre de grandes surfaces des fibres, augmentant leur barrière de diffusion des gaz9. En général, le type de revêtement et la méthode d’application 10,11,12,13,14,15,16,17,18 utilisés dépendent des propriétés souhaitées, telles que la biocompatibilité et la durabilité. Plusieurs exemples de revêtements antifouling ont été utilisés sur des fibres pulmonaires artificielles. Ils comprennent le silicone qui est largement utilisé en raison de sa biocompatibilité19, de sa durabilité et de sa résistance à l’encrassement biologique ; polyuréthane (PU) en raison de sa biocompatibilité et de sa résistance à l’encrassement biologique20 ; le chitosane en raison de ses propriétés biocompatibles et antimicrobiennes21,22, l’héparine qui inactive la thrombine23,8 et les revêtements hydrophiles à base de polymères24, notamment le poly(éthylène glycol)25,26, le poly (2-méthoxyéthyl acrylate)27 et la phosphorylcholine28,29.

Les revêtements Zwitterionic représentent une stratégie prometteuse pour réduire la thrombose sur les surfaces artificielles sans avoir besoin d’une anticoagulation systémique 5,6. Ces revêtements sont composés de molécules avec des charges positives et négatives, qui s’équilibrent mutuellement et donnent une surface hautement hydrophile et non salissante. La nature zwitterionique de ces revêtements réduit l’adsorption des protéines et l’adhésion des plaquettes, deux étapes critiques dans l’initiation de la cascade de coagulation. En empêchant l’interaction initiale entre les protéines sanguines et la surface artificielle, les revêtements zwitterioniques inhibent efficacement l’activation de la cascade de coagulation et réduisent le risque de thrombose. Cette approche minimise non seulement le besoin d’anticoagulants systémiques, mais offre également une solution plus biocompatible pour l’utilisation à long terme des dispositifs médicaux.

Dans cette étude, nous avons évalué l’efficacité de l’amorçage du poumon artificiel avec un revêtement en poly(méthacrylate de sulfobétaïne) (pSBMA) à très faible encrassement combiné à une couche de polydopamine adhésive de surface (pDOPA). Après l’amorçage de l’appareil, il a été positionné côte à côte toutes les 10 minutes pendant 2 h pendant le processus de revêtement. Pour évaluer les variations potentielles de revêtement sur le faisceau de fibres, nous avons mesuré l’encrassement du fibrinogène et des plaquettes sur les fibres situées à la surface et à l’intérieur du faisceau. De plus, nous avons analysé l’impact de l’écoulement sur les performances antisalissure en comparant les données d’encrassement des poumons avant et après l’exposition à l’écoulement. Pour les applications antibiosalissure à long terme impliquant un flux de fluides complexe, les revêtements zwitterioniques doivent non seulement inhiber l’encrassement du sang total - une tâche difficile - mais également maintenir leur efficacité sous stress hémodynamique tout au long de la période d’application. Ces revêtements doivent fournir une forte répulsion stérique contre l’adsorption de protéines non spécifiques et atteindre une densité de tassement de surface appropriée pour former une barrière de film d’hydratation entre le substrat et le milieu complexe. De plus, ils doivent rester solidement fixés à la surface sans détachement des liants qui ancrent le revêtement au substrat30. Le protocole décrit ici est conçu pour garantir l’application de revêtements qui répondent à ces exigences critiques pour une protection de surface efficace et durable.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole suit les directives du comité d’éthique de la recherche humaine de l’Université de New Haven.

1. Revêtement du circuit pulmonaire artificiel

REMARQUE : Le circuit pulmonaire artificiel a été recouvert selon une approche de greffe zwitterionique DOPA-SBMA en deux étapes. Les détails du faisceau de fibres/oxygénateur sont des informations exclusives. Dans les expériences où les effets de l’écoulement sur l’activité antisalissure du poumon enrobé étaient au centre de l’attention, le circuit de l’oxygénateur et de la tubulure (tube Tygon 5/16" avec connecteurs en polycarbonate conjuguables) a été soumis à un débit salin tamponné au phosphate de 24 h (PBS ; pH 7,34, temp. ~37 °C) limité par le débit maximal de notre pompe de 1,22 L/min. À titre d’information, les débits exacts des oxygénateurs dépendent des besoins du patient et de la situation clinique spécifique, mais ils varient généralement de 2 à 7 L/min chez les patients adultes. Le PBS a été utilisé dans ce cas pour permettre une quantification facile de l’encrassement des marqueurs clés de la coagulation sanguine sur les fibres enrobées après écoulement. Tout effet confondant de l’encrassement du sang total, si le flux sanguin total était utilisé pour évaluer les effets du taux de cisaillement sur l’activité antisalissure des fibres enrobées, serait éliminé en utilisant le PBS. Les étapes suivantes ont été utilisées pour revêtir le poumon artificiel :

  1. Nettoyez le circuit pulmonaire en faisant recirculer 30 % de méthanol dans de l’eau désionisée (DI) pendant 20 min, puis en faisant recirculer du méthanol à 10 % dans de l’eau DI et de l’eau DI pendant 20 min.
  2. Séchez le circuit avec de l’air filtré à faible débit pendant 2 h avant l’exposition au plasma d’ozonolyse ultraviolette (UVO).
  3. Placez le circuit pulmonaire nettoyé dans un générateur de plasma UVO (UVO-Cleaner), fermez-le et allumez l’instrument générateur de plasma UVO pour l’interaction du plasma avec l’appareil pendant 20 min.
  4. Après l’exposition au plasma, le dispositif doit passer sans délai à l’étape de revêtement afin de limiter le réarrangement de la chaîne de surface et le masquage des sites réactifs générés par l’interaction plasmatique.
  5. Pendant que les surfaces de l’appareil sont modifiées, préparez une nouvelle solution de revêtement. Dans 600 mL de tampon TRIS (pH 8,5), dissoudre 1,2 g de Dopamine-HCl suivi de la dissolution du monomère de méthacrylate de sulfobétaïne (SBMA) à un rapport DOPA :SMBA de 1:15.
  6. Ajouter 5 mM de gouttelettes de periodate de sodium (20 μL) à la solution d’enrobage et mélanger. Utilisez un bécher en verre, une barre d’agitation magnétique et une plaque d’agitation à 150 tr/min pour faciliter le mélange.
    REMARQUE : Ajoutez la solution d’enrobage dans l’appareil pas plus de 20 minutes après la préparation. Par conséquent, si plusieurs poumons sont revêtus, un moyen simple d’amorcer les dispositifs - par exemple, l’utilisation de pompes pour l’amorçage - peut être utile.
  7. Amorcez le dispositif pulmonaire avec la solution d’enrobage à l’aide d’une seringue de grand volume (60 cc) pour aspirer et remplir le circuit. Avec une extrémité du circuit serrée, amorcez-le à partir de l’autre, en vous assurant que les bulles d’air peuvent être guidées hors du circuit via un connecteur d’accès au circuit.
  8. Une fois complètement amorcé, placez l’appareil sous une source de lumière UV pendant 2 h et agitez la solution en réorientant les extrémités de l’appareil amorcé vers le haut et vers le bas toutes les 10 minutes.
  9. Après le traitement à la lumière UV, vidangez le circuit et rincez doucement tous les échantillons avec de l’eau désionisée (DI) en amorçant avec une seringue de 60 cc et en les égouttant à plusieurs reprises. Lorsque l’effluent du rinçage DI est clair, stockez l’appareil amorcé avec de l’eau DI dans un réfrigérateur à 4 °C pour l’autopsie et les analyses de surface.

2. Autopsie pulmonaire

  1. Circuit de vidange et de poumons secs avec flux d’air filtré et doux dans une hotte chimique.
  2. Effectuez l’autopsie de l’appareil en les fixant dans un étau d’établi avec base pivotante. À l’aide d’une scie à ruban, sectionnez les connexions d’entrée/sortie du boîtier de l’appareil et les plaques frontales avant et arrière du boîtier, en coupant soigneusement le long de leurs périphéries à l’aide d’un couteau X-acto de qualité industrielle et d’un marteau.
  3. Après avoir retiré les plaques frontales, les couches de tapis de fibres sont accessibles. Sectionnez soigneusement les fibres pour accéder aux échantillons de fibre mate à n’importe quel endroit du faisceau (par exemple, à la surface et à l’intérieur). Manipulez les échantillons à l’aide d’une pince à épiler sur leurs bords et transférez-les dans des tubes de 60 mL remplis d’eau déminéralisée pour limiter la contamination des échantillons.

3. Évaluation de l’encrassement protéique sur les matériaux revêtus des circuits pulmonaires

  1. Test d’adsorption du fibrinogène.
    1. Incuber des échantillons normalisés de fibres mates (~1 cm x 1 cm) dans 1 mL de fibrinogène à 3 mg/mL dans des plaques à puits pendant plus de 90 min à 37 °C avec agitation à 60 tr/min.
    2. Lavez (3x) les échantillons avec un tampon PBS, transférez-les dans de nouveaux puits et ajoutez 1 mL de 1 mg/mL d’albumine sérique bovine (BSA) dans chaque puits. Incuber encore 90 min, puis laver à nouveau avec un tampon PBS (3x) et transférer les échantillons dans de nouveaux puits.
    3. Dans les nouveaux puits, ajouter 1 mL de dilution 1:1000 de l’anticorps fibrinogène conjugué à la peroxydase de raifort (HRP) dans le PBS dans chaque puits et incuber pendant 30 min. Ensuite, lavez (3x) échantillons avec un tampon PBS et transférez-les dans de nouveaux puits.
    4. Dans les nouveaux puits, ajouter 500 μL de 1 mg/mL d’o-phénylènediamine (OPD) dans un tampon citrate-phosphate 0,1 M avec 0,03 % de peroxyde d’hydrogène, pH de 5,0 à intervalles de 30 s et incuber à l’abri de la lumière pendant 30 min.
    5. Arrêtez la réaction de la peroxydase et de l’OPD en ajoutant 500 μL de 1 N HCL dans chaque puits.
    6. Retirer et transférer le surnageant de chaque puits dans une cuvette. Mesurer l’absorbance du surnageant à l’aide d’un spectrophotomètre UV-visible à 492 nm.
  2. Test d’adhésion plaquettaire.
    1. Décongeler le kit de dosage de lactate déshydrogénase (LDH) pendant 20 min.
    2. Pendant que la décongélation est en cours, préparez du plasma humain adulte mélangé pour obtenir du plasma riche en plaquettes (PRP).
    3. Pour préparer le PRP, des tubes d’échantillons de plasma humain décongelés par centrifugation à une forte rotation à 483 x g pour séparer le plasma en deux régions, dans lesquelles le tiers inférieur est du PRP et les deux tiers supérieurs du tube contiendront le plasma pauvre en plaquettes (PPP).
    4. Retirez les pastilles plaquettaires formées au fond du tube ainsi que les deux tiers supérieurs du plasma sanguin centrifugé et dispersez la pastille dans les deux tiers supérieurs du plasma en secouant doucement les tubes.
    5. Ajoutez du chlorure de calcium (0,2 M) au PRP (1:1 v/v) pour inverser les effets des citrates avant le test.
    6. Incuber les échantillons (~1 cm x 1 cm) dans 500 μL de PRP pendant 90 min à 37 °C, puis rincer trois fois avec un tampon PBS et les transférer dans de nouveaux puits.
    7. Ajouter 300 μL de PBS et 10 μL de tampon de lyse 10x et incuber pendant 45 min.
    8. Ajouter 50 μL du mélange réactionnel et incuber pendant 30 min à l’abri de la lumière.
    9. Ajouter 50 μL de HCL pour bien arrêter les réactions.
    10. Pour détecter l’activité LDH des lysats des plaquettes adsorbées, mesurez l’absorbance de la lumière par les solutions de puits développées aux longueurs d’onde de 490 nm et 680 nm et soustrayez la lecture de 680 nm de la lecture de 490 nm pour analyser l’adhésion plaquettaire.

4. Effets d’écoulement sur l’activité antisalissure

  1. Amorcez le circuit pulmonaire artificiel avec du PBS et assurez-vous qu’il n’y a pas de fuite. Ensuite, fixez le circuit à la pompe à rouleaux et faites recirculer le PBS pendant 24 h.
    REMARQUE : Un débit de 1,22 L/min était le plus élevé possible.
  2. Pour simuler la température normothermique du sang qui circulerait dans le dispositif pulmonaire, incubez le poumon artificiel dans un bain-marie à 37 °C pendant la recirculation.
  3. Ensuite, effectuez une autopsie pulmonaire et des études de provocation à l’encrassement des protéines comme décrit ci-dessus.
    REMARQUE : Une analyse à un facteur de variance a été utilisée pour déterminer s’il y avait des différences statistiquement significatives entre les moyennes des groupes indépendants, et la HSD de Tukey a été utilisée pour déterminer quels groupes spécifiques différaient.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Un protocole pour la greffe de polymère zwitterionique du circuit pulmonaire artificiel par amorçage, le démontage du dispositif pour la collecte d’échantillons de fibres enrobées et l’évaluation antifouling de fibres sectionnées est présenté. La figure 1 illustre la modification de surface de l’approche du circuit pulmonaire artificiel. Les poumons ont été exposés au plasma UVO pour l’interaction du singulet d’oxygène radical avec les fibres, qui a été suivie d’étapes de revêtement zwitteri...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les fibres de polypropylène (PP) recouvertes de PDMS dans le poumon artificiel ont démontré une relation entre l’exposition à l’ozone et la structure des fibres, établissant une limite de sensibilisation pour le plasma d’ozone ultraviolet. Cette limite guide les temps d’exposition nécessaires pour générer des radicaux de surface pour la greffe de matériaux de revêtement, en particulier la polydopamine et le méthacrylate de polysulfobétaïne. Lorsque les fibres ont été exposées au plasma d...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent. Keith Cook et David Skoog détiennent des parts dans ART LLC.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ces travaux ont été financés en partie dans le cadre d’une entente de services en vertu du NIH 1R01HL140231-01A1.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
BéchersThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/search/browse/category/us/en/90094065Utilisé dans les expériences
Beckman Coulter Allegra X-30R centrifugeuseBeckman Coulterhttps://www.mybeckman.in/centrifuges/general-purpose/allegra-x-30Pour les centrifugations
Biochemguard BSL2 Capot de sécuritéBiochemguardhttps://bakerco.com/images/uploads/assets/BiochemGARD_220v_Web_0.pdfUtilisé pour la source de lumière UV dans l’enrobage de greffe
Sérum d’albumine bovine (BSA)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/bovineserumalbumin123459048468Matériaux de dosage du fibrinogène
Plasma sanguin masculin mélangé citratedZenBiohttps://www.zen-bio.com/products/serum/human-blood-products.phpUtilisé pour expériences
Tampon citrate-phosphateSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/citrate-phosphate-buffer?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=citrate-phosphate%20buffer&type=productMatériaux de dosage du fibrinogène
Chlorhydrate de dopamineSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/aldrich/h60255Pour le revêtement
Chlorhydrate de dopamineSigma-AldrichN/AMatériaux de dosage du fibrinogène
Immunoglobuline G de chèvre conjuguée à la fluorescéine (IGG)Sigma Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/mm/aq303fpour les mesures de l’intensité lumineuse
Anticorps anti-fibrinogène conjugué à la peroxydase de raifortSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/horseradish-peroxidase-conjugated-anti-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=horseradish%20peroxidase%20conjugated%20anti-fibrinogen&type=productMatériaux de dosage du fibrinogène
Plaque chauffanteThermo Fisher Scientifichttps://www.thermofisher.com/in/en/home/life-science/lab-equipment/hot-plates-stirrers/lab-hot-plates.htmlUtilisé dans des expériences
Poudre de fibrinogène humainSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/human-fibrinogen?focus=products&page=1&perpage=30&sort=relevance&term=human%20fibrinogen&type=productMatériaux de dosage du fibrinogène
Jelight UVO-Cleaner modèle 144AXJelighthttps://www.jelight.com/uvo-cleaner/Utilisé pour le traitement plasma des matériaux des dispositifs médicaux
Kit de dosage LDHABCAMhttps://www.abcam.com/en-us/products/assay-kits/ldh-assay-kit-lactate-dehydrogenase-assay-kit-colorimetric-ab102526Pour le dosage LDH
O-phénylènediamine (OPD)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p9029Matériaux de dosage du fibrinogène
Fibres de polypropylène revêtues PDMSART LLCN/APartie des matériaux de poumon artificiel
Saline tamponnée au phosphate (PBS)Matériaux de dosage du fibrinogèneSigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/p4417
Lecteur de plaques (BioTek)BioTekhttps://www.agilent.com/en/product/cell-analysis/real-time-cell-metabolic-analysis/plate-reader-metabolic-assaysPour la lecture de Fluorescence Intensité lumineuse
Polydiméthylsiloxane (PDMS)ART LLCN/APartie des matériaux pulmonaires artificiels
Periodate de sodium (NaIO4)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/substance/sodiummetaperiodate213897790285 Pour revêtement
Stockert Shiley pompe à rouleaux multifluxSorin BiomedicalN/APour les expériences d’écoulement
Méthacrylate de sulfobétaïne (SBMA)Sigma-Aldrichhttps ://www.sigmaaldrich.com/US/en/search/sulfobetaine-methacrylate-(sbma)Pour le revêtement
solution saline tamponnée TRIS (pH 8,5)Sigma-Aldrichhttps://www.sigmaaldrich.com/US/en/product/sigma/t8793Préparé en laboratoire à partir de sachets TRIS
Tygon tubingART LLCN/AFait partie des matériaux pour poumons artificiels
d’une

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Kumar, V., Abbas, A. K., Aster, J. C., Robbins, S. L. Robbins and Cotran Pathologic Basis of Disease. 9th. , 9th ed, Elsevier. Philadelphia, PA. (2015).
  2. Davie, E. W., Kulman, J. D. An overview of the structure and function of thrombin. Semin Thromb Hemost. 32 (S 1), 003-015 (2006).
  3. Hirsh, J., O'Donnell, M., Weitz, J. I. New anticoagulants. Blood. 105 (2), 453-463 (2005).
  4. Mekaj, Y. H., Daci, F. T., Mekaj, A. Y. New insights into the mechanisms of action of aspirin and its use in the prevention and treatment of arterial and venous thromboembolism. Ther Clin Risk Manag. 11, 1449-1456 (2015).
  5. Li, Q., et al. Zwitterionic biomaterials. Chem Rev. 122 (23), 17073-17154 (2022).
  6. Shao, Q., Jiang, S. Molecular understanding and design of zwitterionic materials. Adv Mater. 27 (1), 15-26 (2015).
  7. Demarest, C. T., et al. The time course of clinical oxygenator failure due to clot formation. medRxiv. , (2020).
  8. ECMO anticoagulation: it's still the biggest challenge. Maul, T. M. ASAIO 61st Annual Conference, , (2015).
  9. Camboni, D., Philipp, A., Arlt, M., Pfeiffer, M., Hilker, M., Schmid, C. First experience with a paracorporeal artificial lung in humans. Asaio J. 55 (3), 304-306 (2009).
  10. Gaylor, J. D., Mockros, L. F. Novel method for fabricating capillary membrane oxygenators. Med Biol Eng Comput. 16, 369-378 (1978).
  11. Naito, N., et al. Combination of polycarboxybetaine coating and factor XII inhibitor reduces clot formation while preserving normal tissue coagulation during extracorporeal life support. Biomaterials. 272, 120778(2021).
  12. Amoako, K. A., Sundaram, H. S., Suhaib, A., Jiang, S., Cook, K. E. Multimodal, biomaterial-focused anticoagulation via superlow fouling zwitterionic functional groups coupled with anti-platelet nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 3 (6), 1500646(2016).
  13. Hong, D., et al. Achieving ultralow fouling under ambient conditions via surface-initiated ARGET ATRP of carboxybetaine. ACS Appl Mater Interfaces. 9 (11), 9255-9259 (2017).
  14. Sundaram, H. S., et al. Achieving one-step surface coating of highly hydrophilic poly (carboxybetaine methacrylate) polymers on hydrophobic and hydrophilic surfaces. Adv Mater Interfaces. 1 (6), 1400071(2014).
  15. Srinivasan, S., Chhatre, S. S., Mabry, J. M., Cohen, R. E., McKinley, G. H. Solution spraying of poly (methyl methacrylate) blends to fabricate microtextured, superoleophobic surfaces. Polymer. 52 (14), 3209-3218 (2011).
  16. Steele, A., Bayer, I., Loth, E. Inherently superoleophobic nanocomposite coatings by spray atomization. Nano Lett. 9 (1), 501-505 (2009).
  17. Wang, Y. B., Shi, K. H., Jiang, H. L., Gong, Y. K. Significantly reduced adsorption and activation of blood components in a membrane oxygenator system coated with crosslinkable zwitterionic copolymer. Acta Biomater. 40, 153-161 (2016).
  18. El-Ferzli, G. T., et al. A nitric oxide-releasing self-assembled peptide amphiphile nanomatrix for improving the biocompatibility of microporous hollow fibers. Asaio J. 61 (5), 589-595 (2015).
  19. Belanger, A., Decarmine, A., Jiang, S., Cook, K., Amoako, K. A. Evaluating the effect of shear stress on graft-to zwitterionic polycarboxybetaine coating stability using a flow cell. Langmuir. 35 (5), 1984-1988 (2018).
  20. Kim, S., et al. A biostable, anti-fouling zwitterionic polyurethane-urea based on PDMS for use in blood-contacting medical devices. J Mater Chem B. 8 (36), 8305-8314 (2020).
  21. Kimmel, J. D., Arazawa, D. T., Ye, S. H., Shankarraman, V., Wagner, W. R., Federspiel, W. J. Carbonic anhydrase immobilized on hollow fiber membranes using glutaraldehyde activated chitosan for artificial lung applications. J Mater Sci Mater Med. 24, 2611-2621 (2013).
  22. Fischer, S., et al. Bridge to lung transplantation with the novel pumpless interventional lung assist device NovaLung. J Thorac Cardiovasc Surg. 131 (3), 719-723 (2006).
  23. Ukita, R., et al. Zwitterionic poly-carboxybetaine coating reduces artificial lung thrombosis in sheep and rabbits. Acta Biomater. 92, 71-81 (2019).
  24. Gupta, S., Amoako, K. A., Suhaib, A., Cook, K. E. Multi-modal, surface-focused anticoagulation using poly-2-methoxyethylacrylate polymer grafts and surface nitric oxide release. Adv Mater Interfaces. 1 (8), 1400012(2014).
  25. Wang, W., et al. Hemocompatibility and oxygenation performance of polysulfone membranes grafted with polyethylene glycol and heparin by plasma-induced surface modification. J Biomed Mater Res B Appl Biomater. 105 (7), 1737-1746 (2017).
  26. Abednejad, A. S., Amoabediny, G., Ghaee, A. Surface modification of polypropylene blood oxygenator membrane by poly ethylene glycol grafting. Adv Mater Res. 816, 459-463 (2013).
  27. Kocakulak, M., Özgürtaş, T., Ayhan, H. Effect of poly (2-methoxyethyl acrylate)-coated oxygenators on haemolysis. J Biomater Sci Polym Ed. 17 (4), 449-460 (2006).
  28. Pieri, M., et al. A new phosphorylcholine-coated polymethylpentene oxygenator for extracorporeal membrane oxygenation: a preliminary experience. Perfusion. 28 (2), 132-137 (2013).
  29. De Somer, F., et al. Phosphorylcholine coating of extracorporeal circuits provides natural protection against blood activation by the material surface. Eur J Cardiothorac Surg. 18 (5), 602-606 (2000).
  30. Zhang, Y., et al. Anti-fouling surfaces for extracorporeal membrane oxygenation by surface grafting of hydrophilic sulfoxide polymers. Biomacromolecules. 23 (10), 4318-4326 (2022).
  31. Melchior, R. W., Sutton, S. W., Harris, W., Dalton, H. J. Evolution of membrane oxygenator technology for utilization during pediatric cardiopulmonary bypass. Pediatr Health Med Ther. 7, 45-56 (2016).
  32. Amoako, K., et al. Zwitterionic polysulfobetaine coating and antiplatelet liposomes reduce fouling in artificial lung circuits. Macromol Biosci. 23 (4), 2200479(2023).
  33. Amoako, K., et al. PULM3: The effects of a two-step coating process and flow on artificial lung fiber fouling. Asaio J. 69 (Supplement 2), 88(2023).
  34. Lee, H., Scherer, N. F., Messersmith, P. B. Single-molecule mechanics of mussel adhesion. Proc Natl Acad Sci U S A. 103 (35), 12999-13003 (2006).
  35. Krogsgaard, M., Behrens, M. A., Pedersen, J. S., Birkedal, H. Self-healing mussel-inspired multi-pH-responsive hydrogels. Biomacromolecules. 14 (2), 297-301 (2013).
  36. Ryu, J. H., Lee, Y., Kong, W. H., Kim, T. G., Park, T. G., Lee, H. Catechol-functionalized chitosan/pluronic hydrogels for tissue adhesives and hemostatic materials. Biomacromolecules. 12 (7), 2653-2659 (2011).
  37. Ou, X., et al. Structure and sequence features of mussel adhesive protein lead to its salt-tolerant adhesion ability. Sci Adv. 6 (39), eabb7620(2020).
  38. Nobili, M., Sheriff, J., Morbiducci, U., Redaelli, A., Bluestein, D. Platelet activation due to hemodynamic shear stresses: damage accumulation model and comparison to in vitro measurements. Asaio J. 54 (1), 64-72 (2008).
  39. Toomasian, J. M., Bartlett, R. H. Hemolysis and ECMO pumps in the 21st century. Perfusion. 26 (1), 5(2011).
  40. Jiang, S., Cao, Z. Ultralow-fouling, functionalizable, and hydrolysable zwitterionic materials and their derivatives for biological applications. Adv Mater. 22 (9), 920-932 (2010).
  41. Lee, H., Dellatore, S. M., Miller, W. M., Messersmith, P. B. Mussel-inspired surface chemistry for multifunctional coatings. Science. 318 (5849), 426-430 (2007).
  42. Ding, Y. H., Floren, M., Tan, W. Mussel-inspired polydopamine for bio-surface functionalization. Biosurface Biotribology. 2 (4), 121-136 (2016).
  43. Lynge, M. E., van der Westen, R., Postma, A., Städler, B. Polydopamine-a nature-inspired polymer coating for biomedical science. Nanoscale. 3 (12), 4916-4928 (2011).
  44. Khan, N. U., Al-Aloul, M., Shah, R., Yonan, N. Early experience with the Levitronix Centrimag® device for extra-corporeal membrane oxygenation following lung transplantation. Eur J Cardiothorac Surg. 34 (6), 1262-1264 (2008).
  45. Werkkala, K., et al. Clinical durability of the CARMEDA bioactive surface in EXCOR ventricular assist device pumps. Asaio J. 62 (2), 139-142 (2016).
  46. Mahoney, C. B. Heparin-bonded circuits: clinical outcomes and costs. Perfusion. 13 (3), 192-204 (1998).
  47. Koster, A., et al. Heparin antibodies and thromboembolism in heparin-coated and noncoated ventricular assist devices. J Thorac Cardiovasc Surg. 121 (2), 331-335 (2001).
  48. Wendel, H. P., Scheule, A. M., Eckstein, F. S., Ziemer, G. Haemocompatibility of paediatric membrane oxygenators with heparin-coated surfaces. Perfusion. 14 (1), 21-28 (1999).
  49. Stenach, N., Korn, R. L., Fisher, C. A., Jeevanandam, V., Addonizio, V. P., et al. The effects of heparin bound surface modification (Carmeda® Bioactive Surface) on human platelet alterations during simulated extracorporeal circulation. J Extracorporeal Technol. 24 (3), 97-102 (1992).
  50. Korn, R. L., et al. The effects of Carmeda Bioactive Surface on human blood components during simulated extracorporeal circulation. J Thorac Cardiovasc Surg. 111 (5), 1073-1084 (1996).
  51. Wendel, H. P., Heller, W., Gallimore, M. J., Hoffmeister, H. E. Heparin-coated oxygenators significantly reduce contact system activation in an in vitro cardiopulmonary bypass model. Blood Coagul Fibrinolysis. 5 (5), 673-678 (1994).
  52. Ueda, T., Oshida, H., Kurita, K., Ishihara, K., Nakabayashi, N. Preparation of 2-methacryloyloxyethyl phosphorylcholine copolymers with alkyl methacrylates and their blood compatibility. Polym J. 24 (11), 1259-1269 (1992).
  53. Preston, T. J., et al. Modified surface coatings and their effect on drug adsorption within the extracorporeal life support circuit. J Extracorporeal Technol. 42 (3), 199-202 (2010).
  54. Reser, D., et al. Retrospective analysis of outcome data with regards to the use of Phisio®-, Bioline®-or Softline®-coated cardiopulmonary bypass circuits in cardiac surgery. Perfusion. 27 (6), 530-534 (2012).
  55. Ask, A., Holt, D., Smith, L. In vivo comparison study of FDA-approved surface-modifying additives and poly-2-methoxyethylacrylate circuit surfaces coatings during cardiopulmonary bypass. J Extracorporeal Technol. 38 (1), 27-32 (2006).
  56. Montoya, J. P., Shanley, C. J., Merz, S. I., Bartlett, R. H. Plasma leakage through microporous membranes: Role of phospholipids. Asaio J. 38 (3), M399-M405 (1992).
  57. Musch, G., et al. Small pore size microporous membrane oxygenator reduces plasma leakage during prolonged extracorporeal circulation: a case report. Int J Artif Organs. 19 (3), 177-180 (1996).
  58. Mottaghy, K., et al. Technical aspects of plasma leakage prevention in microporous capillary membrane oxygenators. Asaio J. 35 (3), 640-643 (1989).
  59. Bragard, I., et al. Breaking bad news in the emergency department: a randomized controlled study of a training using role-play simulation. Crit Care. 22 (Suppl. 1), (2018).
  60. Bertini, P., et al. ECMO in COVID-19 patients: a systematic review and meta-analysis. J Cardiothorac Vasc Anesth. 36 (8), 2700-2706 (2022).
  61. Alessandri, F., Di Nardo, M., Ramanathan, K., Brodie, D., MacLaren, G. Extracorporeal membrane oxygenation for COVID-19-related acute respiratory distress syndrome: a narrative review. J Intensive Care. 11 (1), 5(2023).
  62. Doolittle, R. F. Fibrinogen and fibrin. Annu Rev Biochem. 53 (1), 195-229 (1984).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Greffage de faisceaux de fibresgreffons de polym res zwitterioniquesmodification de surfacerev tement anti encrassementtraitement au plasmadosage du fibrinog neencrassement plaquettaireabsorption prot iquelieur de polydopamine

Articles connexes