La méthode présentée décrit la génération d’un gène knock-out médié par CRISPR dans la lignée H9 de cellules souches embryonnaires humaines (hESC), qui exprime de manière stable des sgRNA ciblant le gène L2HGDH à l’aide d’un système de distribution de gènes à médiation lentivirale très efficace.
Article de méthode
Délétion de gène médiée par CRISPR-Cas9 dans des cellules souches pluripotentes humaines cultivées dans des conditions sans nourrisseur
Dans cet article
Résumé
Résumé
Le système CRISPR-Cas9 pour l’édition du génome a révolutionné les études de la fonction des gènes dans les cellules de mammifères, y compris les cellules souches. Cependant, l’application pratique de cette technique, en particulier dans les cellules souches pluripotentes, présente certains défis, tels que le fait qu’elle demande beaucoup de temps et de main-d’œuvre et qu’elle a une faible efficacité d’édition. Ici, nous décrivons la génération d’un knock-out de gène médié par CRISPR dans une lignée de cellules souches embryonnaires humaines (hESC) exprimant de manière stable des sgRNA pour le gène L2HGDH, à l’aide d’un système de distribution de gènes à médiation lentivirale très efficace et stable. Les ARNsg ciblant l’exon 1 du gène L2HGDH ont été synthétisés chimiquement et clonés dans le vecteur lentiCRISPR v2-puro, qui combine l’expression constitutive des ARNsg avec Cas9 dans un système à vecteur unique très efficace pour obtenir des titres lentiviraux plus élevés pour l’infection par les CSEh et une sélection stable à l’aide de la puromycine. Les cellules sélectionnées par la puromycine ont été davantage élargies et des clones unicellulaires ont été obtenus à l’aide de la méthode de dilution limitée. Les clones uniques ont été développés, et plusieurs clones knock-out homozygotes pour le gène L2HGDH ont été obtenus, comme le confirme une réduction de 100 % de l’expression de L2HGDH à l’aide de l’analyse par transfert Western. De plus, à l’aide de la MSBSP-PCR, le site de mutation CRISPR a été cartographié en amont de la séquence de reconnaissance PAM de Cas9 dans les clones homozygotes sélectionnés. Un séquençage de Sanger a été effectué pour analyser les insertions/délétions exactes, et une caractérisation fonctionnelle des clones a été effectuée. Cette méthode a produit un pourcentage significativement plus élevé de délétions homozygotes par rapport aux méthodes d’administration de gènes non virales précédemment rapportées. Bien que ce rapport se concentre sur le gène L2HGDH, cette approche robuste et rentable peut être utilisée pour créer des knock-outs homozygotes pour d’autres gènes dans les cellules souches pluripotentes pour les études de fonction génique.
Introduction
Les cellules souches embryonnaires humaines (CSEh) et les cellules souches pluripotentes induites (CSPi) sont des cellules souches ayant le potentiel de se différencier en tous les types de cellules du corps. Ces cellules constituent des outils précieux pour l’étude du développement humain, ainsi que pour la compréhension des mécanismes sous-jacents de diverses maladies, offrant ainsi d’énormes promesses pour la médecine régénérative, la modélisation des maladies et la découverte de médicaments. De telles études consistent à étudier comment des gènes spécifiques contribuent au développement, au fonctionnement et à la régulation des organismes 1,2.
Diverses techniques et approches sont employées pour déchiffrer la fonction des gènes, y compris la manipulation génétique, telle que l’inactivation ou la surexpression des gènes, et l’édition du génome. Parmi celles-ci, la technologie CRISPR-Cas9 s’est révélée être l’approche la plus efficace pour les études d’inactivation et d’édition de gènes 1,2,3. Le système CRISPR-Cas9 fonctionne en utilisant une molécule d’ARN guide unique (ARNsg) spécialement conçue pour identifier et se lier à une séquence d’ADN d’intérêt particulière. Agissant comme un guide moléculaire, l’ARNsg dirige l’enzyme Cas9 vers l’emplacement précis du génome qui nécessite une modification. Une fois lié, Cas9 initie une cassure double brin de l’ADN au site désigné. Suite au clivage de l’ADN, les mécanismes de réparation inhérents à la cellule sont activés. Il s’agit notamment de deux voies de réparation principales : la jonction d’extrémité non homologue (NHEJ) et la réparation dirigée par homologie (HDR). La NHEJ entraîne souvent des insertions ou des délétions (indels) au site de la rupture, entraînant une perturbation ou une inactivation du gène. À l’inverse, la HDR permet l’insertion de nouvelles séquences d’ADN au site de rupture, facilitant ainsi l’introduction d’altérations génétiques ciblées4.
Compte tenu de l’importance des délétions de gènes dans les cellules souches pluripotentes, plusieurs protocoles ont été publiés sur les knock-outs de gènes médiés par CRISPR-Cas9 dans les CSEh/iPSC. Cependant, bon nombre de ces protocoles sont confrontés à des limitations importantes, telles que le fait qu’ils prennent beaucoup de temps, qu’ils nécessitent beaucoup de main-d’œuvre et qu’ils sont peu efficaces en raison de l’utilisation de méthodes d’administration de gènes non viraux5. Ces défis sont encore plus prononcés dans les CSEh/iPSC, car ces cellules sont connues pour avoir une efficacité d’édition inférieure à celle des autres types de cellules5. Certaines de ces limitations peuvent être résolues en augmentant l’efficacité de l’administration de plasmides contenant Cas9 et des ARNsg. Cela peut être réalisé avec succès en utilisant un système de vecteurs lentiviraux, ce qui peut améliorer considérablement les résultats de l’édition génomique. Les protocoles d’emballage des lentivirus sont bien établis et simples, ce qui permet une adoption facile dans les laboratoires, même par des chercheurs ayant une expérience limitée. Les lentivirus présentent une efficacité d’infection élevée dans divers types de cellules, y compris les CSEh et les CSPi. Par conséquent, l’utilisation d’un système lentiviral pour l’expression de Cas9-sgRNA est idéale pour les expériences d’édition de gènes de routine dans les hESCs/iPSCs pour les études de la fonction des gènes.
Ici, nous fournissons une méthode simple et directe pour des délétions de gènes basées sur CRISPR-Cas9 très efficaces dans les CSEh dans une durée comparativement plus courte que les protocoles conventionnels (Figure 1). Bien qu’un vecteur lentiviral avec une expression constitutive de Cas9 et d’ARNsg ait été utilisé, il pourrait facilement être remplacé par une expression de Cas9 induite par le médicament pour une expression contrôlable de Cas9.
Protocole
Les détails des séquences génétiques, des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont répertoriés dans la table des matériaux.
1. Conception d’ARN guide unique (ARNsg), clonage et production de vecteurs lentiviraux
REMARQUE : Deux séquences différentes d’ARNsg ciblant l’exon 1 du gène L2HGDH , toutes deux adaptées de Qiu et al.6avec les sites PAM d’AGG et de TGG pour les séquences 1 et 2, respectivement, sont utilisées. Les deux ARNsg mesuraient 20 pb et les extrémités ont été modifiées pour ajouter des séquences de liaison pour l’enzyme de restriction Bsmb1 à cloner dans le vecteur cible (LentiCRISPRv2) comme décrit dans le rapport précédent6. Des séquences de liaison ont été ajoutées lors de la conception des ARNsg à des fins de clonage.
- Le recuit a synthétisé chimiquement les ARNsg6 et les a clonés dans le vecteur lentiviral unique Bsmb1, LentiCRISPRv2, en utilisant le protocole optimisé précédemment rapporté7.
- Procéder à l’emballage et à la concentration des lentiviraux à l’aide d’un protocole normalisé et optimisé7.
- Pour la production de lentivirus, semer HEK293T cellules (1 × 105 cellules/cm2) à l’aide de DMEM, de 10 % de FBS et d'1 x pénicilline/streptomycine (P/S) et incuber pendant la nuit dans un incubateur de culture tissulaire à 37 °C dans une atmosphère de 5 % de CO2 dans des conditions humides.
- Lorsqu’ils sont confluents à 90 %, les cellules HEK293T avec vecteur d’entrée (squelette vide ou plasmides exprimant l’ARNsg) et empaquetent les plasmides à l’aide d’un polymère cationique PEI à faible coût, comme décrit précédemment7.
- Prélever le milieu conditionné contenant des particules de surnageant lentiviral (LVS) 48 h et 72 h après la transfection et procéder à l’ultracentrifugation à l’aide d’un coussin de saccharose et faire tourner les tubes à 1,25 000 x g pendant 2 h à 4 °C.
- Procéder à la concentration de particules LVS à au moins 200 fois le volume d’origine en PBS, aliquote, et stocker à -80 °C jusqu’à l’utilisation.
- Déterminez le titre des particules lentivirales à l’aide du kit qPCR Lentivirus Titer Kit en suivant les instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux).
2. Infections lentivirales et propagation clonale unicellulaire
- Pour les infections par des particules de LVS, amorcer une suspension cellulaire de CSEh (H9) contenant 1 × 105 cellules/0,5 mL de milieu de culture CSEh (milieu basal + P/S + 10 μM d’inhibiteur de roche) sur des plaques de puits P24 revêtues de Matrigel (1:50) complètes dans 500 μL de milieu et incuber pendant la nuit pour permettre aux cellules de se fixer. Ensemencer des puits supplémentaires qui ne seraient pas infectés par l’EFV, mais traités avec de la puromycine pour servir de contrôle non infecté.
REMARQUE : Le comptage des cellules peut être effectué à l’aide d’un hémocytomètre manuel ou d’un compteur de cellules automatisé. - Le lendemain, infecter les cellules à une multiplicité d’infection (MOI) de 10 avec 8 μg/mL de polybrène et incuber à 37 °C pendant 8 h, puis remplacer le milieu par un milieu hESC frais + P/S sans inhibiteur de roche et poursuivre la culture jusqu’à ce que les cellules soient confluentes à 90 %.
- Commencer la sélection de la puromycine en complétant le milieu avec une concentration de 0,8 μg/mL de puromycine lorsque les cellules atteignent 90 % de confluence, ce qui est généralement de 48 à 72 heures après l’infection, et poursuivre la sélection jusqu’à ce que toutes les cellules meurent dans les cellules non infectées (groupe témoin).
- Une fois la sélection terminée (généralement de 4 à 6 jours), divisez les cellules stables (1:4) et élargissez-les pour la cryoconservation et une analyse plus approfondie.
- Effectuez une sélection unicellulaire et une expansion clonale à l’aide de cellules exprimant L2HGDH-sgRNA-16.
- À cette fin, préparer une suspension cellulaire équivalente à 500 cellules/10 mL de milieu de croissance complet et semer 100 μL de cette suspension dans chaque puits d’une plaque à 96 puits.
- Laissez les cellules tranquilles pendant 3 jours, puis observez.
- Marquez les puits qui produisent des clones uniques et changez le milieu tous les deux jours jusqu’à ce qu’une taille suffisante soit atteinte pour que les colonies (généralement 2 semaines) puissent s’étendre davantage, cryoconserver et analyser.
3. Extraction d’ADNg, PCR MS-BSP et séquençage de Sanger
- Isolez l’ADNg des cellules à l’aide du kit d’isolement de l’ADN génomique en suivant les instructions du fabricant (voir le tableau des matériaux).
- Procéder à la cartographie des sites de mutation en amont des séquences de reconnaissance PAM à l’aide de l’analyse MS-BSP (Mutation Sites Based Specific Amorers)8.
- Pour cela, une amorce droite non biaisée L2H-UMSBSP-R1 est conçue pour amplifier la région à l’extérieur de l’Exon1 afin d’amplifier toutes les cibles.
- Concevoir une amorce gauche biaisée L2H-BMSBSP-F1 avec une séquence identique à l’ARNsg pour amplifier la séquence cible à proximité des séquences de reconnaissance PAM.
REMARQUE : Dans des conditions très strictes de PCR, le produit sera observé sur le gel dans des clones non mutés. Aucun produit ne serait observé dans les clones knock-out CRISPR présentant des mutations proches de l’amont des séquences de reconnaissance PAM. - Afin de cartographier les mutations à une paire de bases, la PCR amplifie une séquence de 468 pb couvrant l’ensemble de l’exon 1 de L2HGDH et soumise à un séquençage de Sanger suivi d’une analyse d’alignement de séquences multiples à l’aide de clustalw8.
4. Essai de différenciation des CSEh et de formation de corps embryoïdes (EB)
- Procéder à la différenciation dirigée du contrôle et des différents clones CRISPR des CSEh (H9) vers le devenir du neuro-ectoderme en suivant les protocoles établis décrits précédemment en utilisant la méthode d’inhibition double SMAD 9,10,11.
- Lorsque la confluence est de 90 %, traiter les cellules avec du LDN193189 (200 nM) et du SB431542 (10 μM) pendant 24 h initiales dans un milieu à 100 % KSR, suivi de l’ajout de XAV939 (2 μM) pendant 2 jours supplémentaires.
- Après 3 jours, réduire le pourcentage de milieu KSR (Knockout DMEM complété par 15 % (v/v) de KSR, 1 % (v/v) de L-glutamine, 1 % (v/v) P/S, 1 % (v/v) 10 mM MEM et 0,1 % (v/v) de 2-mercaptoéthanol (75 %, 50 %, 25 %) en l’associant à des milieux N2 (DMEM/F12 complété par 1 supplément de N2, 1 x P/S, ) sur 100 % de milieux N2 sur une période de 8 jours.
- Au début du jour 12, fixez les cellules pour l’immunomarquage en utilisant PAX6 comme marqueur neuro-ectodermique.
- Pour les études de détermination du devenir du mésoderme et de l’endoderme, utiliser une approche basée sur le CHIR99021 des petites molécules décrite dans des publications précédentes12,13.
- Pour cela, lorsque les cellules atteignent 70 % de confluence, traiter avec 3 μM de CHIR99021 dans un milieu endodermique définitif (DE) pendant 24 h, suivi d’une fixation pour immunocoloration en utilisant Brachuary comme marqueur spécifique du mésoderme.
- Pour le stade endodermique, cultiver les cellules pendant 24 heures supplémentaires dans un milieu DE seul sans ajout de CHIR99021 avant de fixer pour l’immunocoloration à l’aide de FOXA2.
- Pour le test de formation d’EB, ensemencez les cellules sur des surfaces cellulaires à faible attachement sans utiliser Matrigel pour cultiver des cellules en suspension pendant 24 heures avant de prendre des micrographies.
5. Analyse par transfert Western
- Laver les cellules deux fois à l’aide de PBS et lyser à l’aide de 1 tampon RIPA contenant 1 % de SDS et 1 cocktail d’inhibiteurs de protéase et de phosphatase.
- Éliminer les lysats par centrifugation à 16 000 x g pendant 10 min à 4 °C, puis collecte des surnageants.
- Quantifier la protéine cellulaire totale à l’aide de la trousse de dosage des protéines BCA en suivant les instructions du fabricant. Ajustez les échantillons à 2 μg/μL à l’aide d’un tampon de colorant de chargement de 4×.
- Dénaturer les échantillons de protéines à 70 °C pendant 10 min, charger des quantités égales de chaque échantillon et résoudre à l’aide de gels SDS-PAGE7 à gradient de 4 % à 12 %, puis les transférer sur une membrane PVDF à une tension constante de 100 V pendant 1 h à 4 °C.
- Bloquez les membranes à l’aide de lait écrémé à 5 % et incubez dans des dilutions d’anticorps primaires à 4 °C pendant la nuit avec rotation.
- Ensuite, lavez les membranes 5 fois à l’aide d’un tampon PBST et incubez dans des anticorps secondaires appropriés conjugués à la HRP pendant 1 h à température ambiante.
- Lavez à nouveau les membranes avec du PBST 5x, incubez avec un substrat chimiluminescent et développez-les à l’aide de films à rayons X.
6. Immunocoloration
- Ensemencez les cellules sur des plaques de puits P4 et incubez pendant au moins 24 h avant la fixation pour permettre une bonne fixation des cellules aux surfaces.
- Lavez les cellules 3 fois avec du PBS pour éliminer les cellules mortes ainsi que les composants du milieu, puis fixez-les avec 4 % de PFA pendant 15 min à température ambiante.
- Perméabiliser les cellules en utilisant 0,3 % de triton X-100, suivi d’un blocage pour la liaison non spécifique en utilisant 2 % de BSA dans du PBS pendant 1 h à température ambiante.
- Incuber les échantillons avec des anticorps primaires (OCT4, NANOG, SOX2, KI67, PAX6, Brachuary, FOXA2) dilués dans 1 % de BSA pendant une nuit à 4 °C.
- Laver les cellules 3 fois avec du PBS et incuber avec des anticorps secondaires appropriés (Chèvre anti-souris 488, Chèvre anti-lapin 488, Chèvre anti-souris 546, Chèvre anti-lapin 546) dilués dans 1 % de BSA pendant 1 h à température ambiante.
- Enfin, lavez les échantillons avec du PBS 3x et contre-colorez-les avec du DAPI et imagez à l’aide d’un microscope à fluorescence.
Résultats
Clonage d’ARNsg L2HGDH dans lentiCRISPRv2 puro
Le vecteur puro lentiCRISPRv2 a été obtenu commercialement (voir la table des matériaux) et digéré avec BsmB1, ce qui a entraîné la libération d’un fragment de bourreau de 1,8 Ko. Comme le montre la figure 2A, une digestion complète du vecteur a été observée. Pour chaque construction, six clones ont été criblés pour la présence ou l’absence d’insert en utilisant la séquence inverse de l’ARNsg comme amorce et une amorce directe (U6-459F) à l’intérieur de la séquence du vecteur. En utilisant cette approche, seuls les clones ayant l’insert ont donné un produit PCR de 288 pb, et les clones négatifs qui ne contenaient pas la séquence inverse de l’ARNsg n’ont donné aucun produit PCR, comme le montre la figure 2B.
Infections H9, sélections stables et transfert Western
Les CSEh ont été infectées par des particules lentivirales exprimant deux ARNsg différents ciblant l’exon 1 du gène L2HGDH et sélectionnées avec de la puromycine. L’analyse par transfert Western a été effectuée à partir de populations hétérogènes d’ARNsg et de cellules Cas9 co-exprimant de manière stable afin de déterminer lequel des deux ARNsg utilisés était le plus efficace pour induire la délétion génique. Comme le montre la figure 3A, L2HGDH-sgRNA-1 était plus efficace que l’autre séquence pour réduire l’expression de L2HGDH dans les populations cellulaires hétérogènes.
Sélection clonale, expansion et analyse des protéines
La sélection unicellulaire et l’expansion clonale ont été effectuées pour les cellules exprimant L2HGDH-sgRNA-1. Les puits qui ont produit des clones uniques ont été marqués et cultivés jusqu’à ce qu’une taille suffisante soit atteinte pour que les colonies (généralement 2 semaines) puissent s’étendre davantage, cryoconserver et analyser (Figure 3B). Au total, 22 clones ont été analysés à l’aide de l’analyse par transfert de Western, qui a donné cinq knock-outs homozygotes (23 %) pour L2HGDH. Ce résultat montre une grande efficacité de l’inactivation des gènes en utilisant l’administration de gènes médiée par lentiviral pour une co-expression stable de l’ARNsg et de Cas9 à partir d’une seule cassette. La figure 4 montre une analyse par transfert Western des cinq clones knock-out homozygotes ainsi que des cellules témoins, montrant une expression réduite de 100 % par rapport au contrôle dans les clones sélectionnés.
Analyse au niveau de l’ADN
Afin de cartographier le site de mutation CRISPR en amont de la séquence de reconnaissance PAM de Cas9, la réaction en chaîne par polymérase basée sur des amorces spécifiques basées sur des sites de mutation (MS-BSP PCR) a été réalisée à l’aide d’ADN génomique provenant de cellules témoins et de cinq clones différents. Comme le montre la figure 5, deux clones (A5 et B4) présentent des mutations immédiatement proches de la séquence de reconnaissance PAM, tandis que les trois autres clones (A1, A9 et B12) ont montré que la mutation pourrait ne pas être très proche du site PAM et se trouve plus en amont de la séquence d’ARNsg de 20 pb dans l’exon 1 du gène L2HGDH .
Afin de trouver les mutations exactes dans l’ADN, des produits PCR purifiés provenant de cellules témoins (vecteur uniquement infecté H9) ainsi que trois clones CRISPR différents, A5, A1 et B4, ont été soumis au séquençage de Sanger, et les sites de mutation ont été cartographiés à l’aide de l’outil d’alignements multiples clustalw en amont du site PAM8. Les résultats ont révélé une mutation de délétion dans le clone A5 en amont du site PAM. Les deux autres clones, A1 et B4, ont montré une mutation insertionnelle en amont du site PAM, comme le montre la figure 6.
Analyse fonctionnelle des clones
Lors de la génération de lignées cellulaires knock-out CRISPR dans les CSEh, l’étape suivante consiste à confirmer leur pluripotence et leur potentiel de différenciation. À cette fin, nous avons testé différents marqueurs de pluripotence pour trois clones différents, A1, A5 et B4, et comparé les résultats à des cellules témoins (H9 infectées par un vecteur uniquement). Les résultats n’ont montré aucun changement dans le potentiel de pluripotence des lignées cellulaires knock-out, tel que déterminé par immunomarquage pour les marqueurs OCT4, NANOG et SOX2. Ensuite, les lignées cellulaires de contrôle et d’inactivation ont également été colorées pour le marqueur de prolifération cellulaire, KI67, qui n’a pas non plus montré de changement dans les lignées cellulaires inactivées par rapport au contrôle. Ces résultats montrent que l’inactivation de CRISPR n’a pas affecté les propriétés d’auto-renouvellement de ces cellules. De plus, l’EB et la formation de colonies n’ont pas non plus été affectées (figure 7). À l’aide de méthodes in vitro établies dans notre laboratoire, tous les clones ont été différenciés avec succès en trois cellules de la couche germinale, comme l’a confirmé l’immunocoloration pour PAX6 (marqueur du neuroectoderme), Brachyury (marqueur du mésoderme) et FOXA2 (marqueur de l’endoderme). Aucun changement dans le potentiel de différenciation des lignées cellulaires knock-out n’a été observé par rapport aux cellules témoins, ce qui a montré que les cellules knock-out conservaient leur potentiel de différenciation (Figure 8).
Figure 1 : Schéma schématique montrant la conception de l’étude en 5 étapes. Étape 1 : Conception et clonage d’ARNsg dans le vecteur CRISPR V2 digéré par Bsmb1. Étape 2 : Génération de particules lentivirales à l’aide d’un vecteur d’entrée portant l’ARNsg ainsi que de plasmides d’emballage par co-transfection HEK293T cellules à l’aide de polyfections et de concentration virale par ultracentrifugation. Étape 3 : Infection des CSEh à l’aide de particules lentivirales à un moment d’inertie de 10 à 20 et sélection de cellules stables à l’aide de puromycine, suivie d’une analyse de populations cellulaires hétérogènes pour voir l’efficacité des ARNg. Étape 4 : Clonage d’une seule cellule par méthode de dilution limitée des cellules qui ont montré un renversement maximal dans les populations hétérogènes et sélection de clones uniques. Étape 5 : Expansion des clones uniques et analyse au niveau de l’ADN, des protéines et analyse fonctionnelle des clones pour la souche et le potentiel de différenciation. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 2 : Clonage d’ARNsg dans le vecteur lentiCRISPR V2.puro. (A) Digestion du vecteur lentiCRISPR V2.puro avec l’enzyme de restriction, BsmB1. La flèche indique un fragment de bourreau de 1,8 Kb libéré lors de la digestion du vecteur. (B) Analyse PCR de colonie pour différents clones des constructions 1 et 2 de l’ARNsg L2HGDH. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 3 : Western blots et propagation clonale par sélection unicellulaire. (A) Analyse par transfert Western à partir de deux réplicats biologiques différents (S1 et S2) de populations hétérogènes d’ARNsg co-exprimant de manière stable (L2H-1 et L2H-2) et Cas9 avec des CSEh H9 témoins. (B) Sélection unicellulaire et expansion clonale des cellules H9 exprimant de manière stable L2HGDH-sgRNA-1. Les flèches indiquent des puits de 96 plaques de puits ne montrant que des clones uniques. Barre d’échelle = 100 μM. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.
Figure 4 : Analyse par transfert Western de différents clones de H9. (A-C) L’analyse par transfert Western de lysats cellulaires totaux de 22 clones a donné cinq knock-out homozygotes (23 %) pour L2HGDH. (D) Confirmation de l’inactivation de L2HGDH à partir d’une expérience de réplication biologique différente utilisant le transfert Western. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 5 : Analyse PCR MSBSP de différents clones H9. (A) Analyse séquentielle de l’exon 1 de L2HGDH utilisée pour l’analyse PCR MSBSP. (B) Optimisation de la température de recuit pour l’analyse PCR MSBSP à l’aide d’un contrôle et d’un clone B4 H9 V2 L2HGDH KO. À 96,8, la commande affiche une bande, mais B4 n’affiche pas de bande, comme l’indiquent les flèches. (C) L’analyse de tous les clones homozygotes de KO a abouti à la cartographie ci-dessous du site de mutation dans l’exon 1. A1 = In/Del pas à proximité du site PAM ; A5 = In/Del à proximité du site PAM ; A9 = In/Del Assez proche du site PAM ; B4 = In/Del Très proche du site PAM B12 = In/Del pas proche du site PAM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 6 : Alignement des produits de PCR séquencés de Sanger avec la séquence de référence de l’exon 1 L2HGDH. De multiples alignements de produits de PCR séquencés par Sanger à partir de A1, A5 et B4, et de cellules de contrôle ont été effectués avec une séquence de référence dans le premier exon de L2HGDH de la base de données NCBI. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 7 : Caractérisation fonctionnelle de lignées cellulaires knock-out CRISPR. (A) Les cellules ont été immunomarquées pour les marqueurs de pluripotence (OCT4, NANOG, SOX2), l’auto-renouvellement (KI67), les EBs et la formation de colonies par rapport aux hESCs H9 infectés par le contrôle. Barres d’échelle : 100 μM. (B) Le pourcentage de cellules exprimant positivement (+ve) a été calculé par rapport à la coloration DAPI. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
Figure 8 : Potentiel de différenciation des lignées cellulaires knock-out CRISPR. Caractérisation fonctionnelle de lignées cellulaires knock-out CRISPR en termes de potentiel de différenciation à l’aide de marqueurs pour PAX6 (neuroectoderme), Brachyury (mésoderme) et FOXA2 (endoderme) par rapport aux cellules H9 infectées par le contrôle. Barres d’échelle : 100 μM. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.
| Étape du protocole | Temps nécessaire |
| Clonage d’ARNsg dans LentiCRISPRv2 | 4 jours |
| Production de lentivirus et détermination du titre | 5 jours |
| Infections par CSEh, sélections cellulaires stables et expansion | 2 semaines |
| Sélection et expansion clonales de cellules uniques | 2 semaines |
| Analyse fonctionnelle des clones | 2 semaines |
Tableau 1 : Calendrier des étapes du protocole et estimation du temps nécessaire.
Discussion
Cette étude a normalisé une méthode qui permet des délétions de gènes très efficaces et rentables dans les CSEh grâce à la technologie CRISPR-Cas9. Cette méthode a permis d’obtenir une délétion homozygote du gène L2HGDH dans les CSEh en 3 à 4 semaines, de l’infection par CSEh à la sélection clonale et à la propagation sur cellule unique (Tableau 1). Bien que les manipulations de gènes médiées par CRISPR-Cas9 puissent être réalisées par des transfections transitoires dans la plupart des cellules, cela devient difficile dans les cellules souches en raison de la faible efficacité de la transfection et de la toxicité cellulaire élevée. Différentes études ont rapporté que jusqu’à 10 % des clones récupérés présentaient des délétions . Par exemple, Mali et al. ont rapporté une efficacité d’édition du génome de 2 % à 4 % dans les cellules souches pluripotentes humaines induites après avoir ciblé le locus3 de l’AAVS1. Une autre étude a rapporté des efficacités d’édition de 1,3 % à 8,4 % dans les CSEh naïves pour cibler le TUNA, un long ARN non codant impliqué dans la pluripotence et la différenciation neuronale14. Une efficacité allant jusqu’à 10 % a été rapportée après avoir ciblé le gène CFTR dans les cellules souches pluripotentes humaines par Ocana et al.15Ainsi, une méthode d’administration efficace de l’ARNg Cas9 est nécessaire pour réaliser une édition de gènes efficace, et cela est particulièrement vrai pour les cellules souches, car ces cellules présentent un niveau accru de sensibilité et de résistance aux méthodes d’administration transitoires par rapport aux cellules somatiques typiques et aux lignées cellulaires immortalisées5.
Dans la présente étude, un moyen très efficace d’obtenir des lignées cellulaires homozygotes knock-out CRISPR est rapporté en utilisant l’administration d’ARNsg à médiation lentivirale dans les CSEh. L’utilisation de vecteurs lentiviraux pour administrer CRISPR-Cas9 dans les CSEh s’est avérée beaucoup plus efficace et moins longue pour réaliser la délétion de gènes que l’utilisation de transfections de vecteurs non viraux par des moyens chimiques ou mécaniques (données non présentées). Cela a entraîné une efficacité d’édition du génome significativement plus élevée (~23 %) après la sélection clonale et la propagation de clones individuels. Par conséquent, en combinant l’administration d’ARNsg et de Cas9 dans les CSEh par lentiviral ainsi qu’une approche rentable pour la production de lentivirus, la méthode actuelle est non seulement très efficace et moins longue, mais aussi rentable.
Voici quelques-unes des recommandations pour une approche réussie : (1) Utilisation d’un seul système de vecteur lentiviral exprimant à la fois Cas9 et les ARNsg. (2) La présence d’un marqueur de sélection d’antibiotiques, tel que la puromycine, sur le même plasmide qui exprime Cas9 et les ARNsg garantit que près de 100 % des cellules sont positives pour l’expression de l’ARNsg Cas9. Cela augmente considérablement la probabilité de réussite des événements d’édition de gènes. (3) Afin d’être utile pour les infections dans les CSEh, il est indispensable de concentrer les vecteurs lentiviraux pour produire des titres élevés de virus. Parmi les différentes techniques utilisées, l’approche la plus économique consiste à utiliser de grands volumes de LVS et à les concentrer de 100 à 500 fois le volume initial pour obtenir des titres de l’ordre de 107 à 108 UI/mL. (4) Pour la méthode rentable et efficace de HEK293T transfections cellulaires avec les plasmides, l’utilisation de PEI (polyéthylèneimine) pour la transfection de vecteurs lentiviraux pour l’emballage du virus est tout aussi efficace et, par conséquent, rentable par rapport au réactif de transfection couramment utilisé lipofectamine7. (5) Les titres lentiviraux moyens doivent être compris entre 5 × 107 UI/mL. (6) La multiplication clonale par sélection unicellulaire est nécessaire pour obtenir des délétions homozygotes du gène d’intérêt dans ces cellules. (7) Bien que des études antérieures aient indiqué que l’édition de gènes médiée par CRISPR-Cas9 dans les cellules souches pluripotentes humaines entraîne très peu de mutations hors cible16,17, il est toujours prudent de vérifier les sites hors cible. Cela peut être réalisé grâce à des outils de conception d’ARNg efficaces pour minimiser les effets hors cible et au séquençage à l’échelle du génome des lignées cellulaires modifiées18, en particulier pour les expériences d’importance clinique. (8) Enfin, le caryotype normal des clones sélectionnés doit être vérifié à l’aide de méthodes telles que le g-banding et l’analyse à haute résolution pour s’assurer qu’il n’y a pas de changements génomiques à grande échelle. Un test des micronoyaux peut également être effectué pour évaluer la fréquence de formation des micronoyaux, ce qui peut indiquer une instabilité génomique.
L’une des limites majeures de cette méthode est l’utilisation d’un système de vecteurs lentiviraux, qui a conduit à l’intégration génomique stable de Cas9 et des ARNsg, conduisant à leur expression constitutive post-édition, ce qui n’est pas souhaitable. À l’avenir, cette méthode peut être améliorée en remplaçant les promoteurs constitutifs par un promoteur inductible par un médicament qui détermine l’expression du gène Cas9, comme le système Tet-on avec traitement à la doxycycline pour l’expression contrôlée de Cas9.
Déclarations de divulgation
Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts.
Remerciements
Ce travail a été soutenu par des subventions de recherche de l’Université des Émirats arabes unis (UAEU) - subvention #12M105, subvention #12R167 (Zayed Center for Health Sciences), 21R105 (Zayed Bin Sultan Charitable and Humanitarian Foundation (ZCHF)), et ASPIRE, le pilier de gestion du programme technologique du Conseil de recherche sur les technologies avancées (ATRC) d’Abu Dhabi, via le numéro de subvention VRI-20-10 de l’Institut de recherche en médecine de précision ASPIRE Abu Dhabi (ASPIREPMRIAD).
Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| 2-MERCAPTOÉTHANOL ; | Invitrogen | 31350010 | |
| 38,5 mL, stérile + certifié gratuit Tubes ultra-transparents à paroi mince | Beckman Coulter | C14292 | |
| Accutase | Technologies de cellules souches | 7920 | |
| bFGF | Invitrogen | PHG0261 | |
| Brachyury Rabbit mAbclonal | A5078 | ||
| BsmBI-v2 | NEB | R0739S | |
| chir99021 | Tocris | 4423/10 | |
| Corning Matrigel Matrice à membrane basale, sans LDEV | Corning | 354234 | |
| Cyclopamine | Technologies des cellules souches | 72074 | |
| Média DMEM | Invitrogen | 11995073 | |
| DMEM NUTRIENT MIX F12 ; | Invitrogen | 11320033 | |
| DPBS sans : Ca et Mg | PAN Biotech | P04-36500 | |
| Sérum de bovie fœtal | Invitrogen | 10270106 | |
| FoxA2/HNF3&beta ; ; | CST | 8186 | |
| GAPDH (14C10) Anticorps monoclonal | de lapin CST | 2118S | |
| Réactif de dissociation cellulaire douce | Technologies de cellules souches | 7174 | |
| HyClone Acides aminés non essentiels (NEAA) 100x Solution | GE healthcare | SH30238.01 | |
| Ki-67 (D3B5) Anticorps monoclonal de lapin | CST | 9129 | |
| KnockOut Remplacement | du sérumInvitrogen | 10828028 | |
| L GLUTAMINE, 100x | Invitrogen | 2924190090 | |
| L2H-BMSBSP-F1 | Macrogen | CGTGCGGGTTCGCGTGTGGG | |
| L2HGDH Anticorps polyclonal | Proteintech | 15707-1-AP | |
| L2HGDH-SgRNA1-F | Macrogen | CACCGCGTGCGG GTTCGCGTCTGGG | |
| L2HGDH-SgRNA1-R | Macrogen | AAACCCCAGACGC GAACCCGCACGC | |
| L2HGDH-SgRNA2-F | Macrogen | CACCGCCCGGG GCTTTTCGCCGG | |
| L2HGDH-SgRNA2-R | Macrogen | AAACCCGGCGAA AAGCCCGCGGGC | |
| L2H-SeqF1 | Macrogen | GCTAAAGAGCGC GGGTCCTCGG | |
| L2H-SeqR1 | Macrogen | GTGGACGGGTT TTCAAAGCCAGAG | |
| L2H-UMSBSP-R1 | Macrogen | GTGGACGGGTTG TTCAAAGCCAGAG | |
| LentiCRISPRv2 | Addgene | 52961 | |
| mTesR1 milieu complet | Technologies des cellules souches | 85850 | |
| Nanog Anticorps | CST | 3580 | |
| NEUROBASAL MEDIUM 1x CTS | Invitrogen | A1371201 | |
| Neuropan 2 Supplément 100x | PAN Biotech | P07-11050 | |
| Neuropan 27 Supplément 50x | PAN Biotech | P07-07200 | |
| Oct-4 Anticorps | CST | 2750 | |
| Pax6 (D3A9V) XP Rabbit mAb | CST 60433 | ||
| PÉNICILLINE STREPTOMYCINE SOL | Invitrogen | 15140122 | |
| pMD2.G | Addgene | 12259 | |
| Réactif d’infection polybrène | Sigma | TR1003- G | |
| Polyéthylénimine, ramifié | Sigma | 408727 | |
| psPAX2.0 | Addgene | 12260 | |
| Puromycine | Invitrogen | A1113802 | |
| qPCR Lentivirus Titer Kit | Abm | LV900 | |
| Inhibiteur de roche Y-27632 dichlorhydrate ; | Tocris | 1254 | |
| SB 431542 | Tocris | 1614/10 | |
| Sox2 Anticorps | CST | 2748 | |
| Saccharose | Sigma | 57-50-1 | |
| TRYPSINE .05 % EDTA ; | Invitrogen | 25300062 | |
| U6-459F | Macrogen | GAGGGCCTATT TCCCATGATTC | |
| Wizard Kit de purification de l’ADN génomique ; | Promega | A1120 | |
| XAV 939 | Tocris | 3748/10 |
Références
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- Jiang, F., Doudna, J. A. CRISPR-Cas9 structures and mechanisms. Annu Rev Biophys. 46 (1), 505-529 (2017).
- Mali, P., et al. RNA-guided human genome engineering via Cas9. Science. 339 (6121), 823-826 (2013).
- Xue, C., Greene, E. C. DNA repair pathway choices in CRISPR-Cas9-mediated genome editing. Trends Genet. 37 (7), 639-656 (2021).
- Zhang, Z., et al. CRISPR/Cas9 genome-editing system in human stem cells: Current status and future prospects. Mol Ther Nucleic Acids. 9, 230-241 (2017).
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Réimpressions et autorisations
