Article de méthode

Racines adventives du peuplier induites par des agents pathogènes du chancre de la tige : un système expérimental pour étudier la biologie des racines et les processus liés à la réponse à la lumière

DOI :

10.3791/67304

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11 octobre 2024

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1State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding, Institute of Ecological Conservation and Restoration, Chinese Academy of Forestry, 2Comprehensive Experimental Center in Yellow River Delta of Chinese Academy of Forestry, 3Beijing Haidian Kaiwen Academy High School, 4State Key Laboratory of Tree Genetics and Breeding, Research Institute of Forestry, Chinese Academy of Forestry

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ici, nous présentons un protocole pour induire la production de racines adventives (RA) par la voie d’inoculation d’agents pathogènes fongiques du phloème ou de l’épiderme, qui convient à l’étude de la biologie des racines et des processus physiologiques liés à la réponse à la lumière chez le peuplier.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Valsa sordida et Botryosphaeria dothidea sont deux agents pathogènes fongiques nécrotrophes cruciaux qui endommagent de nombreux hôtes végétaux, en particulier les espèces du genre Populus. Ces deux agents pathogènes fongiques se produisent principalement dans les branches, les tiges et les brindilles du peuplier, provoquant des symptômes classiques tels que des lésions de chancre, le dépérissement du couvert forestier et le flétrissement. L’inoculation d’agents pathogènes est la voie la plus efficace pour étudier le mécanisme des maladies des plantes. Outre les lésions du chancre autour des sites d’inoculation sur les tiges, un nouveau phénomène de développement, des racines adventives abondantes (RA) de couleur rouge vif, ont été observées chez les espèces de peupliers après l’inoculation d’agents pathogènes du chancre de la tige. Dans cette étude, nous avons décrit la méthode d’induction des AR à l’aide d’agents pathogènes fongiques chez les peupliers. L’étape cruciale de cette méthode est l’inoculation de l’agent pathogène après manipulation de l’annelage (phloème ou épiderme). La deuxième étape cruciale est l’application de la matière hydratante. Par rapport à la manipulation hydratante avec Parafilm, l’emballage des sites inoculés avec une pellicule plastique en polyéthylène (PE) ménager peut produire des AR colorés, nombreux et robustes dans les 20 jours suivant l’inoculation d’annelage. Enfin, des AR blancs ont germé à partir des anneaux inoculés dans les tiges de peuplier après un traitement d’ombrage (enveloppement des tiges avec une feuille d’aluminium). Cette méthode introduit un nouveau système expérimental pour étudier le développement des racines et la morphogenèse, ce qui est crucial pour comprendre la biologie du développement des racines, de la morphogenèse et de la réponse en cas de stress pathologique. De plus, lorsqu’elle est combinée à un traitement d’ombrage, cette étude peut fournir un système expérimental pratique pour étudier les processus liés à la réponse à la lumière, par exemple, la biosynthèse des flavonoïdes, des anthocyanes ou d’autres métabolites apparentés, et des gènes ou des facteurs de transcription impliqués dans ces processus.

Introduction

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Les maladies du chancre de la tige du peuplier causées par des agents pathogènes fongiques nécrotrophes, Valsa sordida et Botryosphaeria dothidea, sont les deux maladies cruciales des arbres dans le nord de la Chine qui ont gravement endommagé le développement des plantations écologiques et économiques d’espèces de peupliers. Les maladies du chancre du peuplier se produisent toujours sur l’écorce des troncs et des branches, tandis que les lésions du chancre sont leurs symptômes typiques. Après l’apparition de maladies, les lésions du chancre en expansion ont progressivement endommagé le phloème, le cambium et le xylème des hôtes. De plus, ils ont affecté le transport des produits assimilés et de l’eau à travers le système vasculaire. Cependant, la façon dont les agents pathogènes du chancre entravent le transport du phloème et du xylème n’est pas claire.

Pour mettre en évidence les mécanismes de transport des glucides et de l’eau chez les peupliers infectés par des pathogènes du chancre, nous avons proposé les méthodes d’inoculation du phloème ou de l’épiderme 1,2, qui combinaient la manipulation classique de la ceinture de jardin et la méthode d’inoculation des agents pathogènes (inoculation par lésions de blocs de mycélium). Ces méthodes peuvent simuler le processus d’infestation et le blocage de l’eau et des glucides induit par les agents pathogènes du chancre.

Nos recherches ont montré que les agents pathogènes fongiques ont causé le dépérissement du couvert forestier des peupliers en induisant initialement une carence en carbone, et non une défaillance hydraulique 1,3,4,5. Étonnamment, nous avons observé une rhizogenèse particulière sur les tiges de peuplier qui ont été associées à l’inoculation d’agents pathogènes du chancre de la tige : d’abondantes racines adventives rouges (RA) poussent à partir de l’extrémité inférieure des tiges supérieures (à l’opposé du bord supérieur des anneaux d’annelage du phloème ou de l’épiderme). De plus, nos expériences ont montré que la production de RA est universelle dans l’interaction entre les agents pathogènes du peuplier et du chancre. Ils peuvent être produits à partir d’espèces de peupliers ou de clones à différents âges (1, 2 ou même 6 ans) et peuvent être induits par différents agents pathogènes du chancre (V. sordida et B. dothidea) ou leurs isolats. De plus, nous avons étudié les mécanismes de couleur des AR du peuplier, et les résultats ont montré qu’il est associé à la biosynthèse des flavonoïdes et des anthocyanes, ainsi qu’à la régulation de l’expression génique des gènes liés à la lumière (ou modules de gènes) dans des conditions d’éclairage6. Par conséquent, ces AR de peuplier induits par des agents pathogènes peuvent être utilisés comme un système expérimental stable et idéal pour l’étude de l’interaction plante-pathogène, de la biologie des racines et de la fonction et de l’expression des gènes liés à la lumière.

Dans cette étude, nous présenterons et fournirons le protocole permettant d’établir un système expérimental d’ARs de peuplier par voie d’inoculation par annelage ; de plus, nous soulignons les facteurs cruciaux qui affectent la formation des AR et exposons l’application potentielle de l’inoculation d’annelage dans l’étude de la biologie de la racine de peuplier et d’autres processus physiologiques liés à la réponse lumineuse.

Protocole

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1. Induction des AR du peuplier par inoculation par annelage

  1. Culture d’un agent pathogène fongique du chancre
    1. Dissoudre 6 g d’extrait de pomme de terre, 20 g de dextrose et 20 g de gélose dans 1000 ml d’eau pour préparer le milieu de gélose au dextrose de pomme de terre. Stérilisez le milieu à 121,1 °C pendant 30 min et versez le milieu dans des boîtes de Pétri (9 cm de diamètre), chaque boîte contenant environ 20 ml de milieu PDA.
    2. Inoculez le cube de mycélium fongique activé (~0,5 cm) au centre de la boîte de Pétri PDA.
    3. Incuber les plaques de PDA inoculées dans l’obscurité à 28 °C pendant 7 à 10 jours.
    4. Coupez le milieu PDA incubé avec du mycélium fongique en lanières (1,2 cm de largeur ; environ 3 à 6 cm de longueur).
  2. Préparation des matériaux en peuplier
    1. Choisissez des jeunes peupliers de 1 à 2 ans à croissance vigoureuse.
    2. Choisissez des tiges ou des branches matures de jeunes peupliers (de 1 à 2 cm de diamètre, exemptes de maladies et d’infestations de ravageurs).
    3. Laver les régions d’inoculation (environ 30 cm de hauteur au-dessus du sol ou de la base des branches) des tiges/branches de peuplier ; Stérilisez les tiges/branches avec une solution d’alcool à 75 %.
  3. Induction des AR par inoculation par annelage du phloème
    1. Ceinturez soigneusement l’épiderme et le phloème des tiges/branches de peuplier stérilisées, retirez les anneaux de phloème annelés (1 cm de largeur, y compris le cambium partiel) et exposez les tissus internes blancs du cambium/xylème.
      REMARQUE : Les étapes 1.3.2 à 1.3.4 détaillent les autres méthodes d’inoculation.
    2. Couvrir complètement la région d’annelage avec des sangles de mycélium (1,2 cm de largeur) comme traitement d’inoculation par l’annelage du phloème (GP). Les hyphes fongiques font face au xylème exposé.
    3. Gratter et endommager le tissu interne du cambium exposé à l’aide de couteaux stérilisés, puis inoculer les sangles de la PDA (1,2 cm de largeur) sur les régions d’annelage en tant que traitement d’élimination du cambium (GR).
    4. Inoculer les régions d’annelage directement avec les sangles moyennes PDA non cultivées (1,2 cm de largeur) comme contrôle d’annelage (GC).
    5. Enveloppez les tiges/branches inoculées avec du ruban adhésif extensible, incolore et transparent (ou un film plastique PE). Enroulez 4 couches pour garder l’humidité à l’intérieur.
    6. Attachez les tiges/branches inoculées avec des bâtonnets (métalliques, plastiques ou ligneux) (plus de 50 cm) pour les protéger du brise-vent.
    7. Cultivez les matériaux de peuplier annelé avec une irrigation régulière pendant l’expérience.
    8. Observer de l’extérieur et noter la formation des AR du peuplier 14 à 30 jours après l’inoculation.
  4. Induction des AR par l’inoculation de l’épiderme
    1. Sélectionner et préparer le matériel inoculé comme décrit à l’étape 1.2.
    2. Ceinturez soigneusement l’épiderme des tiges/branches de peuplier.
    3. Retirez les anneaux de l’épiderme (1,0 cm de largeur) et exposez le tissu vert, du phloème.
    4. Grattez légèrement et verticalement le tissu du phloème quatre fois et exposez la structure interne du phloème.
    5. Inoculer la région de l’épiderme annelé avec le mycélium fongique (eGP) et les sangles PDA (eGC). Effectuer des manipulations d’inoculation similaires aux étapes 1.3.2 à 1.3.4.
    6. Enveloppez les tiges inoculées avec du ruban adhésif (ou un film plastique PE) comme décrit à l’étape 1.3.5.
    7. Gérez les peupliers et observez les RA comme décrit aux étapes 1.3.6 à 1.3.8.

2. Mise en place d’un système expérimental pour la recherche de gènes liés à la lumière par la méthode d’inoculation par annelage

  1. Induire des AR chez le peuplier à l’aide de la méthode d’inoculation par annelage du phloème (étapes 1.3.2-1.3.4).
  2. Alternativement, induire des AR de peuplier en utilisant la méthode d’inoculation de l’anneau de l’épiderme décrite à l’étape 1.4.5.
  3. Envelopper les régions inoculées d’agents pathogènes des tiges/branches de peuplier (15 cm de hauteur) avec une feuille d’aluminium (traitement d’ombrage, S) ou sans pellicule d’aluminium (traitement d’éclairage, L).
  4. Attachez les tiges/branches à des bâtons de >50 cm de long pour les protéger du brise-vent. Cultivez et gérez régulièrement les peupliers et gardez-les bien irrigués pendant l’expérience, comme décrit aux étapes 1.3.6-1.3.7.
  5. Retirez la feuille d’aluminium des tiges à ~20 jours après l’inoculation.
  6. Observez et photographiez immédiatement les AR de peuplier ombré (S) et de peuplier non ombré (L).
  7. Cultivez les AR de peuplier ombragés à la lumière du soleil ou dans d’autres sources/conditions de lumière artificielle.
  8. Retirez les rubans de greffe (ou les films plastiques PE) et récoltez les AR de peuplier 1 à 5 jours après l’exposition à la lumière.
  9. Enveloppez tous les échantillons AR avec du papier d’aluminium. Pour les AR de peuplier qui ont subi un traitement d’ombrage, récoltez les échantillons dans l’obscurité.
  10. Faites tremper les échantillons d’AR dans de l’azote liquide et stockez-les à -80 °C pour une enquête plus approfondie.
  11. Récoltez les AR de peuplier exposés à la lumière ou non exposés (effectués dans l’obscurité) après les avoir enveloppés de papier d’aluminium, et stockez-les à 4 °C pour des essais morphologiques et autres essais in situ .

Résultats

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La figure 1 illustre le flux de travail des agents pathogènes du chancre de la tige induisant des racines adventives par inoculation par annelage. Les expériences menées ici ont montré que les agents pathogènes du chancre de la tige, V. sordida, B. dothidea, et leurs isolats (provenant de différents hôtes, régions ou pathogénicités) peuvent induire la formation de RA chez les espèces de peupliers. Dans ce protocole, nous avons utilisé les isolats CZC, CFCC86775 et SD50 et SD81 de V . sordidida , ainsi que les isolats SD50 et SD81 de B. dothidea pour produire des AR chez P. alba var. pyramidalis. V sodida Le CZC est un agent pathogène typique utilisé, et il a été déposé au Centre général de collecte de cultures microbiologiques de Chine (CGMCC 40575) ; Isolat de V. sordida CFCC86775 a été acheté au Centre de collecte de cultures forestières de Chine, tandis que deux isolats SD ont été prélevés sur des peupliers de la maladie du chancre dans la province du Shandong et déposés dans notre laboratoire. Comme le montre la figure 2, des callosités se sont formées sur la région d’annelage (figure 2A, panneau 1), et quelques AR se sont formés lors du traitement de dorure et d’élimination du cambium (figure 2A, panneau 2), tandis que des racines fibreuses rouges et abondantes ont été produites après le traitement d’inoculation du phloème (figure 2A, panneaux 3-6). Nous avons également observé que les AR étaient induits chez différentes espèces ou clones de peupliers, tels que P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa clone 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3', ou d’autres peupliers hybrides). Cependant, dans ce protocole, les AR ne sont produits que sur les tiges de P. alba var. pyramidalis, âgé de 1 an. Enfin, comme le montre la figure 2 panneau 7, les structures d’AR ont également été induites dans les troncs de P. alba var. pyramidalis , âgé de 6 ans, après l’inoculation du phloème par l’agent pathogène V. sordida. Le diamètre du tronc du peuplier est d’environ 6 à 7 cm et la longueur des racines fibreuses les plus longues était supérieure à 7,0 cm.

Comme le montre la figure 2, les segments rouges ont été produits dans les RA de peuplier d’ombrage après avoir été exposés à la lumière du soleil, à partir de RA blancs laiteux ou rouge clair produits sur les peupliers enveloppés de papier d’aluminium (figure 2B, panneau 1) aux RA rouges 3 jours plus tard (figure 2B, panneau 4). De plus, nous avons également remarqué que les pigments rouges étaient produits dans une courte période après l’exposition à la lumière, et l’analyse de l’expression génique a montré que la biosynthèse des pigments (principalement la cyanidine-3-O-glucoside) était directement transformée à partir de leurs substrats d’anthocyanidine, et non la biosynthèse du début de la voie métabolique du phénylpropane6.

Dans ce protocole, les deux méthodes d’annelage (annelage du phloème et de l’épiderme) peuvent induire la formation de RA sur les tiges de peuplier après l’inoculation de l’agent pathogène. Moins de brise-vent s’est produit et moins d’influence sur la physiologie (comme le transport de l’eau et des glucides) chez les peupliers inoculés en endocycle d’épiderme ; cependant, il semble que la production d’AR soit un peu rapide et efficace dans l’annelage du phloème. Par conséquent, la méthode d’inoculation par annelage du phloème est recommandée dans la recherche sur les AR du peuplier.

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Figure 1 : Le flux de travail schématique de la formation de racines adventives (RA) induite par l’agent pathogène du chancre de la tige par des méthodes d’inoculation par annelage chez les peupliers. Tout d’abord, l’agent pathogène du chancre de la tige (cultivé à 28 °C dans l’obscurité pendant 7 à 10 jours) a été coupé en bandes de mycélium (1,2 cm de largeur). Les jeunes plants de peuplier d’un an ou les branches d’un an ont été annelés sur les tiges (à ~30 cm au-dessus du sol ou de la base des branches, indiquée par les flèches bleues) par deux méthodes : l’annelage du phloème (annelage et élimination des anneaux annelés qui comprennent l’épiderme, le phloème et les tissus partiels du cambium sur les tiges) ou l’annelage de l’épiderme (annelage et élimination des anneaux annelés qui n’incluent que l’épiderme des tiges). La largeur du phloème ceinturé ou des anneaux de phloème est de 1,0 cm. Ensuite, les régions annelées ont été entièrement recouvertes de sangles de mycélium et enveloppées immédiatement de ruban adhésif en plastique PE ; Les côtés en mycélium de la sangle faisaient face à la région annelée. Pour la recherche sur la biologie des racines, comme la rhizogénèse et le développement des racines, les jeunes arbres et les branches de peuplier inoculés ont été cultivés pendant 14 à 30 jours dans le cadre d’une gestion régulière (voie I, mise en évidence par des flèches jaunes). Pour la recherche sur la biosynthèse des segments, la photomorphogenèse ou la régulation de l’expression des gènes liés à la lumière, un emballage supplémentaire en papier d’aluminium a été adopté, puis les jeunes arbres/branches inoculés ont été cultivés ~20 jours pour produire les AR. Lorsque les RA ont été produits, la feuille d’aluminium a été retirée des tiges et des branches, et les RA de peuplier ont été exposés à la lumière du soleil ou à d’autres conditions de lumière (dont le spectre lumineux, l’intensité, la période ou leurs combinaisons variaient) (Voie II, mise en évidence par des flèches rouges). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Les agents pathogènes du chancre de la tige ont induit la formation de racines adventives (RA) et la biosynthèse des segments dans les conditions légères des AR chez le peuplier. (A) Différents agents pathogènes du chancre de la tige induisent la formation de RA dans les tiges de peuplier. A1 : contrôle de l’annelage ; A2 : annelage et enlèvement du cambium (GR) ; R3-6 : Différents agents pathogènes du chancre de la tige (V. sordida et B. dothidea) induisent la formation de RA chez les jeunes arbres de P. alba var. pyramidalis âgés de 1 an ; A7 : AR produits sur la branche de P. alba var. pyramidalis, âgé de 6 ans. (B) L’exposition à la lumière induit la biosynthèse des segments sur les AR de peuplier. Les catégories B1 à B4 représentent les RA du peuplier exposés dans des conditions de lumière 0, 1, 2 et 3 jours après l’exposition. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

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Les espèces de peupliers sont susceptibles de produire des AR ou des racines latérales (LR) à partir de boutures de tige, ce qui contribue à leur reproduction et sert de modèle pour l’étude de la biologie des racines chez les plantes ligneuses 7,8. De plus, la recherche a indiqué que l’inoculation de micro-organismes spécifiques, tels que des bactéries bénéfiques (Agrobacterium rhizogenes 9,10 ; Les rhizobactéries favorisant la croissance des plantes [PGPR]11), les bactéries endophytes12,13, les champignons mycorhiziens arbusculaires (CMA)14,15 ou les champignons ectomycorhiziens (CEM)16,17 pourraient favoriser la croissance ou le développement des racines des plantes. Cependant, aucun rapport sur des agents pathogènes (ni bactéries ni agents pathogènes fongiques) qui induisent ou favorisent la structure des AR sur les plantes hôtes n’a été signalé.

Les expériences menées ici ont montré que différents agents pathogènes du chancre du peuplier (tels que V. sordida, B. dothidea) pouvaient induire la formation de RA dans les tiges/branches du peuplier (Figure 2A, panneaux 3-6). De plus, les expériences ont montré que les AR pouvaient être induits sur différentes espèces/clones de peuplier, par exemple, des jeunes arbres de 1 à 2 ans de P. alba var. pyramidalis, Populus × beijingensis, P. alba × P. tremula var. glandulosa clone 84K, P. euramericana cv. 'Bofeng 3', et même des branches de peuplier de 6 ans (Figure 2A, panneau 7). Cependant, aucune structure d’AR n’a été produite sur les jeunes arbres/branches de 1 an de Malus spp., Prunus spp., Cedrus deodara et Pinus massoniana. Ensuite, ce protocole a fourni une nouvelle voie de production des AR du peuplier : induire des AR par inoculation par annelage des agents pathogènes du chancre fongique des arbres (V. sordida et B. dothidea) sur les tiges/branches du peuplier.

Les expériences ont également indiqué que les méthodes d’annelage du phloème et de l’épiderme pouvaient induire la formation de RA sur les tiges de peuplier après l’inoculation d’agents pathogènes ; Cependant, les tiges de peuplier après l’inoculation du phloème se brisent facilement au vent aux sites d’annelage pour la diminution significative de la dureté causée par l’annelage et l’enlèvement de l’écorce (phloème), la manipulation et l’invasion d’agents pathogènes. Par conséquent, pour l’induction des AR, les tiges/branches de peuplier doivent être bien attachées à des bâtons pour éviter qu’elles ne se cassent, en particulier lorsque la méthode d’annelage du phloème a été utilisée.

Les plantes elles-mêmes déterminent principalement la formation des AR. Cependant, il est également affecté par certains facteurs environnementaux. Par exemple, les AR peuvent être induits dans des conditions d’engorgement ou d’inondation chez certaines espèces de dicotylédones18,19. Le maintien de l’humidité a été l’étape cruciale de l’induction des AR sur les tiges/branches aériennes. Dans ce protocole, le Parafilm et le film PE domestique ont été utilisés pour la préservation de l’humidité. Cependant, l’enveloppe du Parafilm peut être pénétrée par les AR nouvellement formés, provoquant alors une perte d’eau, un retard de croissance, un brunissement et des lignifications des AR du peuplier. Au contraire, des AR abondants, tendres et riches en eau ont été récoltés dans les tiges de peuplier enveloppées de PE. Par conséquent, le film PE domestique, et non le film Parafilm, a été recommandé dans ce protocole.

Les racines sont des organes cruciaux des plantes, jouant un rôle important dans la reproduction, la croissance, les nutriments et l’absorption d’eau des plantes. Ensuite, les méthodes devraient être utilisées dans l’étude de la rhizogogénèse20, de la morphologie et du développement, et de l’architecture du système racinaire (RSA)21 chez les espèces de peupliers. De plus, la recherche a indiqué que les associations entre le système racinaire et les bactéries de la rhizosphère pourraient améliorer la résistance aux maladies des plantes hôtes22 ; ensuite, l’inoculation d’agents pathogènes du chancre d’annelage devrait induire des changements moléculaires et épigénétiques dans les AR de peuplier, qui ont une application potentielle dans la culture de semis résistants aux maladies.

La lumière est un facteur environnemental critique qui a un impact sur la croissance, le développement et la reproduction des plantes. L’expérience d’ombrage-exposition (figure 2B) a indiqué que les AR de peuplier induits par l’agent pathogène constituent un système expérimental idéal pour la biosynthèse de segments de plantes (flavonoïdes, anthocyanes23, etc.). Des recherches antérieures ont également montré que les conditions de lumière (intensité, qualité, durée et quantité exposée à la plante mère) affectent la formation des racines ou la rhizogenèse et le développement des racines adventives et latérales 24,25,26. Par conséquent, grâce à l’ajustement précis des conditions d’éclairage, le système d’AR de peuplier induits par l’agent pathogène dans ce protocole peut être utilisé dans la recherche sur la biologie des racines et d’autres processus liés à la réponse lumineuse des peupliers.

Déclarations de divulgation

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Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

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Cette recherche a été financée conjointement par l’Institut scientifique central d’intérêt public, le Fonds de recherche fondamentale du Laboratoire clé d’État de génétique et de sélection des arbres (subvention numéro CAFYBB2020ZY001-2) et la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (subvention 32171776) à Jiaping Zhao.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Agar-agarSolarbioA8190  ;   ;Fournir une nutrition pour la croissance fongique
AluminiumBiosharpBS-QT-027BPour fournir de l’ombre à la zone infectée
Couteau d’annelageEntreprises d’outils MoGong HardwareCeinturer l’épiderme des tiges/branches de peuplier
Ruban de greffeCAPI5cmPour fixer les champignons sur les plantes
(Extraction de pommes de terre, Dextrose)  ;SolarbioRéf. P7360Fournir une nutrition pour la croissance fongique
Film plastique PEMiaoJie413703Pour fixer les champignons sur les plantes
PétriBkman biological Co.,Ltd  ;90 millimètresPréparez le support PDA
Incubateur thermostatiqueShanghai Kuntian Laboratory Instrument Co., LtdKTD-6000Fournir un environnement propice à la croissance fongique

Références

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