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Interférence de l’ARN larvaire chez le ver à soie Bombyx mori par l’administration de nanoparticules de chitosane/ARNdb

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DOI :

10.3791/67360

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4 octobre 2024

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1School of Life Sciences, Guangzhou University

Dans cet article

Résumé

Voici un protocole pour l’administration de nanoparticules de chitosane/ARNdb dans les larves de ver à soie Bombyx mori afin d’induire le silençage génique par ingestion.

Résumé

Le ver à soie, Bombyx mori, est un insecte économique important avec des milliers d’années d’histoire en Chine. Pendant ce temps, le ver à soie est l’insecte modèle des Lépidoptères avec une bonne accumulation de recherche fondamentale. C’est également le premier insecte chez les lépidoptères dont le génome complet a été séquencé et assemblé, ce qui fournit une base solide pour l’étude de la fonction génétique. Bien que l’interférence ARN (ARNi) soit largement utilisée dans l’étude fonctionnelle des gènes inverses, elle est réfractaire chez les vers à soie et d’autres espèces de lépidoptères. Des recherches antérieures réussies sur l’ARNi pour délivrer de l’ARN double brin (ARNdb) ont été réalisées par injection uniquement. L’administration d’ARNdb par l’alimentation n’est jamais rapportée. Dans cet article, nous décrivons les procédures étape par étape pour préparer les nanoparticules de chitosane/ARNdb, qui sont données aux larves de ver à soie par ingestion. Le protocole comprend (i) la sélection du stade approprié des larves de vers à soie, (ii) la synthèse de l’ARNdb, (iii) la préparation des nanoparticules de chitosane/ARNdb, et (iv) l’alimentation des larves de vers à soie avec des nanoparticules de chitosane/ARNdb. Des résultats représentatifs, y compris la confirmation du transcrit du gène et l’observation du phénotype, sont présentés. L’alimentation par ARNdb est une technique simple pour l’ARNi chez les larves de vers à soie. Étant donné que les larves de vers à soie sont faciles à élever et assez grandes pour être utilisées, il s’agit d’un bon modèle pour démontrer l’ARNi larvaire chez les insectes. De plus, la simplicité de cette technique stimule une plus grande implication des étudiants dans la recherche, ce qui fait des larves de vers à soie un système génétique idéal pour une utilisation en classe.

Introduction

Le ver à soie, Bombyx mori, est un insecte domestiqué il y a plus de 5000 ans en Chine. En raison de sa capacité à produire de la soie, le ver à soie est un insecte économique important dans l’agriculture et la sériciculture chinoises. Le ver à soie est le deuxième insecte modèle après la mouche des fruits. En tant qu’insecte modèle chez les lépidoptères, le ver à soie est facile à élever, avec une grande taille et de nombreux mutants. Pendant ce temps, le ver à soie est le premier insecte lépidoptère dont le génome complet a été séquencé1. De nombreuses bases de données fournissant des informations sur le génome2, le transcriptome3, l’étiquette de séquence exprimée (EST)4, l’ARN non codant5 et le microsatellite6 sont également accessibles au public. Les faits ci-dessus font du ver à soie un modèle parfait pour la recherche génétique.

L’interférence ARN (ARNi) est un processus cellulaire dans lequel les molécules d’ARN double brin (ARNdb) se lient et tranchent l’ARN messager complémentaire (ARNm), obtenant ainsi l’effet de silençage du gène cible. Ce mécanisme est naturellement présent chez les bactéries pour se défendre contre l’invasion des virus7. Plus tard, il a été découvert que l’ARNi est conservé chez les animaux, les plantes et les microbes. En raison de son puissant effet de silençage spécifique à la séquence, l’ARNi est utilisé dans la recherche fondamentale pour manipuler l’expression des gènes et étudier la fonction des gènes. L’ARNi est obtenu par l’administration d’ARNdb dans les cellules.

Chez les insectes, il existe trois façons courantes d’administrer l’ARNdb, à savoir la microinjection, l’alimentation et le trempage8. À l’heure actuelle, les rapports réussis d’ARNi dans les vers à soie par l’administration d’ARNdb nu sont effectués par injection d’ARNdb9. Les avantages de la micro-injection sont l’administration immédiate de l’ARNdb dans l’hémolymphe et le contrôle précis de la quantité d’ARNdb. Cependant, certains inconvénients de la micro-injection existent également. Par exemple, cela prend du temps et nécessite des appareils délicats. Il est également important d’optimiser les aiguilles d’injection, le volume d’injection et la quantité d’ARNdb. Par conséquent, une autre façon de transmettre l’ARNdb aux vers à soie devient nécessaire. Parce que l’exosquelette d’un insecte est une barrière étanche faite de chitine, le trempage des larves d’insectes pour obtenir de l’ARNi est rarement signalé, ce qui n’est pas une bonne option pour l’ARNi chez les insectes. L’alimentation en ARNdb est économique en main-d’œuvre, rentable et facile à réaliser10. Cette méthode est également applicable pour le criblage de gènes à haut débit11. Cependant, il a été constaté qu’une nucléase non spécifique de l’ADN/ARN, à savoir la BmdsRNase, est présente dans l’intestin moyen et le jus de l’intestin moyen des larves de ver à soie12. Il est démontré que cette nucléase digère l’ARNdb, de préférence13. Par conséquent, il semble difficile de donner de l’ARNdb nu au ver à soie pour réduire au silence l’expression des gènes.

Récemment, l’ARNdb protégé par des nanoparticules s’est avéré être une bonne alternative pour augmenter l’efficacité de l’ARNi en nourrissant14. Le chitosane est un polymère peu coûteux, non toxique et biodégradable, qui peut être préparé par désacétylation de la chitine, un biopolymère naturel et le deuxième biopolymère le plus abondant après la cellulose15. Parce que le groupe amino dans le chitosane est chargé positivement et que le groupe phosphate sur le squelette de l’ARNdb est chargé négativement, les nanoparticules de chitosane/ARNdb pourraient être formées par auto-assemblage de polycations16. Les nanoparticules de chitosane/ARNdb sont efficaces pour obtenir de l’ARNi par l’alimentation des larves chez les moustiques Aedes aegypti et Anopheles gambiae17, le ver de la capsule à taches de coton Earias vittella18 et l’araignée carmin Tetranychus cinnabarinus19.

Afin de développer une méthodologie pour l’administration de l’ARNdb en se nourrissant des vers à soie pour obtenir une efficacité réussie de l’ARNi, ce rapport se concentre sur la description des procédures étape par étape sur la façon de préparer les nanoparticules de chitosan/ARNdb et de nourrir les larves de vers à soie avec les nanoparticules. Cette méthodologie est relativement peu coûteuse, économique en main-d’œuvre et facile à suivre, qui peut être adaptée pour des études de silençage génique chez d’autres insectes. Notre objectif est de fournir un protocole plus facile pour la méthode d’administration de l’ARNdb des lépidoptères avec une efficacité ARNi plus élevée.

Protocole

1. Espèces de vers à soie et élevage

  1. Élevez au moins 120 larves de vers à soie du1er stade fraîchement écloses de la souche B. mori P50 avec des feuilles de mûrier fraîches à 25 ± 1 °C, photopériode 12 h Lumière :12 h Foncé et 75% ± 5% d’humidité relative.

2. Sélection des larves de vers à soie

  1. Choisissez le jour 1 des larves du 5e stade pour l’expérience ARNi ; Les larves de vers à soie grandissent rapidement après le 3e jour du 5e stade, ce qui est idéal pour comparer les différences d’apparence des larves.
    REMARQUE : Alternativement, des stades plus jeunes, tels que le 3e ou le 4e stade, pourraient être utilisés pour l’expérience ARNi. Cependant, il nécessite un traitement constant à l’ARNdb jusqu’au 5e stade, ce qui est relativement coûteux et coûte en matériaux.

3. Synthèse de l’ARNdb

  1. Identification du fragment cible de l’ARNdb : Sélectionnez la séquence codante d’un gène cible et alignez-la avec d’autres gènes homologues pour déterminer la région conservée. Concevoir des amorces spécifiques au gène dans la région non conservée pour l’amplification ultérieure du fragment cible de l’ARNdb. Pour les expériences sur l’ARNi chez les insectes, le fragment cible typique de l’ARNdb est généralement de 400 à 600 pb. La taille minimale pourrait être de 200 pb.
    REMARQUE : Pour améliorer l’efficacité et le taux de réussite des expériences ARNi, un outil Web peut être utilisé pour concevoir la cible d’ARNdb, tel que dsRNA Engineer (https://dsrna-engineer.cn/).
  2. Production d’un modèle de produit PCR : Ajouter un promoteur d’ARN polymérase T7 (5'-TAATACGACTCACTATAGG-3') à l’extrémité 5' de l’une ou l’autre des amorces conçues ci-dessus. Effectuez une PCR standard pour amplifier le fragment cible de l’ARNdb. Exécutez un gel d’agarose à 1 % dans 1x TAE pour vérifier un seul produit PCR de la taille attendue. Après cela, purifiez le produit PCR avec un kit de purification (Table des matériaux) et utilisez-le pour la transcription ultérieure.
    REMARQUE : Pour conserver le produit PCR cible à long terme et obtenir des rendements élevés, il est suggéré de ligaturer le produit PCR à un plasmide. Le plasmide doit être linéarisé avant la réaction PCR.
  3. Génération d’ARNdb : Utilisez un système d’ARNi T7 (Table des matériaux) pour générer l’ARNdb. Configurez la réaction en ajoutant les composants à température ambiante selon les instructions du fabricant. Mélanger la réaction par pipetage doux et incuber à 37 °C pendant 30 min.
    REMARQUE : Pour maximiser le rendement, l’incubation à 37 °C peut être prolongée jusqu’à 2-6 h. Pour les matrices contenant une structure secondaire ou riche en GC, l’incubation peut être effectuée à 42 °C à la place pour améliorer le rendement en ARNdb.
  4. Recuit pour former l’ARNdb : Incuber la réaction à 70 °C pendant 10 min, puis refroidir lentement à température ambiante (~20 min). Cela permettra de recuire l’ARNdb.
  5. Traitement de la DNase et de la RNase : Pipeter 1 μL de la solution de RNase fournie à 199 μL d’eau sans nucléase pour obtenir une solution de RNase fraîchement diluée. Ajouter 1 μL de solution de RNase fraîchement diluée et 1 μL de DNase sans RNase RQ1 fournie par volume de réaction de 20 μL, mélanger doucement et incuber à 37 °C pendant 30 min. L’ARN simple brin (ARNss) et l’ADN matrice de la réaction seront éliminés après ce traitement.
  6. Précipitation d’alcool : Ajouter 1 volume d’isopropanol ou 2,5 volumes d’éthanol à 95 % ainsi que 0,1 volume d’acétate de sodium 3 M (pH 5,2) à la réaction. Mélanger la réaction par vortex et incuber sur glace pendant 5 min pour former une masse trouble. Faites tourner à vitesse maximale dans une centrifugeuse pendant 10 min pour recueillir une pastille blanche au fond du tube. Jetez le surnageant et lavez la pastille avec 0,5 mL d’éthanol froid à 70 % pour éliminer le sel résiduel. Retirez l’éthanol après le lavage. Laissez le granulé sécher à l’air libre à température ambiante pendant 15 min. Remettez le granulé en suspension avec de l’eau sans nucléase dans 2 à 5 fois le volume de réaction initial. Conserver à -20 °C ou -70 °C.
    REMARQUE : La pastille d’ARNdb ne doit pas être trop sèche, car cela pourrait rendre difficile la remise en suspension complète. Pour assurer une remise en suspension suffisante, un minimum de 2 volumes est nécessaire.
  7. Contrôle de la quantité et de la qualité de l’ARNdb : Diluer l’ARNdb dans de l’eau exempte de nucléases dans un rapport de 1:100 à 1:300. Déterminer la concentration d’ARNdb à l’aide d’un spectrophotomètre à microvolume (Table des matériaux) selon les instructions du fabricant. Pour quantifier l’ARNdb, multipliez la concentration par le volume. Pour évaluer la qualité de l’ARNdb, utilisez l’électrophorèse sur gel d’agarose. Préparez un gel d’agarose à 1 % en 1x TAE et diluez l’ARNdb à 1:50 avec de l’eau sans nucléases. Utiliser 5 μL d’ARNdb dilué par voie et colorer le gel avec 0,5 mg/mL de bromure d’éthidium pendant au moins 15 min pour la visualisation.
    REMARQUE : L’ARNdb migre plus lentement que l’ADNdb.

4. Préparation des nanoparticules de chitosane/ARNdb

  1. Faire tamponner 100 mM d’acétate de sodium (0,1 M de NaC2H3O2 et 0,1 M d’acide acétique, pH 4,5 dans l’eau désionisée) et 100 mM de sulfate de sodium (100 mM de Na2SO4 dans l’eau désionisée) à température ambiante.
  2. Dissoudre le chitosane commercialisé (provenant de carapaces de crevettes, désacétylé à ≥75 % ; Table des matériaux) dans un tampon d’acétate de sodium de 100 mM pour obtenir une solution de chitosane à 0,02 % (p/v).
  3. Dissoudre 20 μg d’ARNdb dans 50 μL d’eau exempte de nucléases et l’ajouter à 50 μL de tampon de sulfate de sodium de 100 μL pour obtenir une solution de 100 μL d’ARNdb.
  4. Ajouter 100 μL de solution de chitosane à 100 μL de solution d’ARNdb. En même temps, préparer un témoin en ajoutant 100 μL de solution de chitosane à 100 μL de sulfate de sodium 50 mM. Mélangez et faites chauffer les mélanges à 55 °C pendant 1 min.
  5. Vortex le mélange immédiatement avec un vortex à grande vitesse pendant 30 s pour permettre la formation des nanoparticules.
  6. Centrifuger le mélange à 13 000 x g à température ambiante pendant 10 min pour obtenir une pastille blanche. Transférez le surnageant dans un tube frais de 1,5 ml. Laissez sécher les granulés à l’air libre à température ambiante pendant 10 min.
  7. Déterminer la concentration d’ARNdb dans le surnageant à l’aide d’un spectrophotomètre à microvolume (Tableau des matériaux). Utilisez le surnageant de la commande comme un blanc. Multipliez la concentration par le volume pour calculer la quantité totale d’ARNdb restante dans le surnageant. Calculez le pourcentage d’ARNdb encapsulé dans les nanoparticules par la quantité restante dans le surnageant divisée par la quantité de départ d’ARNdb.
    REMARQUE : Même si les nanoparticules peuvent être conservées à une température de 4 à 37 °C pendant au moins 15 jours avant d’être utilisées14, il est suggéré d’utiliser les nanoparticules dès que possible.

5. Nourrir les larves de vers à soie avec des nanoparticules de chitosane/ARNdb

  1. Choisissez des larves de vers à soie du 5e stade fraîchement muées (c.-à-d. le jour 1 du 5e stade) de la même taille pour l’expérience d’alimentation. Placez les larves individuellement dans chaque puits d’une plaque à 6 puits avant de fermer le couvercle et de les laisser mourir de faim pendant 24 h.
  2. Rincez les feuilles de mûrier fraîches avec de l’eau déminéralisée et séchez-les avec du papier absorbant propre. Les feuilles de mûrier doivent être sèches sans gouttes d’eau. Coupez en disques de feuilles de mûrier de 1 cm x 1 cm.
  3. Dissoudre les nanoparticules de chitosane/ARNdb dans de l’eau exempte de nucléases à 500 ng/μL avant utilisation. Diluer les nanoparticules de chitosane de contrôle (préparées en 4.4) avec le même volume d’eau sans nucléases. Préparez l’ARNdb nu à 500 ng/μL dans de l’eau sans nucléase.
  4. Utilisez les nanoparticules de chitosane/ARNdb pour l’expérience d’inactivation de l’ARNi, les nanoparticules de chitosane de contrôle comme contrôle blanc/négatif. Utilisez l’ARNdb nu pour comparer les différences avec les nanoparticules de chitosane/ARNdb.
  5. Enduisez 10 μL de nanoparticules de chitosane/ARNdb, de chitosane et d’ARNdb nu à la surface de chaque disque foliaire, respectivement. Faites sécher à l’air libre la solution de nanoparticules et la solution d’ARNdb sur les disques foliaires à température ambiante pendant 5 min.
  6. Nourrissez chaque larve avec un disque foliaire enrobé de nanoparticules ou d’ARNdb par jour. Fournir aux larves des disques foliaires enrobés de nanoparticules ou d’ARNdb en continu pendant 5 jours. Des feuilles de mûrier fraîches peuvent être fournies une fois que le disque foliaire recouvert est entièrement mangé par les larves chaque jour.
  7. Le jour 6, anesthésie les larves sur de la glace jusqu’à ce qu’elles ne bougent plus et dissèque les larves pour l’échantillonnage. Coupez le thorax avec des ciseaux sur une boîte de Pétri propre. Retirez l’intestin moyen à l’aide d’une pince à épiler. Retirez le contenu de l’intestin moyen et lavez-le dans une autre boîte de Pétri remplie d’eau sans nucléases. Conservez l’intestin moyen dans un tube de 1,5 ml et conservez-le à -70 °C.

6. Confirmation du silençage génique

  1. Effectuez une PCR quantitative en temps réel (qRT-PCR) pour calculer la quantification relative du transcrit. Au moins trois répétitions biologiques et trois répétitions techniques sont requises pour chaque répétition. Au moins deux gènes de référence sont recommandés pour normaliser le transcrit relatif. Un gène Bombyx Toll9-2 (BmToll9-2) est testé. Évaluez l’efficacité du silençage génique en comparant la valeur moyenne du transcrit relatif au groupe témoin et convertissez-la en pourcentage.
    REMARQUE : La condition d’amplification de la qRT-PCR, les informations sur l’amorce et le calcul de la transcription relative se trouvent dans notre récente publication20.
  2. Analysez le phénotype de l’ARNi pour évaluer l’effet de silençage génique. Observez la taille des larves et des cocons. Prenez des photos tous les jours pour enregistrer les apparitions.
    REMARQUE : L’ARNi peut affecter la morphologie, la métamorphose, la physiologie et le comportement. L’observation des phénotypes liés à l’ARNi dépend des gènes ciblés.

Résultats

Pour évaluer l’efficacité de l’ARNi, un gène immunitaire ciblant BmToll9-2 a été choisi pour l’analyse. Le gène BmToll9-2 est bien caractérisé en laboratoire, et le silençage génique par injection d’ARNdb permet d’obtenir des larves plus légères et plus petites dans notre récente publication20. Pour confirmer l’efficacité de l’ARNi par ingestion à travers des nanoparticules de chitosane/ARNdb, des nanoparticules de chitosane ont été utilisées comme contrôle, et l’ARNdb nu a été comparé en même temps.

Par rapport au contrôle, les nanoparticules de chitosane sans ARNdb, l’ARNdb nu ciblant le gène BmToll9-2 ne montre aucun effet de silence. L’alimentation de nanoparticules de chitosane/ARNdb dans le ver à soie inhibe significativement le transcrit, avec un knockdown de 79 % (Figure 1). L’inhibition du transcrit relatif indique que le gène BmToll9-2 a été réduit au silence avec succès par l’ingestion de chitosane/ARNdb.

L’inhibition du gène BmToll9-2 affecte considérablement la croissance du ver à soie. En observant les larves, les larves silencieuses de BmToll9-2 sont plus petites que les larves témoins (figure 2A). Lorsque l’on compare les cocons, les cocons silencieux de BmToll9-2 sont également plus petits (Figure 2B). Les nanoparticules de chitosane/dsRNA montrent des effets réussis de l’ARNi à la fois dans le transcrit et le phénotype chez le ver à soie.

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Figure 1 : Transcrit relatif de BmToll9-2 après ingestion de nanoparticules de chitosane/dsBmToll9-2 dans des larves de B. mori du 5e stade. Les niveaux relatifs d’ARNm de BmToll9-2 chez les larves nourries avec des nanoparticules de chitosane comme contrôle, des nanoparticules d’ARNdb nues et des nanoparticules de chitosane/ARNdb. Les données ont été représentées sous forme de moyennes ±écart-type de trois réplications biologiques. Pour chaque réplication biologique, il y avait trois réplications techniques. Différentes lettres sur les barres indiquent des différences significatives sur la base de l’analyse ANOVA à un facteur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Observation du phénotype après alimentation avec des nanoparticules de chitosane/dsBmToll9-2. Les nanoparticules de chitosane sont utilisées comme contrôle. (A) L’apparition de larves de vers à soie après l’ingestion de nanoparticules. (B) L’apparition de cocons de vers à soie après l’ingestion de nanoparticules. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Un stade approprié est important pour l’observation du phénotype de l’ARNi, en fonction des gènes ciblés. Nos résultats préliminaires ont montré que Toll9-2 est impliqué dans la croissance du ver à soie. La taille et le poids des larves de vers à soie augmentent rapidement au 5e stade21. Par conséquent, les larves du 5e stade sont sélectionnées comme scène pour l’expérience d’alimentation en nanoparticules de chitosane/ARNdb. Il est également possible de sélectionner les larves du 3eou du 4e stade pour des expériences d’alimentation et d’observer les différences de développement au 5estade. Cependant, les expériences d’alimentation en nanoparticules nécessitent une alimentation continuequotidienne14. L’alimentation des larves à un stade plus jeune nécessite une préparation plus importante de l’ARNdb, ce qui est relativement plus coûteux. Pour les raisons ci-dessus, nous suggérons de sélectionner les larves de vers à soie fraîchement en mue du 5e stade comme point de départ de l’expérience d’alimentation en nanoparticules.

L’optimisation des paramètres d’alimentation en nanoparticules est également importante. Une alimentation constante en nanoparticules pendant 5 à 7 jours pour obtenir un ARNi efficace est courante dans les études actuelles 14,18,22,23. Étant donné que l’ARNdb est l’ingrédient le plus coûteux dans les expériences d’ARNi, les nanoparticules pourraient être administrées aux larves tous les deux jours, ce qui pourrait contribuer à réduire de moitié le coût de la préparation de l’ARNdb. Une autre façon de réduire les coûts est d’optimiser la quantité d’ARNdb utilisée dans l’alimentation. Dans ce protocole, 5 μg de nanoparticules de chitosane/ARNdb sont utilisés pour chaque larve, ce qui correspond à la dose universelle pour l’injection d’ARNdb en laboratoire. Considérant que 5 μg d’ARNdb est une dose élevée et que l’inhibition par l’alimentation en nanoparticules est significative. Il est suggéré de réduire la quantité d’ARNdb dans l’expérience. Cependant, l’impact des deux paramètres ci-dessus sur l’efficacité de l’ARNi doit être évalué dans de futures expériences.

Le rapport entre le chitosane et l’ARNdb a pu être optimisé. Dans ce protocole, 20 g de chitosane dans 100 μL d’acétate de sodium sont mélangés avec 20 μg d’ARNdb dans 100 μL de sulfate de sodium. Dans le premier rapport sur les nanoparticules de chitosane/ARNdb, 20 g de chitosane dans 100 μL d’acétate de sodium sont mélangés avec 32 μg d’ARNdb dans 100 μL de sulfate de sodium16. Dans d’autres rapports, 1 μg de chitosane dans 100 μL d’acétate de sodium est mélangé avec 1 μg d’ARNdb dans 100 μL de sulfate de sodium18,23. Par conséquent, la quantité de chitosane et d’ARNdb a pu être optimisée pour obtenir la meilleure efficacité de charge des nanoparticules et un effet de silençage optimal de l’ARNi.

Le stockage des nanoparticules de chitosane/ARNdb doit être pris en compte. Les nanoparticules de chitosane/ARNdb sont préparées avant l’expérience d’alimentation, et il est suggéré de les utiliser immédiatement. Un rapport récent a montré que les nanoparticules de chitosane/ARNdb étaient stockées à 4 °C, 24 °C et 37 °C pendant 15 jours et étaient encore stables19. Ainsi, les nanoparticules de chitosane/ARNdb pourraient être préparées à l’avance et conservées à 4 °C au réfrigérateur, car l’ARNdb est plus stable à basse température.

Outre l’ARNdb, certains petits ARN, tels que les petits ARN interférents (siRNA) et les ARN en épingle à cheveux courts (shRNA), peuvent être utilisés dans la préparation de nanoparticules pour les expériences d’ARNi. Par exemple, les nanoparticules de siRNA améliorent la résistance des plantes à Pseudomonas syringae24. L’administration de nanoparticules de shRNA a provoqué un effet ARNi réussi chez la punaise brune néotropicale Euschistus heros25. Par conséquent, les nanoparticules peuvent être appliquées à toutes les molécules d’ARN utilisées dans l’expérience ARNi.

L’efficacité de l’ARNi chez les lépidoptères, y compris les vers à soie, serait réfractaire26. L’administration de l’ARNdb se fait uniquement par injection dans les vers à soie, ce qui prend du temps et coûte en main-d’œuvre. Avec cette méthode d’administration de nanoparticules de chitosane/ARNdb, un effet de silençage significatif est observé soit dans le transcrit, soit dans le phénotype chez les larves et les cocons de ver à soie, possible en raison de la moindre dégradation de l’ARNdb par la protection du chitosane19. Cette méthode est économique en main-d’œuvre et facile à réaliser, ce qui peut être adapté à d’autres insectes. La facilité de ce protocole peut être appliquée non seulement dans la recherche scientifique, mais aussi dans l’enseignement, la démonstration et la pratique en classe. La méthode d’administration des nanoparticules est une nouvelle direction pour le futur biocontrôle et la lutte antiparasitaire27.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette étude a été financée par la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (31501898), le Programme des sciences et de la technologie de Guangzhou (202102010465), le Projet de réforme de la qualité de l’enseignement et de l’enseignement de l’enseignement supérieur de Guangzhou (2022JXGG057) et le projet de recherche du Comité directeur des cours en ligne ouverts des universités provinciales du Guangdong (2022ZXKC381).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tube à centrifuger de 1,5 mLSangonF601620pour réaction d’ARNdb ou de nanoparticules
10 &mu ; l pipetteEppendorfP13473Gpour aspirer ou remettre en suspension le liquide
100 &mu ; l pipetteEppendorfQ12115Gpour aspirer ou remettre en suspension le liquide
2.5 &mu ; l pipetteEppendorfP20777Gpour aspirer ou remettre en suspension le liquide
20 &mu ; l pipetteEppendorfH19229Epour aspirer ou remettre en suspension le liquide
200 &mu ; l pipetteEppendorfH20588Epour aspirer ou remettre en suspension liquide
6 puits Transparent traité TC Plaques à puits multiplesCostar3516pour l’élevage individuel du ver à soie
Acide acétiqueAladdinA116165pour fabriquer TAE
Agarose MBBI Life SciencesA610013pour l’électrophose sur gel d’agarose
Balance analytiqueSartoriusBSA224Spour peser les ingrédients
Centrifugeuse  ;SartoriusCentrisart A-14Cà centrifuger pour former des ARNdb ou des nanoparticules
ChitosanSigma-AldrichC3646à combiner avec de l’ARNdb pour la préparation de nanoparticules
EDTASangonA500895pour fabriquer des TAE
ÉthanolAladdinE130059pour fabriquer des TAE, ou pour la précipitation d’ARNdb
CongélateurSiemensiQ300pour stocker des ARNdb ou nanoparticules
GoTaq Green Master MixPromegaM712pour réaction
PCR GoTaq qPCR Master MixPromegaA6002pour réaction qRT-PCR
Isopropanol  ;AladdinI112011pour la précipitation de l’ARNdb
Spectrophotomètre UV-Vis NanoDrop MicrovolumeThermoFisherOnepour déterminer la concentration de l’ARNdb
ph-mètreSartorius  ; PB-10pour préparer des tampons
Colonne SanPrep Kit de purification de produit PCRSangonB518141pour la purification de produits PCR
Acétatede sodium Sigma-AldrichS2889pour fabriquer un tampon d’acétate de sodium de 100 mM
Sulfate de sodium  ;Sigma-Aldrich239313pour fabriquer un tampon de sulfate de sodium de 100 mM
T7 Système ARNi RiboMAX ExpressPromegaP1700pour la synthèse d’ARNdb
ThermoMixerEppendorfCpour la génération d’ARNdb ou le chauffage de nanoparticules
TrisSangonA501492pour fabriquer un
vortexIKAVortex 3pour préparer des nanoparticules de chitosane/ARNdb
TAE.

Références

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Nanoparticules de chitosaneadministration d ARNdbextinction g niquealimentation par ARNiARN double brinformation de nanoparticulestude fonctionnelle des g nesmod le de l pidopt res

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