Le laboratoire flottant : Procédure opérationnelle normalisée pour la collecte et le filtrage d’échantillons d’eau de mer provenant de traversiers en exploitation pour l’analyse de l’ADN environnemental

Résumé

Ici, nous présentons un nouveau protocole pour récupérer l’ADNe marin par la collecte et la filtration d’échantillons d’eau de mer provenant de ferries et d’autres navires commerciaux en activité.

Résumé

Les outils génétiques permettant d’extraire de l’information à partir de traces d’ADN environnemental sont bien établis pour la caractérisation ciblée et taxonomique de la biodiversité. Pourtant, dans le contexte marin, la collecte d’échantillons d’ADNe dans des zones peu accessibles, comme dans les eaux abyssales ou au large, peut encore être une limitation. L’utilisation de traversiers réguliers ou de navires commerciaux traversant de vastes étendues de haute mer peut constituer des plates-formes opportunistes précieuses pour la collecte d’échantillons environnementaux. Les avantages sont innombrables, de la possibilité de collecter des données dans toutes les conditions météorologiques et à tout moment de la journée à la répétabilité dans le temps, les itinéraires étant constants, et avec une réduction totale des coûts et des émissions de carburant. Des travaux antérieurs ont montré que l’approche est possible et réussie. Cependant, le processus d’acquisition d’échantillons dans le ventre de ces grands navires pourrait ne pas être immédiat. Ce travail illustre dans les moindres détails comment la collecte et la filtration de l’eau de mer des grands navires peuvent être préparées, organisées et réalisées.

Introduction

Au cours des dernières décennies, l’analyse de l’ADN environnemental (ADNe), c’est-à-dire la détection du matériel génétique laissé par les organismes dans l’environnement, s’est rapidement imposée comme un outil de surveillance prometteur pour les communautés d’animaux d’eau douce et marins. Cette technique moléculaire offre la possibilité d’identifier simultanément plusieurs taxons au sein d’un même échantillon (approche de métabarcoding), permettant de détecter les communautés biologiques habitant ou traversant la zone échantillonnée 1,2,3,4,5.

À l’heure actuelle, le véritable défi consiste à atteindre les points d’échantillonnage, car il est souvent économiquement et/ou logistiquement irréalisable de collecter des échantillons à de grandes échelles géographiques, ce qui fait que les zones pélagiques sont généralement sous-échantillonnées par rapport aux zones côtières plus accessibles⁶. L’utilisation de traversiers ou d’autres navires commerciaux permet d’obtenir des transects d’échantillonnage hautement reproductibles, car ils suivent des routes de navigation spécifiques qui sont généralement constantes au cours de la saison et couvrent de vastes zones ^7,8. De plus, l’utilisation des traversées par ferry comme moyen d’échantillonnage permet de prélever des échantillons à tout moment de la journée et en toute saison, quelles que soient les conditions météorologiques et maritimes, en plus de présenter de nombreux autres avantages (Figure supplémentaire 1). Des études préliminaires ont prouvé à la fois sa faisabilité et sa précision pour l’évaluation des indices^{de biodiversité 9,10}. Des échantillons d’eau peuvent être prélevés dans la salle des machines du ferry via un tuyau de dérivation interceptant l’eau de refroidissement marine en amont des moteurs. LIFE-CONCEPTU MARIS (CONSERVATION DES COMMUNAUTÉS DE MER CÉTACÉES ET PÉLAGIQUES EN MÉDITERRANÉE : GÉRER LES ACTIONS POUR LEUR RÉTABLISSEMENT EN MATIÈRE DE DURABILITÉ) EST LE PREMIER PROJET DANS LEQUEL CETTE PREUVE DE CONCEPT A ÉTÉ MISE EN PRATIQUE À GRANDE ÉCHELLE : IL VISE LA COLLECTE DE 500 ÉCHANTILLONS (SUR DEUX ANS), ET IL IMPLIQUE L’ENGAGEMENT NON PAS D’UNE MAIS DE PLUSIEURS COMPAGNIES DE FERRY ET DE PLUSIEURS TRANSPORTEURS, permettant de mettre en évidence les enjeux critiques et d’affiner les stratégies d’échantillonnage pour mieux s’adapter aux contextes les plus divers qui peuvent être rencontrés à bord. Nous décrivons ci-dessous les caractéristiques du projet pour sa composante relative à la collecte à grande échelle d’échantillons d’ADN de l’environnement marin (pour la description du projet, visitez https://webgate.ec.europa.eu/life/publicWebsite/project/details/5707).

La décision d’entreprendre une campagne d’échantillonnage à l’aide d’un ferry régulier implique certaines actions qui doivent être prises avant l’échantillonnage proprement dit, ce qui est l’aspect directement abordé dans ce travail. Nous mentionnons ici brièvement les actions qui doivent précéder l’échantillonnage à bord de tout navire commercial.

C’est un aspect à ne pas négliger et qui détermine le succès de la campagne de collecte. Les compagnies maritimes sont des entités commerciales et non de recherche et, par conséquent, ne connaissent pas et ne sont pas tenues de connaître les buts et objectifs de la recherche scientifique destinée à être menée à bord. Cela implique une phase initiale importante et délicate au cours de laquelle les objectifs du projet scientifique proposé, qui peuvent être multidisciplinaires, doivent être transmis et motivés par la direction de la compagnie maritime elle-même. Dans le cas spécifique du projet CONCEPTU MARIS, cela a été rendu possible par une relation de plusieurs décennies dans laquelle les compagnies maritimes avaient déjà été impliquées dans des projets de surveillance visuelle (par exemple, les transects à lignes fixes [FLT]⁷), qui ont déterminé une relation d’estime mutuelle nécessaire pour pouvoir obtenir le feu vert pour l’accès aux salles des machines indispensable à l’approche d’échantillonnage couverte par ce travail.

Le type de régime d’échantillonnage adopté dans le cadre du projet CONCEPTU MARIS est double : les échantillons sont prélevés à la fois dans des stations d’échantillonnage fixes (FSS, voir ci-dessous) et à l’occasion de l’observation de cétacés « rares ». Il s’agit des espèces les moins observées lors des transects¹¹ de la FTL, à savoir : le dauphin commun (Delphinus delphis), le rorqual à bec de Cuvier (Ziphius cavirostris), le globicéphale (Globicephala melas), le dauphin de Risso (Grampus griseus), le cachalot (Physeter macrocephalus) et le rorqual commun (Balaenoptera physalus). Un échantillon d’eau supplémentaire n’est prélevé que lorsque l’observation de l’espèce rare signalée par l’équipe de recensement visuel (équipe FLT) a lieu plus d’une demi-heure avant ou après l’une des EFS. Les échantillonnages effectués en conjonction avec les observations seront nécessairement tous diurnes.

Les stations fixes d’échantillonnage (FSS), dont la géoposition reste invariable au fil des croisières, sont identifiées en amont et convenues avec l’ensemble de l’équipe de travail. Les positions géographiques des FSS sont sélectionnées en fonction 1) de la présence d’un site d’intérêt biologique sur la base de données d’observation/littérature antérieures ; 2) la priorité accordée aux points indiquant les changements de l’habitat sur les cartes bathymétriques (p. ex., bord du plateau continental) ; 3) une couverture homogène des voies de navigation désignées, en sélectionnant ainsi des sites d’échantillonnage à peu près équidistants (distants d’environ 35 à 45 milles nautiques), afin de couvrir l’ensemble du parcours et de prévoir la collecte d’échantillons nocturnes.

Afin de s’assurer que les échantillons adjacents sont prélevés à des moments différents de la journée et qu’il y a suffisamment de temps entre deux échantillons consécutifs pour terminer le traitement des échantillons, il est conseillé de prélever des échantillons dans des SFS adjacents, l’un à l’aller et l’autre au retour. Cela signifie que si les SFS sont numérotées selon l’ordre chronologique dans lequel elles sont échantillonnées, elles n’apparaîtront pas dans un ordre consécutif sur la carte. Par exemple, si 6 SFS sont sélectionnées, 3 seront échantillonnées à l’aller et 3 au retour. « Leur ordre le long de l’itinéraire sur la carte sera PortAFSS1-FSS6-FSS2-FSS5-FSS3-FSS4-PortB, les trois stations d’échantillonnage en italiques (FSS4, FSS5 et FSS6) étant étudiées au cours du voyage de retour (voir Figure 1).

Chaque SFS a un numéro d’identification unique (c.-à-d. qu’aucun des SFS identifiés sur différentes routes ne partage le même numéro d’identification). La numérotation est attribuée la première fois qu’un SFS est échantillonné, et une numérotation consécutive suivra. Par conséquent, à la fin du projet, les SFS de faible nombre seront celles qui ont été testées pendant plusieurs années ou pour lesquelles les données les plus anciennes sont disponibles.

Chaque échantillon se compose d’environ 13 L d’eau de mer collectée à chaque station d’échantillonnage. L’eau de mer est décantée directement du tuyau de dérivation du ferry dans des conteneurs « Bag-in-the-Box » (BiB), à savoir des sacs en plastique stratifiés stériles, jusqu’au traitement de l’échantillon (voir ci-dessous). Les caractéristiques et les avantages du système d’échantillonnage Bag-in-Box (BiBSS) sont illustrés en détail par Valsecchi et al. (2021)⁹ et sont également rapportés ici dans la figure 2 pour plus de commodité.

Protocole

1. Se préparer au laboratoire

1. Liste de contrôle de l’équipement
   1. Consultez la liste de contrôle pour connaître les articles à prendre à bord pour le prélèvement et la filtration des échantillons. Il est présenté dans le fichier supplémentaire 1. Chaque article et son utilisation seront expliqués dans les sections ci-dessous.
   2. Imprimez une copie du Dossier Supplémentaire 1 et remplissez-la avant le départ pour la campagne d’échantillonnage.
2. Préparation du système d’échantillonnage Bag-in-Box
   1. Préparez les Bags-in-Box dans le laboratoire, sous la hotte si possible, avant l’embarquement. Scellez les trois ouvertures (celle du sac, la partie du capuchon qui ferme le sac et la sortie du robinet) avec une pellicule d’étanchéité (Figure 3, tableau des matériaux).
   2. Roulez les sacs, avec le capuchon détaché et scellé à l’intérieur, hermétiquement et fermez-le avec un ruban adhésif pour éviter qu’il ne se rouvre pendant le transport (figure 3).
   3. Effectuez cette opération en veillant à ne pas laisser entrer d’air dans le sac pendant la manœuvre de scellage susmentionnée, à la fois (i) pour éviter une éventuelle contamination transportée par l’air entrant dans le sac et (ii) pour éviter que le sac plié ne devienne plus volumineux (s’il contient de l’air).

2. Se préparer à bord

1. Coordination avec les membres d’équipage
   1. Dès que vous êtes à bord, partagez les points d’échantillonnage sélectionnés avec le capitaine et son équipage afin que les heures où le ferry sera le plus proche de chaque point sélectionné comme « station d’échantillonnage fixe » (FSS) soient indiquées.
   2. Notez le temps d’échantillonnage pour chaque SFS et la vitesse de croisière actuelle (ou moyenne, si disponible) du ferry pour cette route : cela permet d’estimer l’extension (km) du tronçon de mer échantillonné.
   3. Comme le ferry ne passe jamais exactement sur le même point, corrigez les coordonnées de chaque prélèvement d’échantillon d’eau de mer après le prélèvement proprement dit.
      REMARQUE : L’intervalle exact d’échantillonnage est la donnée la plus importante pour une identification fidèle de la zone maritime réellement échantillonnée ; par conséquent, il est utile d’imprimer une carte des points approximatifs où les coordonnées d’échantillonnage réelles sont indiquées (p. ex., dans le fichier supplémentaire 2).
   4. Si l’entreprise autorise l’accès à la salle des machines, demandez à être escorté jusqu’à la salle.
   5. Portez l’équipement de protection individuelle (EPI) avant d’entrer dans la salle des machines. Ici, l’environnement est inhospitalier (bruit assourdissant et températures élevées) et plein de points potentiellement insidieux (escaliers raides, grands trous dans les sols). Une fois que vous avez obtenu l’autorisation d’entrer dans la salle des machines, équipez-vous de tout l’équipement de sécurité essentiel, comme des chaussures de sécurité, un casque et des écouteurs de protection auditive.
   6. Si la surface filtrante est fournie par la compagnie maritime (il est généralement conseillé d’avoir sa propre table pliante), vérifiez que cette zone peut être désinfectée entre les échantillons à l’aide d’une solution d’eau de Javel à 10 %.
2. Installation dans la salle des machines
   1. Comme il y a plusieurs entrées d’eau de mer sur les navires, identifiez-vous avec le gestionnaire de la salle des machines, ce qui permet un chemin minimum pour l’eau prélevée à travers les tuyaux du navire afin de minimiser la contamination de l’échantillon d’eau par des substances et des organismes qui peuvent se trouver dans les tuyaux.
   2. Une fois que le point/entrée le plus approprié pour la collecte de l’eau de mer entrante a été identifié, demandez au personnel si le robinet de collecte des échantillons peut être maintenu légèrement ouvert pendant toute la durée de la croisière afin de rincer en continu le tuyau utilisé pour la collecte des échantillons avec de l’eau « locale ». Jetez l’eau de mer qui coule sans cesse du robinet dans la cale.

3. Prélèvement d’échantillons d’eau (dans la salle des machines)

REMARQUE : La figure 4 montre les phases de la collecte d’échantillons d’eau de mer.

1. Préparation pour la collecte de l’eau
   1. Apportez tout l’équipement nécessaire (première partie de la liste de vérifications du fichier supplémentaire 1 ) à la salle des machines. Se rendre à la salle des machines au moins 15 minutes avant l’heure d’échantillonnage prévue pour stériliser la zone où les BiB sont manipulés à l’aide d’une solution d’eau de Javel à 10 %.
   2. Si le robinet dédié n’a pas été laissé ouvert pendant toute la croisière, ouvrez-le pour le prélèvement d’échantillons d’eau de mer, et laissez couler l’eau pendant au moins 5 min (l’eau est jetée dans la cale) avant le prélèvement proprement dit (Figure 4A).
   3. Préparez la station de filtration.
      REMARQUE : Il existe plusieurs mesures dans la mise en place de la station de filtration qui peuvent améliorer considérablement l’efficacité de la filtration (voir étape 4.3) : 1) utiliser des flacons à vide de grande capacité (ballon de 2 L, 4 L ou 5 L, selon le volume à prélever). Ceci, en plus de gagner du temps nécessaire pour vider le ballon entre 1 L et le suivant, minimise la manipulation du cylindre de filtration et, par conséquent, toute contamination ; 2) On peut utiliser plusieurs flacons filtrants disposés en série, une mesure qui permet la filtration simultanée de plusieurs échantillons (sacs). Cette mesure est recommandée dans les régimes d’échantillonnage serrés, où il y a autrement le risque de ne pas avoir le temps nécessaire pour traiter les sacs avant d’atteindre le port d’accostage.
   4. À l’aide d’un marqueur permanent, préparez et étiquetez le BiB en y inscrivant : 1) le code d’identification alphanumérique unique de l’échantillon des deux côtés du BiB (important surtout si les BiB ne sont pas traités immédiatement à bord et sont filtrés à terre) 2) la date ; 3) l’heure exacte de début de remplissage du BiB.
2. Collecte de l’eau
   1. Retirez le film d’étanchéité de l’ouverture du BiB et commencez à le remplir jusqu’à ce qu’il soit complètement plein (environ 13 L) (Figure 4B).
   2. Lorsque le sac est presque plein, retirez le film d’étanchéité du couvercle, mais pas de l’ouverture du robinet : maintenez le film d’étanchéité autour du robinet en toute sécurité (languette en plastique rouge) jusqu’à la filtration (Figure 4C). Fermez le BiB avec le couvercle, en le pressant fermement jusqu’à ce qu’il soit complètement fermé.
   3. Prendre note de l’heure exacte à laquelle le prélèvement de l’échantillon est terminé : il permet de calculer la durée totale (minutes) du prélèvement de l’échantillon.
3. Après la collecte de l’eau
   1. Inscrivez avec le marqueur permanent sur le BiB l’heure exacte à laquelle le prélèvement d’échantillon est terminé et rapportez toutes les données sur le formulaire de prélèvement/filtration d’échantillon (fichier supplémentaire 2).
   2. Transférez le BiB rempli dans la salle de stockage ou dans la zone de filtration (un espace dédié dans la salle des machines elle-même ou dans une cabine).
   3. Transférez toutes les données sur le formulaire de prélèvement/filtration des échantillons (Fichier supplémentaire 2).
      REMARQUE : Le fichier supplémentaire 2 montre la feuille de prélèvement/filtration des échantillons à remplir à bord dans toutes ses parties.
      1. Pour la partie relative au prélèvement de l’échantillon (vert), inscrivez les heures de début et de fin de l’échantillonnage d’eau de mer depuis la salle des machines.
      2. Secondairement, après consultation des membres de l’équipage ou des enregistrements GPS, entrer les coordonnées géographiques relatives au début et à la fin de l’échantillonnage et de la vitesse de croisière. Cela vous permet de calculer ultérieurement la longueur du segment de mer échantillonné.
         NOTE : En ce qui concerne la partie relative au filtrage (bleu), il sera indiqué si la filtration a lieu à bord ou plus tard à terre : les temps de filtrage seront indiqués pour chacun des 3 filtres.

4. Filtration d’échantillons d’eau de mer

1. Préparation à la filtration
   REMARQUE : À partir de ce moment, le processus de filtration peut être géré selon différents protocoles en fonction des objectifs spécifiques du projet de recherche. Le protocole décrit ici permet une filtration efficace d’une grande quantité d’eau de mer (plus de 10 litres) directement à bord, en évitant les contraintes de volume inhérentes à d’autres kits ou protocoles commerciaux couramment utilisés. Dans la mesure du possible, filtrez les échantillons d’eau à bord : la filtration peut avoir lieu soit dans la salle des machines elle-même, soit dans une cabine, de préférence située à proximité de la salle des machines. Il est toujours souhaitable de filtrer les échantillons d’eau de mer immédiatement après le prélèvement, à la fois pour limiter la dégradation de l’ADNe et pour plus de commodité, évitant ainsi de débarquer avec de grands volumes d’eau de mer à traiter. Si ce n’est pas possible, les échantillons peuvent être stockés dans les conteneurs Bag-in-Box et transportés pour être filtrés par la suite.
   1. Dans l’espace prévu à cet effet et dédié à la filtration à bord (dans la salle des machines ou dans une cabine dédiée), préparez-vous avec tout ce qui est énuméré dans la deuxième partie de la liste de contrôle du fichier supplémentaire 1 et assemblez le système de filtrage comme indiqué à la figure 5.
   2. Préparez le cylindre de filtration (table des matériaux) comme illustré à la figure 6 et à la figure 7. Utilisez une nouvelle bouteille pour chaque station, une nouvelle paire de pinces à épiler à usage unique ou une paire de pinces stérilisées.
      REMARQUE : Un seul cylindre peut être utilisé plusieurs fois pour filtrer des échantillons à partir du même endroit. Cependant, il doit être stérilisé avec de l’eau de Javel à 10 %, suivi d’un rinçage à l’eau douce, avant d’être laissé à sécher à l’air libre en laboratoire, puis emballé individuellement pour être stocké jusqu’à la prochaine campagne.
   3. Avant de commencer la filtration, remplissez le registre des données de prélèvement d’échantillons/filtration (Fichier supplémentaire 2). Cela est nécessaire à la fois pour garder une trace du nombre de litres traités et pour mesurer le temps de filtration (indicatif de la quantité de particules dans l’échantillon). Dès que la pompe à vide est activée, démarrez la minuterie pour mesurer le temps de filtrage.
2. Filtration à bord
   1. Afin de minimiser le risque de contamination (notamment lorsque plusieurs sacs sont traités simultanément, voir ci-dessous), isolez le flux d’eau à filtrer du milieu environnant en plaçant un manchon isolant - sac plastique - entre le robinet et le cylindre filtrant (voir Figure 7).
      REMARQUE : Il s’agit d’une précaution importante, car la sensibilité des technologies utilisées pour l’analyse de l’ADN environnemental rend l’approche particulièrement vulnérable à la contamination de l’environnement (par l’exploitant ou contamination croisée entre les échantillons).
   2. Activez la pompe à vide et filtrez jusqu’à 4 L d’eau pour chaque filtre. Gardez le cylindre toujours plein pendant la filtration pour éviter que l’air ne pénètre dans le système et ralentisse le processus de filtration.
      REMARQUE : Le choix de la porosité de la membrane dépend de l’objectif de la recherche, des groupes taxonomiques cibles et de la quantité d’eau destinée à être traitée. Cette question a été traitée dans les travaux précédents ^9,12.  dans lequel des filtres de porosité différente ont été comparés. Pour l’étude des vertébrés et le choix de traiter 4 litres d’eau par filtre, une membrane d’une porosité de 0,45 μm s’est avérée la meilleure solution, permettant de traiter de grands volumes d’eau sans provoquer d’encombrement du filtre dû à la saturation des pores.
   3. Lorsque le niveau de l’eau filtrée à l’intérieur du ballon atteint le repère de niveau 4 L, éteignez la pompe à vide et arrêtez la minuterie, en indiquant la valeur du temps de filtrage dans le journal de données.
      REMARQUE : À partir de chaque BiB de 12/13 L, on obtiendra 3 répétitions techniques de 4 L chacune (nommées A, B et C).
   4. À ce stade, à l’aide de la pince à épiler (et, si nécessaire, d’un cure-dent stérile pour aider à soulever le bord du filtre), récupérez le premier filtre (filtre A) du cylindre, comme illustré à la figure 8, en évitant ainsi d’endommager le filtre.
   5. Pliez le filtre en deux (avec le côté qui a retenu la matière biologique replié sur lui-même) et enveloppez-le dans du papier d’aluminium, en inscrivant immédiatement le numéro de l’échantillon et l’ID de la réplique du filtre (par exemple, 15A) sur l’emballage. Conservez-le dans le congélateur à bord jusqu’au débarquement.
   6. Montez un nouveau filtre (filtre B) à l’intérieur du cylindre de filtration pour traiter un autre échantillon de 4 L (figure 9). Videz le ballon et recommencez à filtrer la deuxième répétition jusqu’à ce que 4 L soient complètement filtrés. Récupérez le filtre B comme expliqué et répétez les mêmes étapes pour le filtre C.
3. Bonnes pratiques
   1. Pour raccourcir les temps de filtration, utilisez une grande bouteille isotherme capable d’accueillir toute l’eau filtrée traitée par un seul filtre (donc, dans ce cas, une capacité d’au moins 4 L).
   2. Réduire considérablement les temps de filtrage en filtrant plusieurs sacs simultanément en disposant l’appareil de filtrage en parallèle (c’est-à-dire plusieurs flacons à vide desservis par une seule pompe).
      NOTE : Dans la campagne CONCEPTU MARIS, les deux stratégies ont été adoptées (Figure 10). Notez qu’il est très important de maximiser l’efficacité du filtrage, car le nombre d’échantillons collectés le long d’un itinéraire peut être important. Il est donc nécessaire de traiter les sacs dans un délai court afin d’éviter l’accumulation d’échantillons avec le risque de devoir débarquer des sacs s’il n’y a pas assez de temps pour les traiter à bord.
   3. Afin de surveiller l’incidence des faux positifs (contamination), inclure dans la procédure de filtrage, au moins une fois par croisière, un « blank-bag », filtrant en parallèle avec les échantillons un sac rempli d’eau potable prélevée dans des bouteilles scellées. Cet échantillon de contrôle n’a pas besoin de répétitions et traite-le comme le reste des échantillons et l’inclut dans l’exécution NGS.
4. Stockage et transport des filtres
   1. Après la filtration, entreposez tous les filtres entre -4 °C et -20 °C jusqu’à la suite du traitement en laboratoire.
   2. Prélever les échantillons dans le congélateur de bord juste avant le débarquement et les préparer pour le transport à basse température à l’aide de glacières transportables, comme le montre la figure 11.
      REMARQUE : Si les échantillons ne sont pas filtrés à bord, les sacs d’eau de mer sont transportés en toute sécurité s’ils sont conservés verticalement avec le capuchon maintenu sur la face supérieure, soutenu par paires à l’intérieur de sacs à provisions à l’intérieur de caisses en plastique pour faciliter le transport (figure 12).

Résultats

En exécutant le protocole comme décrit, un nombre de filtres égal au nombre de FSS multiplié pour 3 répliques sera collecté par l’opérateur. Chaque filtre conserve des traces biologiques (ADN environnemental) sur l’une des deux faces. Les étapes analytiques qui suivent l’extraction de l’ADNe dépendent fortement de la question de recherche, de la cible et de l’objectif. Par exemple, dans l’étude pilote de Valsecchi et ^al.9, le protocole de collecte d’ADNe décrit a permis de concevoir une étude repr...

Discussion

Comme les étapes du protocole sont simples et directes, il y a quelques considérations pertinentes à prendre en compte lorsque vous travaillez sur des traversiers commerciaux. La conduite de dérivation de l’eau de refroidissement est généralement située dans la zone de la salle des machines, dont l’accès peut être restreint ou soumis à une autorisation préalable. Il est donc essentiel de s’assurer d’avoir une telle autorisation, ainsi que l’équipement de protection individuelle approprié...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Membranes filtrantes de 4,7 cm de diamètre	Biosigma S.p.A.	https://www.biosigma.com/	Membranes filtrantes de 0,45 &mu ; m porosité, emballé individuellement  ;
Flacons isothermes 4/5 L	Duran	https://www.duran-bottle-system.com/	Flacon en verre de 5 L avec bouchon
Tampons en papier absorbant	Advantec MFS, Inc.	https://www.advantecmfs.com/category/absorbent-pads-1	Tampons absorbants en papier filtre, taille 47 mm.
Bag-in-Box (BiB)	G.M.V. Agricenter S.r.l.	https://www.gmvagricenter.it/	Sacs en boîte de 10 litres avec robinet
Cylindres filtrants  ;	Sartorius AG	https://shop.sartorius.com/in/industrial-microbiology-filtration-devices/biosart-100-monitors/p/M_Biosart_100_Monitors#	Biostart 100 Cylindres de moniteur, avec 0,45 &mu ; membrane M incluse  ;
Film d’étanchéité	Merck	https://www.sigmaaldrich.com/IN/en/product/sigma/hs234526a?utm_source=bing&utm_medium= cpc& utm_campaign=all+product_ dsa_WW_ %28bing+ebizpfs %29& utm_id=626946489& utm_content= 1166583023365595& msclkid= d2b55b82440b1aef56fc3ca803c 6486f& utm_term= %2Fproduct %2F	Rouleau de 4 pouces x 125 pieds de film d’étanchéité de laboratoire
Pompe à vide	KNF Group	https://knf.com/en/us	Laboport Pompe à vide portable N. 96  ;