Modélisation de la consommation d’alcool chez les rongeurs à l’aide de la consommation en cage à domicile et de l’analyse microstructurelle

Shikun Hou; Nathaly M. Arce Soto; Elizabeth J. Glover

doi:10.3791/67486

Article de méthode

Modélisation de la consommation d’alcool chez les rongeurs à l’aide de la consommation en cage à domicile et de l’analyse microstructurelle

DOI :

10.3791/67486

⸱

8 novembre 2024

Shikun Hou¹ , Nathaly M. Arce Soto¹ , Elizabeth J. Glover¹

¹Center for Alcohol Research in Epigenetics, Department of Psychiatry, University of Illinois Chicago

Dans cet article

Résumé

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Ce protocole décrit un paradigme standard de consommation en cage domestique à accès intermittent à deux bouteilles pour modéliser la consommation d’alcool chez les rats. De plus, il fournit des instructions étape par étape pour compléter le protocole standard avec un système de détection de léchage DIY qui permet une analyse microstructurelle du comportement de consommation.

Résumé

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La consommation en cage à domicile avec choix de deux bouteilles est l’un des paradigmes les plus largement utilisés pour étudier la consommation d’éthanol chez les rongeurs. Dans sa forme la plus simple, les animaux ont accès à deux boires, dont l’une contient de l’eau du robinet ordinaire et l’autre de l’éthanol, l’apport quotidien étant mesuré par la variation du poids de la bouteille sur une période de 24 heures. Par conséquent, cette approche ne nécessite aucun équipement de laboratoire spécialisé. Bien que cette facilité de mise en œuvre soit probablement le plus grand contributeur à son adoption généralisée par les chercheurs précliniques sur l’alcool, la résolution des données de consommation acquises à l’aide de cette approche est limitée par le nombre de fois que le chercheur mesure le poids de la bouteille (par exemple, une fois par jour). Cependant, le désir d’examiner les habitudes de consommation d’alcool dans le contexte de l’apport global, des interventions pharmacologiques et des manipulations neuronales a incité à la mise au point de systèmes de détection de léchage de cage domestique capables d’acquérir des données au niveau des léchages individuels. Bien qu’un certain nombre de ces systèmes aient été développés récemment, le système open source, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device), a suscité beaucoup d’attention dans le domaine en raison de son prix abordable et de sa facilité d’utilisation. Bien qu’excitant, ce système a été conçu pour être utilisé chez la souris. Ici, nous passons en revue les procédures appropriées pour l’abreuvement en cage à domicile standard et équipé d’un lèchemètre. Nous introduisons également des méthodes pour adapter le système LIQ HD aux rats, y compris des modifications matérielles pour s’adapter à une cage plus grande et un porte-bouteille imprimé en 3D redessiné compatible avec les bouteilles standard prêtes à l’emploi. En utilisant cette approche, les chercheurs peuvent examiner les habitudes de consommation quotidienne en plus des niveaux d’absorption chez de nombreux rats en parallèle, augmentant ainsi la résolution des données acquises avec un investissement minimal en ressources supplémentaires. Ces méthodes offrent aux chercheurs la possibilité d’utiliser des bouteilles standard ou un appareil équipé d’un lèche-mètre pour interroger les mécanismes neurobiologiques sous-jacents à la consommation d’alcool en fonction de leurs besoins expérimentaux précis.

Introduction

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Bien qu’une consommation modérée d’alcool ait toujours été associée à des bienfaits modérés pour la santé, de récentes études exhaustives à grande échelle ont révélé qu’aucune quantité de consommation d’alcool n’est sans danger¹^,². En fait, la consommation d’alcool est le 7e facteur^de risque de décès et d’invalidité à l’échelle mondiale¹, les personnes qui boivent même de petites quantités d’alcool présentant un risque accru de cancers, de maladies infectieuses et de blessures¹^,³. Aux États-Unis, les décès dus à la consommation d’alcool ont augmenté de près de 30 % entre 2016 et 2021⁴. Il est important de noter que le risque de décès et d’invalidité augmente de manière monotone avec l’augmentation de la consommation¹.

Bien que des études chez l’homme aient fourni des informations précieuses sur la neurobiologie de la consommation et de l’abus d’alcool, le contrôle expérimental fourni par les modèles animaux est crucial pour une compréhension approfondie des mécanismes sous-jacents au comportement de consommation d’alcool et au risque de consommation abusive d’alcool. Ces modèles sont également des outils précieux pour le développement de traitements visant à réduire la consommation incontrôlée. La consommation en cage à domicile de deux bouteilles est l’un des paradigmes précliniques les plus largement utilisés pour étudier la consommation d’alcool chez les rongeurs. Cela est dû, en grande partie, à sa facilité de mise en œuvre, car il permet de mesurer la consommation volontaire totale d’alcool et les préférences sans avoir besoin d’équipement de recherche spécialisé ou d’analyses complexes. À l’aide de cette approche, les chercheurs peuvent recueillir des mesures à des intervalles souhaités (p. ex., heures, jours, semaines) en calculant la variation du poids de la bouteille du début à la fin d’une séance de consommation. Des variantes de cette méthode de base ont été utilisées par de nombreuses personnes dans le domaine pour faciliter la consommation d’alcool de faible à modérée ou excessive sur de courtes et de longues périodes. Par exemple, des procédures continues et intermittentes de choix de deux bouteilles ont été utilisées pour faciliter la consommation d’alcool à des niveaux faibles et modérés, respectivement, chez les souris⁵ et les rats⁶^,⁷^,⁸. Les mêmes paradigmes peuvent favoriser des niveaux élevés d’absorption chez les souches préférant l’alcool ⁷^,⁹. Par ailleurs, il a été démontré qu’une adaptation de cette méthode qui limite l’accès à l’alcool à 2 à 4 heures par jour à partir d’environ 3 heures après le début du cycle d’obscurité engendre une consommation excessive d’alcool chez les souris (c.-à-d. boire dans le noir)¹⁰^,¹¹. D’autres variantes de ces méthodes ont été utilisées conjointement avec des méthodes qui facilitent la dépendance à l’alcool (c.-à-d. exposition chronique intermittente à la vapeur d’éthanol) pour examiner l’escalade de la consommation volontaire d’alcool pendant le sevrage¹²^,¹³^,¹⁴^,¹⁵^,¹⁶^,¹⁷^,¹⁸^,¹⁹.

Bien qu’elle soit largement adoptée par le domaine, l’approche standard de mesure de la consommation d’alcool par changement de poids de la bouteille est limitée en résolution à la consommation totale par session de consommation. Par conséquent, cette approche n’est pas en mesure de saisir les habitudes de consommation, dont on sait bien qu’elles ont une incidence à la fois sur le risque et la gravité du trouble lié à la consommation d’alcool (AUD)²⁰^,²¹^,²². En effet, la consommation moyenne d'un individu au fil du temps peut être la conséquence de plusieurs épisodes de consommation excessive d'alcool ou de nombreux épisodes de consommation d'alcool, chacun associé à une consommation relativement faible, et ces nuances ne sont pas détectées lorsque la consommation est mesurée comme l'apport total par séance de consommation. Il est important de noter qu’un nombre significativement plus élevé d’épisodes de consommation d’alcool associés à de grandes périodes de consommation d’alcool (c’est-à-dire une déglutition) sont observés chez les individus atteints de AUD par rapport aux témoins sains²³ et les données chez les primates non humains suggèrent que les individus qui établissent un modèle de consommation d’alcool qui comprend de grandes périodes de consommation d’alcool au début de leur histoire de consommation d’alcool courent un risque significatif de AUD²². De plus, les épisodes de consommation d’alcool qui incluent de grandes périodes de consommation augmentent significativement le risque de morbidité et de mortalité indépendamment du diagnostic de l’AUD²¹. Dans l’ensemble, ces données ont suscité un intérêt accru pour l’examen des habitudes de consommation d’alcool en plus des niveaux d’absorption globale dans les modèles précliniques et ont incité à la mise au point d’un certain nombre de systèmes de complexité variable capables de saisir des données sur la consommation d’alcool au niveau des coups de langue individuels.

Parmi les premiers, il y a eu le développement d’un système à deux bouteilles équipé d’une détection de léchage par photofaisceau, conçu pour être utilisé chez les souris²⁴. Ce système a ensuite été adapté par un groupe distinct pour être utilisé dans rats²⁵. Dans les années qui ont suivi, des variations sur ce thème ont été utilisées pour développer des systèmes similaires contenus dans le logement personnalisé des rongeurs²⁶, qui permettent la détection par léchage d’animaux individuels logés socialement²⁷^,²⁸, et qui capturent à la fois le comportement alimentaire et abreuvement²⁹. Parmi ceux-ci, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device)³⁰ a suscité beaucoup d’attention pour offrir un système à utiliser chez les souris qui correspond à la facilité de mise en œuvre et à l’abordabilité du système développé par Godnyuck et al.²⁴. Ce système utilise la détection capacitive pour détecter directement le contact entre la langue et le tube sipper en métal conducteur, par opposition aux mesures indirectes telles que l’approche sipper ou l’interaction qui sont permises par le système de détection par faisceau photoélectrique. Les auteurs fournissent des données démontrant que leur système de détection capacitive offre une précision et une sensibilité nettement supérieures dans la détection du léchage, produisant des corrélations plus fortes entre le nombre de léchage et le changement de poids de la bouteille que la détection par faisceau photoélectrique. Les auteurs démontrent en outre la capacité d’utiliser ce système en conjonction avec un paradigme de consommation en cage à domicile à accès continu à deux bouteilles pour saisir les mesures de la microstructure de la consommation d’alcool en plus des mesures de la consommation quotidienne globale ³⁰.

Ici, nous décrivons les procédures de consommation d’alcool en cage à domicile avec deux bouteilles en utilisant une approche standard ainsi que les méthodes qui permettent la détection du léchage (Figure 1). Nous introduisons également des méthodes pour construire et mettre en œuvre LIQ HDR - une adaptation de LIQ HD³⁰ pour une utilisation chez les rats qui comprend des modifications matérielles pour s’adapter à des cages plus grandes et un porte-bouteille imprimé en 3D redessiné compatible avec les bouteilles standard prêtes à l’emploi. Ces méthodes offrent aux chercheurs la possibilité d’utiliser une approche standard ou équipée d’un lèchemètre en fonction de leurs ressources expérimentales et de leurs besoins en matière de collecte de données.

Vous trouverez ci-dessous une description du matériel nécessaire et des instructions étape par étape pour capturer l’abreuvement en cage à domicile à l’aide de la procédure d’abreuvement à accès intermittent à deux bouteilles adaptée de Simms et al.⁷. Dans cette procédure, les rats ont accès 24 heures sur 24 à deux bouteilles d’eau 7 jours sur 7. Les lundis, mercredis et vendredis (MWF), les rats reçoivent une bouteille contenant de l’eau (H₂O) et une autre bouteille contenant de l’éthanol (EtOH). Ces bouteilles sont retirées les mardis, jeudis et samedis (TRS) et remplacées par deux bouteilles d’eau. Les rats boivent dans les deux mêmes bouteilles d’eau le samedi et le dimanche. Notez que ces méthodes peuvent facilement être ajustées pour d’autres horaires d’accès à l’éthanol (par exemple, continu, binge, etc.) si vous le souhaitez. Des instructions distinctes sont fournies pour les approches standard et équipées d’un léchagemètre.

Protocole

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Toutes les données représentatives ont été recueillies à l’aide de rats Long-Evans adultes logés individuellement avec l’approbation du comité institutionnel de l’Université de l’Illinois à Chicago et conformément aux lignes directrices des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Un seul boîtier est nécessaire pour surveiller avec précision la consommation de fluide de chaque sujet. Les rats Long-Evans mâles (n = 38) et femelles (n = 22) adultes étaient P50-80 à leur arrivée et ont été autorisés à s’acclimater au vivarium pendant une semaine avant de commencer l’expérience. Les rats avaient accès ad libitum à de la nourriture standard (Teklad 7912, Envigo) et à de l’eau, sauf indication contraire.

1. Préparation avant l’expérience

Étiquetez les bouteilles comme H₂O ou EtOH. Ensuite, étiquetez avec un identifiant unique pour chaque rat une bouteille H₂O et une bouteille EtOH pour MWF et deux bouteilles H₂O pour TRS.
REMARQUE : En option, utilisez du ruban adhésif de couleur différente pour identifier les bouteilles H₂O et EtOH afin d’éviter les erreurs potentielles lors du changement de bouteille.
Remplissez les bouteilles de H₂O avec de l’eau potable 1 jour avant la date de début de l’expérience. Préparez une solution d’EtOH en combinant de l’EtOH à 190 degrés avec de l’eau potable (20 % v/v) 1 jour avant la date de début de l’expérience.
ATTENTION : Il est essentiel que l’EtOH utilisé ne soit pas dénaturé, car l’EtOH dénaturé est toxique.
Préparez une cage vide sur les mêmes étagères que les rats participant à l’expérience. Cette cage sera utilisée pour calculer les déversements.
Équipez les cages du système LIQ HDR si vous utilisez (voir l’étape 3, Figure 2, Figure 3, Figure 4, Figure 5, Figure 6 et Figure supplémentaire 1).
Déterminez l’heure précise de la journée pour changer la bouteille avant le début de l’étude. Les bouteilles doivent être remplacées à la même heure tous les jours afin d’obtenir une mesure précise de l’apport sur 24 h.
REMARQUE : Des recherches antérieures ont montré que les rongeurs présentent le plus grand degré de consommation tôt après le début du cycle d’obscurité¹⁰^,³¹. Par conséquent, afin de saisir l’apport pendant cette période très active (voir l’étape 2.3.1 pour capturer la consommation excessive d’alcool), il est recommandé de changer de bouteille 30 à 60 minutes après l’extinction des lumières. Utilisez des lampes rouges pendant le changement de bouteille pour permettre une visualisation sans perturber le cycle lumière-obscurité.

2. Procédures quotidiennes et maintenance

Le premier jour de l’expérience, procédez comme suit.
1. Retirez les bouteilles d’eau standard des cages.
2. Facultatif : Les rats bousculent souvent le dessus de la cage pendant qu’ils cherchent de la nourriture, ce qui pourrait provoquer des déversements qui ne peuvent pas être corrigés par la cage de déversement vide. L’utilisation de gobelets alimentaires à l’intérieur de la cage peut atténuer cette préoccupation. Si vous en utilisez, retirez la nourriture du haut de la cage maintenant, ajoutez un gobelet à nourriture à l’intérieur de la cage et remplissez-le de nourriture. Assurez-vous que l’espace au sol alloué au rat respecte toujours les directives de l’établissement en fonction de la taille de la cage à rats et de la taille du gobelet de nourriture.
3. Indiquez au personnel des soins et de l’élevage, le cas échéant, que le personnel de recherche fournira de la nourriture et de l’eau pour la durée de l’expérience.
4. Les changements de cage peuvent perturber la collecte de données. Effectuez des changements de cage en tandem avec l’obtention de mesures du poids corporel. Les chercheurs qui choisissent de le faire doivent en informer leur personnel de soins et d’élevage.
Les jours suivants, suivez les procédures décrites ci-dessous.
REMARQUE : N’oubliez pas que tout mouvement de cages et de bouteilles peut créer des déversements. Par conséquent, il est important d’être doux avec les mouvements et d’utiliser les mêmes méthodes d’application et de retrait des bouteilles sur la cage de déversement que celles utilisées pour les cages à rats.
1. Entrez dans la pièce avant l’heure de changement de bouteille, en vous assurant de disposer de suffisamment de temps pour effectuer les étapes ci-dessous, et placez les nouvelles bouteilles sur des cages à l’heure de début de la session appropriée.
2. Retirez les couvercles des filtres des cages. S’il s’agit d’un MWF, passez à l’étape 2.2.3. S’il s’agit d’un TRS, passez à l’étape 2.2.4.
3. Les lundis, mercredis et vendredis, retirez les bouteilles TRS du dessus des cages. Pesez les bouteilles MWF (un EtOH et un H₂O). Enregistrez le poids de départ de la bouteille pour la séance de consommation d'aujourd'hui. Fournissez de la nourriture supplémentaire sur le dessus de la cage ou dans les gobelets si nécessaire. À l'heure de début de la session, placez les bouteilles sur le dessus de la cage de chaque rat avec du ruban adhésif vers le haut afin que les rats ne mâchent pas l'étiquette de la bouteille.
  REMARQUE : En règle générale, la consommation d’eau n’est pas enregistrée ou signalée pour le TRS, mais les chercheurs peuvent éventuellement recueillir ces données en obtenant les poids des bouteilles comme décrit ci-dessous à l’étape 2.2.3 et à l’étape 2.2.4 si vous le souhaitez. Le côté de la bouteille d’EtOH doit être alterné après chaque séance d’abreuvement afin d’éviter le développement d’une préférence latérale potentielle, qui peut fausser par inadvertance les données de consommation.
  1. Facultatif : Des travaux antérieurs ont montré que de nombreux rats présentent une consommation excessive d’alcool au début de la séance d’abreuvement⁸^,³²^,³³. La plupart des chercheurs qui capturent la consommation excessive d’alcool pendant cette période signalent une consommation pendant les 30 à 60 premières minutes de la séance de consommation. Pour obtenir des données sur l’apport pendant cet épisode potentiel de frénésie boulimique, suivez les étapes décrites ci-dessous.
  2. Réglez une minuterie après l’application des bouteilles sur la dernière cage. Laissez la pièce tranquille pendant la période chronométrée.
  3. Rentrez dans la pièce lorsque la minuterie se déclenche. Retirez les bouteilles EtOH et H₂O et notez le poids des bouteilles. Retournez les bouteilles d’EtOH et_{de H 2}O dans les cages.
    REMARQUE : Cette étape n’est pas nécessaire pour capturer des épisodes de frénésie lors de l’utilisation d’un système équipé pour la détection de léchage.
4. Les mardis, jeudis et samedis, retirez les bouteilles MWF des cages à l’heure de fin de session désignée, correspondant à 24 heures après l’heure de début. Pesez chaque bouteille et notez le poids final de la bouteille pour la séance d’abreuvement MWF. Obtenez et enregistrez le poids corporel de chaque rat. Si nécessaire, fournissez de la nourriture supplémentaire sur le dessus de la cage ou dans les gobelets à nourriture. Placez les bouteilles TRS H₂O sur le dessus de la cage de chaque rat avec du ruban adhésif vers le haut afin que les rats ne mâchent pas l'étiquette de la bouteille.
5. Remettez les couvercles des filtres dans les cages et quittez la salle des animaux.
  REMARQUE : En option, couvrez les gorgées de bouteilles EtOH pour éviter l’évaporation. Si le changement de cage est effectué par le personnel de recherche, désigner 1 jour par semaine pendant les tâches TRS pour effectuer cette tâche. Placez chaque rat dans une cage propre après avoir obtenu le poids corporel.
Lavez les bouteilles et rafraîchissez les liquides sur une base régulière, hebdomadaire ou bihebdomadaire, conformément aux procédures de soins et d'élevage des animaux de l'établissement. Prenez soin de vous acquitter de ces tâches de manière à ne pas interrompre les séances de consommation d’alcool. Par exemple, les bouteilles TRS H₂O peuvent être lavées et remplies après avoir été retirées sur MWF. De même, les bouteilles MWF H₂O et EtOH peuvent être lavées et remplies après avoir été retirées sur TRS.

3. Détection de léchage lors d’expériences de choix de deux bouteilles

REMARQUE : Les chercheurs intéressés par la capture de données de consommation à haute résolution peuvent modifier la procédure ci-dessus en ajoutant des capacités de détection de léchage aux bouteilles. LIQ HD³⁰ est un système de bricolage à faible coût qui permet ce type de collecte de données chez la souris. Les procédures décrites ci-dessous décrivent les modifications nécessaires pour adapter LIQ HD à l’utilisation chez le rat (appelées LIQ HDR). Voir le tableau des matériaux pour une liste de toutes les pièces vendues dans le commerce et imprimées en 3D personnalisées nécessaires à la construction d’un système de détection de léchage, qui peut capturer des données de choix de deux bouteilles pour un maximum de 18 rats. Les fichiers .stl d'impression 3D et les instructions peuvent être trouvés sur le site Web de l'auteur (www.ejgloverlab.com/3dprints).

Configuration des unités de capteurs capacitifs
REMARQUE : Chaque système LIQ HDR se compose de trois unités de capteurs capacitifs, qui capturent ensemble les données de léchage de 36 bouteilles en parallèle, ce qui correspond à 18 rats à logement unique. Chaque unité de capteur se compose d’une carte de dérivation de communication différentielle I²C et d’une carte de capteur capacitive à 12 touches, qui se connectera aux léchomètres à partir de six cages distinctes par le biais de six paires de câbles à 2 broches codés par couleur pour chaque lécheur (Figure 2A).
1. Rassemblez les matériaux nécessaires à la construction des trois unités de capteurs capacitifs, comme indiqué dans Figure 2B, ainsi que les outils de soudage requis.
2. Pour commencer à construire l’unité de capteur A, couvrez un câble de connexion femelle à 2 broches avec une gaine thermorétractable rouge de 7 pouces de long, insérez ses extrémités de fil rouge et noir dans les broches #0 et #1 de la carte de capteur (Figure 2C-1), et soudez en place (Figure 2C-2). Assurez-vous que le câble se trouve à l’avant de la carte du capteur comme indiqué afin de disposer les cages dans l’ordre numérique de gauche à droite dans le vivarium sans chevaucher les câbles et perturber potentiellement l’enregistrement (voir l’étape 3.6 et Figure 6).
3. Couvrez cinq autres câbles avec une gaine thermorétractable de couleur distincte et soudez la broche #2-11 comme indiqué (Figure 2C-3). Assurez-vous que tous les fils rouges sont soudés à des broches paires, qui se connecteront à toutes les bouteilles du côté gauche, et que tous les fils noirs sont soudés à des broches impaires, qui se connecteront à toutes les bouteilles du côté droit.
4. Couvrez les joints de soudure avec de la colle chaude sur tous les côtés pour les protéger (Figure 2C-4). Étiquetez les connecteurs dans l’ordre numérique, en fournissant un ID unique pour chaque léchoisemètre (Figure 2C-4).
5. Pour assembler l’unité de capteur A, connectez la carte de capteur A à un point de dérivation de communication à l’aide d’un câble à 4 broches de 50 mm, puis connectez le point d’extrémité à la sortie 3,3 V du levier de changement de vitesse 5 V à 3 V à l’aide d’un câble à 4 broches de 100 mm (Figure 2D-1). Bien que la carte de capteur et la carte de dérivation de communication aient deux connecteurs identiques à 4 broches, il est toujours important de s’assurer que le câblage est exactement comme indiqué (Figure 2D-1 et Figure 2F) afin d’utiliser les boîtiers de capteurs imprimés en 3D et la configuration de vivarium suggérée (voir étape 3.6 et Figure 6). Hébergez l’unité de capteur A à l’intérieur du boîtier imprimé en 3D (Figure 2D-2). Fermez doucement le haut en prenant soin de ne pas écraser le câble du levier de niveau (Figure 2D-3).
6. Modifiez les adresses I²C des cartes de capteur B et C en soudant un fil de liaison de la broche ADDR à la broche 3Vo ou SDA comme indiqué (Figure 2E).
7. Soudez six câbles de connecteur femelles à code couleur aux cartes de capteur B et C en utilisant le même ordre que celui utilisé pour la carte A. Étiquetez chaque connecteur avec le numéro d’identification du léchage correspondant. Connectez la carte B au point de dérivation de communication MidPoint et C à un point d’extrémité avec des câbles à 4 broches de 50 mm (Figure 2F).
8. Abritez les unités de capteurs B et C dans leurs boîtiers respectifs imprimés en 3D. Connectez en série les trois unités de capteur avec des câbles Ethernet pour terminer la configuration du capteur (Figure 2G).
Configuration de l’interface du microcontrôleur
REMARQUE : L’interface du microcontrôleur LIQ HDR (figure supplémentaire 1A) est la même que celle décrite pour LIQ HD³⁰ avec des modifications très mineures. Les procédures décrites ci-dessous donnent un aperçu général des étapes nécessaires à la configuration de l’interface avec les modifications décrites aux étapes 3.2.6 et 3.2.8. Les chercheurs sont renvoyés au protocole d'origine et au tutoriel vidéo fourni sur la page GitHub de l'auteur pour des instructions étape par étape plus détaillées³⁰.
1. Rassemblez les matériaux et les outils de soudure nécessaires à la construction de l’interface du microcontrôleur (Figure supplémentaire 1B). Sur la face arrière de l’écran tactile (Figure supplémentaire 1C-1), créez un cavalier de soudure sur les pastilles de soudure arrière (Figure supplémentaire 1C-2).
2. À l’arrière du bouclier d’enregistrement des données, coupez la trace du cavalier de la broche CS (Figure supplémentaire 1D-1). Sur la face avant de l’enregistreur de données, soudez un court fil de liaison de la broche CS à la broche #7 (Figure supplémentaire 1D-2).
3. Pour installer les en-têtes d’empilage du bouclier, empilez-les d’abord à l’arrière du bouclier de l’écran tactile (Figure supplémentaire 1E-1). Empilez l’enregistreur de données sur l’écran tactile, utilisez du ruban adhésif pour stabiliser et soudez toutes les broches d’en-tête à l’enregistreur de données (Figure supplémentaire 1E-2). Retirez ensuite l’écran tactile.
4. Empilez l’embase 2 x 3 restante sur le microcontrôleur (Figure supplémentaire 1F-1), puis empilez l’enregistreur de données sur le microcontrôleur avant de souder les broches de l’en-tête en place (Figure supplémentaire 1F-2).
5. Insérez la pile bouton dans l’enregistreur de données (Figure supplémentaire 1G-1). Empilez l’écran tactile sur l’enregistreur de données (Figure supplémentaire 1G-1). Insérez la carte microSD ainsi que son adaptateur dans l’enregistreur de données (Figure supplémentaire 1G-2).
6. Pour fabriquer le fil de mise à la terre supplémentaire, coupez un connecteur mâle d’un fil de raccordement et dénudez l’extrémité à ~1/4 de pouce (Figure supplémentaire 1H-1). Soudez un brin de fil à âme pleine dénudé au fil de raccordement et recouvrez le joint de soudure d’une gaine thermorétractable (Figure supplémentaire 1H-2).
7. Branchez les fils de raccordement à 4 broches et le fil de mise à la terre supplémentaire au microcontrôleur (Noir - GND, Rouge - 5V, Jaune - broche #21, Bleu - broche #20, Figure supplémentaire 1I-1). Fixez les connexions avec de la colle chaude (Figure supplémentaire 1I-2). Si vous le souhaitez, enroulez les fils de raccordement avec une gaine thermorétractable (Figure supplémentaire 1I-2).
8. Abritez l’interface du microcontrôleur entièrement assemblée dans le boîtier imprimé en 3D, avec les fils de raccordement à 4 broches et le fil de mise à la terre enfilés à travers l’ouverture en haut (figure supplémentaire 1J).
9. Suivez le protocole d’origine pour l’installation du logiciel d’interface du microcontrôleur³⁰.
Bâtiment Liq HDR lickometers
REMARQUE : L’impression 3D personnalisée qui maintient les bouteilles est conçue pour être utilisée avec une bouteille pour rongeurs standard avec un diamètre de tube de dégustation de 8 mm (voir le tableau des matériaux, Figure 3A). Ce porte-bouteille peut facilement être adapté pour être utilisé avec des bouteilles et des tubes de dégustation similaires avec des modifications mineures ou aucune.
1. Rassemblez les matériaux, les impressions 3D et les outils de soudure nécessaires à la construction d’un léchoisemètre, comme indiqué dans Figure 3B. À noter que chaque système LIQ HDR accueille un maximum de 18 léchages pour 36 bouteilles.
2. Pour prolonger le câble de connexion mâle, dénudez ses deux extrémités à ~1/4 pouce de longueur, ainsi que les fils noir et rouge de l’extension (Figure 3C-1).
3. Soudez les fils de rallonge au câble de connexion (Figure 3C-2) et recouvrez les joints de soudure avec une gaine thermorétractable (Figure 3C-3). Couvrez le câble de connexion mâle avec une gaine thermorétractable de couleur assortie à un câble de connecteur femelle correspondant sur l’unité de capteur (Figure 3C-4).
4. Pour être cohérent avec le câblage de la carte du capteur (Figure 2), enfilez les fils rouge et noir dans le passage interne gauche et droit du porte-bouteille, respectivement (Figure 3D-1).
5. Soudez chaque fil jusqu’à l’extrémité de la bande de cuivre conductrice de 1 3/4 pouce (Figure 3D-2) et pliez les bandes de cuivre en deux (Figure 3D-3).
6. Décollez le ruban de cuivre et utilisez une paire de pinces pour le manœuvrer soigneusement à l’intérieur du support d’aspiration (Figure 3E-1) avant de le coller fermement aux parois intérieures du support d’aspiration (Figure 3E-2). Assurez-vous que le côté soudé du ruban de cuivre est collé à la paroi plus près de la ligne médiane du porte-bouteille, comme indiqué (Figure 3E-2). Poussez un tube d’aspiration à travers le support pour appuyer fermement le ruban contre le mur et amorcer le support.
7. Pour renforcer le côté soudure du ruban de cuivre, qui n’est pas aussi adhésif et a tendance à se décoller, appliquez une cuillerée de colle chaude sur le joint de soudure (Figure 3E-3). Étalez la colle pour couvrir à la fois le ruban de cuivre et toute partie exposée adjacente de l’impression 3D (Figure 3E-4).
8. Faites passer le câble dans le passage interne du protecteur de câble (Figure 3F). Assurez-vous de sélectionner le protecteur de câble approprié (orienté vers la gauche ou la droite) pour chaque léchoisemètre afin d’utiliser la configuration de vivarium suggérée (voir l’étape 3.6 et Figure 6)."REMARQUE : Les léchomètres 5-6, 11-12 et 17-18, qui sont représentés par des câbles de couleur bleue ou violette dans la configuration actuelle, nécessitent un protecteur de câble orienté vers la gauche (Figure 4D-1), alors que tous les autres lèchemètres nécessitent un protecteur de câble orienté vers la droite (Figure 4D-2).
9. Pour installer le serre-câble, insérez d’abord un fil dans la rainure d’une moitié du serre-câble (Figure 3G-1), puis placez l’autre moitié sur le deuxième fil, puis fermez fermement les deux moitiés avec l’écrou (Figure 3G-2).
10. Étiquetez le connecteur mâle avec le numéro d’identification du lickomètre correspondant (Figure 3H). Répétez ces étapes jusqu’à ce que les 18 léchomètres soient construits.
Installation des lickomètres LIQ HDR
REMARQUE : LIQ HDR est conçu pour être installé sur une cage à rat standard avec un dessus en fil métallique (Figure 4A-1).
1. Identifiez deux paires de tiges avec un entraxe de ~75 mm sur le dessus de la cage métallique afin de loger le porte-bouteille. À l’aide d’une paire de pinces, ouvrez légèrement les tiges métalliques autour des ouvertures de la ventouse. Isolez ces tiges avec du ruban isolant afin d’éviter tout contact métal sur métal entre les ventouses et le haut de la cage (Figure 4A-2).
  REMARQUE : Bien que le ruban électrique ne soit pas accessible aux rats et, par conséquent, non susceptible d’être mâché, nous vous recommandons de le jeter à la fin de l’étude et de ne pas le réutiliser entre les études.
2. Installez le léchoisemètre et le panneau acrylique laser de 1/8 de pouce d’épaisseur sur le dessus de la cage à l’aide de deux jeux de vis et d’écrous M5 (Figure 4B). Assurez-vous que les ouvertures des ventouses sur le léchomètre et le panneau acrylique sont alignées et que les ventouses ne sont en contact avec aucune partie du haut de la cage.
3. Fixez le clip de câble à la tige la plus extérieure (~4 mm de diamètre) du haut de la cage métallique (Figure 4C). Ajustez le clip de câble si nécessaire pour vous assurer que le haut de la cage repose bien sur le fond de la cage et que le câble n’est pas tiré ou plié sous une tension trop forte. Assurez-vous que le protecteur de câble approprié est utilisé pour chaque léchoisemètre (Figure 4D et voir étape 3.8.8).
4. Ajustez les tubes d’aspiration si nécessaire de sorte que seulement ~2 cm de l’aspirateur dépassent du capuchon (Figure 4E-1). Pour installer des bouteilles, insérez le tube d’aspiration à travers le support d’aspiration du porte-bouteille jusqu’à ce qu’il s’arrête (Figure 4E-2). Seule l’extrémité du tube d’aspiration doit dépasser du panneau acrylique (Figure 4E-3). Il est crucial qu’aucune autre partie du tube d’aspiration ne soit exposée afin d’éviter les coups de langue faussement positifs dus à des comportements non consommatoires, tels que le rat touchant ou jouant avec le tube d’aspiration. Une tête de filtre doit pouvoir reposer confortablement sur la partie supérieure de la cage métallique et le clip du câble sans déranger le câble lui-même (Figure 4F).
  REMARQUE : Un panneau acrylique plus épais ou une pile de plusieurs panneaux de 1/8 de pouce peuvent être utilisés pour enfermer complètement des tubes d’aspiration de plus grandes longueurs pour des expériences qui nécessitent que les tubes d’aspiration s’étendent plus loin dans la cage, comme lors de la mesure de l’eau d’alcool chez de jeunes rats qui peuvent avoir du mal à atteindre une boisson courte.
Installation et utilisation des bloqueurs de gouttières
REMARQUE : Le bloqueur de sipper (Figure 5A) est conçu pour restreindre l’accès du rat à la gorgée pendant les changements de bouteille et pour assurer un étalonnage précis du léchage au début de chaque séance d’abreuvement.
1. Rassemblez les pièces imprimées en 3D ainsi qu’une vis, un écrou et une rondelle M5 pour un bloqueur de sipper comme indiqué dans Figure 5B.
2. Insérez le SIPPER_Gear dans le SIPPER_Base (Figure 5C-1). Assurez-vous que le SIPPER_Gear est orienté exactement comme indiqué dans l’encart de rendu 3D. Insérez le SIPPER_Worm dans l’ouverture en haut du SIPPER_Base. Tournez la vis sans fin dans le sens des aiguilles d’une montre pendant l’insertion jusqu’à ce que la tête affleure la base (Figure 5C-2).
3. Vissez le SIPPER_Nut à l’extrémité de la vis sans fin à partir du bas de la base (Figure 5C-3). Utilisez une pince pour serrer l’écrou tout en tournant le cadran à vis sans fin. Insérez les cols ronds et étroits de la SIPPER_Blockers dans les fentes de l’engrenage (Figure 5C-4).
4. Installez le bloqueur de gouttière assemblé sur le dessus de la cage à l’aide du jeu de vis M5 (Figure 5D). Assurez-vous que les deux bloqueurs de gobelets sont alignés avec les ouvertures du gobeton.
5. Pour bloquer l’accès aux gouttières, tournez le cadran de la vis sans fin dans le sens des aiguilles d’une montre pour abaisser les bloqueurs jusqu’à ce qu’ils recouvrent complètement les ouvertures des ventouses (Figure 5E).
6. Pour permettre l’accès aux siroteurs, tournez le cadran dans le sens inverse des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que les bloqueurs soient en position verticale perpendiculaire au haut de la cage (Figure 5F-1). Tirez manuellement sur chaque bras bloqueur jusqu’à ce que les têtes soient juste en dessous du haut de la cage métallique. Faites pivoter les bloqueurs de 90° de sorte que les têtes soient parallèles aux tiges métalliques sur le dessus de la cage et que les bras soient verrouillés en place (Figure 5F-2). Continuez à tourner le cadran dans le sens inverse des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que les deux bloqueurs soient relevés au-dessus du haut de la cage (Figure 5F-3) et que les sippers soient entièrement accessibles (Figure 5F-4).
Utilisation du système LIQ HDR dans le vivarium
REMARQUE : La configuration de vivarium suivante est optimisée pour capturer la consommation de deux bouteilles à l’aide d’une seule interface de microcontrôleur connectée à 18 cages à rats standard en boîte à chaussures. Tous les composants électroniques, y compris l’interface du microcontrôleur, les unités de capteur et divers câbles, sont fixés à des étagères murales en fil métallique qui maintiennent les cages (Figure 6A). Certaines modifications peuvent être nécessaires pour s’adapter aux installations des animaux et aux besoins des utilisateurs.
1. Montez chaque unité de capteur sur l’étagère du vivarium à l’aide de la vis de montage personnalisée imprimée en 3D (Figure 6B). Assurez-vous que chaque unité de capteur est montée directement sous la cage avec le léchoisemètre de couleur jaune afin d’éviter une tension inutile du câble (Figure 6A).
2. Disposez et fixez chaque câble de connecteur femelle en vous assurant qu’il ne se chevauche pas ou ne se plie pas excessivement à ses extrémités de soudure, ce qui pourrait entraîner une mauvaise détection du léchage (Figure 6B). Si des étagères en tiges métalliques sont utilisées, cela peut être facilement réalisé en attachant les câbles de connexion à des tiges séparées sur l’étagère, comme illustré.
3. Montez l’interface du microcontrôleur à côté de l’unité de capteur A à l’aide de la même vis de montage imprimée en 3D et branchez son connecteur à 4 broches dans le port d’entrée 5 V du décaleur de niveau 5 V à 3 V connecté à l’unité de capteur A (Figure 6C).
4. Utilisez du ruban isolant pour fixer le fil de terre supplémentaire à une source de mise à la terre telle que l’étagère métallique (Figure 6D).
5. Disposez chaque cage en fonction de la couleur et de l’ID du léchoisemètre installé conformément à la représentation Figure 6A afin de minimiser le chevauchement et la tension des câbles.
6. Connectez correctement tous les câbles de connecteur de léchomètre mâle aux câbles de connecteur de capteur femelle correspondants (Figure 6E). Branchez l’alimentation électrique pour allumer l’interface du microcontrôleur (Figure 6F).
7. Sur la page principale de l’interface utilisateur graphique (GUI) (Figure 6G), appuyez sur le symbole de réglage pour ouvrir la page Paramètres. Les utilisateurs peuvent modifier l’heure d’allumage et d’extinction des lumières en fonction de l’horaire du vivarium pour s’assurer que l’affichage de l’interface s’assombrit automatiquement lorsque le cycle d’obscurité commence (Figure 6H-1).
8. Appuyez sur Modifier les paramètres du capteur (Figure 6H-1) pour régler le seuil tactile à 8 et le seuil de relâchement à 2, ce qui, selon nous, permet la détection de léchage la plus cohérente pour les rats en utilisant la configuration actuelle (Figure 6H-2). Notez toutefois que les utilisateurs peuvent avoir besoin d’expérimenter différents paramètres si des modifications sont apportées au système actuel.
9. Décochez la case Étalonnage automatique si les données ne sont collectées que sur une période de 24 heures ou moins (Figure 6H-2).

4. Procédures quotidiennes pour l’abreuvement en cage à domicile avec choix de deux bouteilles à l’aide de la détection de léchage

Suivez les étapes décrites à l’étape 2 pour les procédures standard de choix de deux bouteilles, avec les modifications suivantes.
Les lundis, mercredis et vendredis, avant de mettre les bouteilles MWF, utilisez les bloqueurs de gobelets pour couvrir les ouvertures de toutes les cages (voir l’étape 3.5.5 et Figure 5E).
Avant l’enregistrement, sélectionnez le côté expérimental correct sur la page principale de l’interface graphique, qui sera le côté de la bouteille d’EtOH pour ce jour-là (Figure 6G).
Après avoir installé toutes les bouteilles MWF, appuyez sur START ! sur la page principale (Figure 6G) pour commencer à étalonner les capteurs, au cours duquel il est recommandé aux utilisateurs de s’éloigner du système et de s’assurer que les rats ne lèchent pas les sirotes (Figure 6I-1). L’étalonnage prend quelques secondes, après quoi le système entre dans la page d’enregistrement principale indiquant les numéros de léchage cumulés sur chaque bouteille pour chaque lécheur (Figure 6I-2).
Soulevez tous les bloqueurs de siroteurs au-dessus du haut de la cage pour permettre l’accès aux sippers (voir l’étape 3.5.6 et Figure 5F), et remettez doucement tous les couvercles de filtre comme décrit (voir l’étape 3.4.4 et Figure 4F).
Appuyez sur Actualiser pour mettre à jour les numéros de léchage à l’écran, qui ne seront pas mis à jour en temps réel par eux-mêmes (Figure 6I-2).
Les mardis, jeudis et samedis, appuyez sur Enregistrer et quitter pour arrêter l’enregistrement et revenir à la page principale (Figure 6I-2) avant de retirer les bouteilles MWF.
Pour retirer la carte SD afin de transférer des données, appuyez sur Éjecter la carte SD avant de la débrancher (Figure 6G). Insérez la carte SD dans n’importe quel ordinateur et copiez/collez le fichier de données .csv nommé d’après la date de la bouteille ON sur cet ordinateur (Figure 6K). Pour remonter la carte SD pour l’enregistrement suivant, insérez-la dans l’interface et appuyez sur Monter la carte SD (Figure 6J).
REMARQUE : Nous vous recommandons de sauvegarder les fichiers de données quotidiennement.
Il est conseillé de limiter les mesures du poids corporel à une fois par semaine lorsque cela est compatible avec le modèle animal et le protocole d’utilisation des animaux et d’effectuer cette tâche le jour désigné pour le changement de cage afin de minimiser les perturbations inutiles des léchomètres et des capteurs. Débranchez tous les câbles de léchomètre mâles des câbles de capteur femelles correspondants avant de déplacer les cages. Après avoir pesé chaque rat, remettez-le dans une cage propre. Transférez le léchomètre sur un nouveau dessus de cage et reconnectez chaque léchomètre au capteur correspondant si nécessaire.
Pour les expériences testant l’effet d’une intervention (par exemple, l’injection de médicament) sur l’absorption d’EtOH et la microstructure de la consommation, planifiez ces interventions avant le début de la séance de consommation d’alcool dans la mesure du possible. Lorsque cela n’est pas possible, les chercheurs peuvent interrompre la détection de léchage en appuyant sur Pause (Figure 6I-2) et reprendre la capture de données en appuyant sur Reprendre une fois l’intervention terminée. Nous suggérons de collecter les poids des bouteilles pendant chaque pause de la séance d’abreuvement afin de saisir les changements dans l’apport en EtOH avant et après l’intervention, ainsi que de tenir compte des déversements qui peuvent se produire lors du retrait du dessus de la cage pour accéder à l’animal.
À la fin de l’étude, tous les composants de la cage doivent être soigneusement désinfectés avant d’être utilisés avec de nouveaux animaux afin de limiter la transmission de contaminants entre animaux. Nous vous recommandons de vaporiser et d’essuyer doucement le léchomètre avec une solution d’EtOH à 70 %, tout en veillant à ne pas perturber les composants électriques internes. Le bloqueur de gobelets et le panneau acrylique peuvent être lavés à l’eau chaude savonneuse.

5. Analyse des données

Avant d’évaluer les mesures dépendantes, corrigez les données d’absorption pour les déversements qui se produisent inévitablement à la suite du changement de bouteille chaque jour. Pour ce faire, faites la moyenne de la variation du poids des bouteilles d’EtOH et de H₂O sur la cage de déversement sur toute la période d’étude.
Excluez les valeurs supérieures à deux écarts-types de la moyenne pour chaque bouteille. Après avoir exclu ces valeurs aberrantes, soustrayez les moyennes calculées des variations de l’EtOH et du poids des bouteilles de H₂O obtenues à partir de bouteilles situées sur des cages contenant des animaux. En soustrayant cette quantité, les chercheurs peuvent être sûrs que la perte moyenne résultant du déversement d’une solution donnée n’est pas prise en compte dans les mesures de la consommation. La soustraction de la quantité moyenne de déversement peut entraîner une valeur négative pour certains animaux à certaines occasions. Convertissez-les en zéro et interprétez-les comme l’absence de toute prise pour cette solution.
Les principales mesures dépendantes pour les expériences de consommation au choix de deux bouteilles sont l’apport en EtOH (g/kg) et la préférence ( %). Calculez l’apport à partir de la variation du poids de la bouteille d’EtOH (g) et normalisez le poids corporel (kg) en suivant les étapes suivantes.
1. Convertir la variation du poids de la bouteille (g) en variation du volume (mL) à l’aide de l’équation suivante :
  30, LIQ HDR capture une variété de variables de microstructure de consommation, notamment la durée du léchage, le numéro du combat, le nombre de léchage du combat et la durée du léchage du combat (Figure 6K). Une consommation d’alcool est définie comme une série de coups de langue qui commence par au moins 3 coups de langue effectués en moins de 1 seconde et se termine après que 3 secondes se soient écoulées sans coups de langue supplémentaires. Ces mesures peuvent ensuite être utilisées pour calculer la durée moyenne de léchage individuel, la durée moyenne d’un combat individuel, le nombre moyen de coups de langue par combat, la fréquence moyenne de léchage, l’intervalle entre les coups estimé et l’intervalle estimé entre les combats.
  REMARQUE : L’interface du microcontrôleur fournit ces données de microstructure avec une résolution de 1 minute dans un fichier .csv (Figure 6K). Les chercheurs peuvent utiliser l’application d’analyse fournie avec le protocole original LIQ HD³⁰ ou leur plateforme de post-traitement préférée pour rassembler et résumer les données en fonction des besoins de recherche. Les données de microstructure sont généralement additionnées sur l’ensemble de la période de 24 h pour comparer les différences moyennes à un niveau macro, ou dans une tranche de 30 minutes à 1 heure pour examiner les variations des habitudes de consommation au cours d’un cycle lumière-obscurité.

Résultats

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cage domestique standard intermittente à deux bouteilles Données de consommation EtOH
À l’aide de la procédure standard (Figure 7A), les chercheurs peuvent capturer l’apport sur 24 heures (Figures 7B-D) ainsi que la consommation excessive d’alcool si les poids des bouteilles sont collectés peu de temps après le début de la séance d’alcool (Figures 7E-F). En calculant l’apport en éthanol par rapport à l’apport en eau, les chercheurs peuvent également obtenir des données de préférence à tous les points temporels mesurés (Figures 7D,F). Comme le montre la figure 7C , les rats présentent fréquemment une période d’escalade de la consommation d’éthanol au cours des premiers jours d’accès au choix de deux bouteilles. S’ensuit un plateau pendant lequel l’apport reste relativement stable. Bien qu’observé systématiquement chez les rats mâles⁷^,³²^,³³^,³⁴^,³⁵^,^{36, ce schéma n’est} pas toujours observé chez les femelles. Au lieu de cela, certaines études rapportent des niveaux stables de consommation d’éthanol tout au long de la période d’étude chez les rats femelles³⁷^,³⁸. De plus, certaines études suggèrent que la consommation d’éthanol peut augmenter davantage avec des périodes d’accès plus longues ³⁶^,³⁹. L’apport quotidien peut varier considérablement d’un individu à l’autre. Cependant, l’apport quotidien moyen a été bien caractérisé pour les souches les plus couramment utilisées dans la recherche sur l’alcool et peut être utilisé comme référence pour le succès lors de l’examen des données groupées ⁷^,⁸^,³³^,³⁴^,³⁵^,³⁹.

Comme le montre Figure 7E, de nombreux rats consomment une partie importante de leur consommation quotidienne d’éthanol peu de temps après le début de la consommation d’éthanol⁸^,³³. Ce schéma de consommation excessive d’éthanol est souvent associé à une préférence significative pour l’éthanol par rapport à l’eau (Figure 7F). Les chercheurs ne devraient toutefois pas être surpris si la préférence de 24 h ne dépasse pas 50 %. C’est particulièrement vrai pour les souches de rongeurs consanguines ou ne préférant pas l’alcool et les études limitées à des périodes relativement courtes d’accès au choix de deux bouteilles⁷^,³²^,³³^,³⁵^,³⁷.

Validation de LIQ HDR pour l’analyse de la microstructure de consommation à deux bouteilles
L’ajout du système LIQ HDR au paradigme standard du choix de deux bouteilles pour rats permet aux chercheurs de prédire avec précision et exactitude la consommation à l’aide des données de consommation capturées. Ceci est confirmé par la présence d’une corrélation forte et significative entre le nombre cumulé de pierres à lécher détectées et la variation du poids des bouteilles pour l’EtOH (R² = 0,7789, F_(1,113) = 398,1, p < 0,0001) et la bouteille H₂O (R² = 0,7910, F_(1,117) = 442,9, p < 0,0001) sur une période de 24 heures (figure 8A). Cela est également vrai pour les jours où les rats ont reçu deux bouteilles contenant du H₂O (R² = 0,8875, F_(1,188) = 1484, p < 0,0001 ; Figure 8B).

LIQ HDR permet également une analyse précise des habitudes de consommation à une résolution temporelle élevée qui n’est pas offerte par le paradigme standard du choix de deux bouteilles. En utilisant cette approche, les chercheurs ont la possibilité d’examiner les différences dans les habitudes de consommation entre différentes solutions, à travers le cycle de lumière, entre les sexes, les groupes de drogues, etc. À titre d’exemple, le regroupement des plans moyens en intervalles de 30 minutes permet d’analyser facilement les habitudes de consommation moyennes sur 24 heures. Comme prévu, cette analyse révèle des apports significativement plus élevés pour EtOH et H₂O pendant le cycle d’obscurité, lorsque les rats sont éveillés, que pendant le cycle de lumière, lorsque les rats dorment généralement (Figure 8C). En utilisant une approche similaire, les chercheurs peuvent explorer les différences entre les groupes dans les habitudes de consommation. Par exemple, la microstructure de l’eau potable peut être comparée entre les rats mâles et femelles en examinant le nombre moyen de pierres à lécher pour l’EtOH (figure 8D) ou l’eau (figure 8E) sur une période de 24 heures. Pour étudier la consommation d’alcool à l’avance et/ou la consommation excessive d’alcool, les chercheurs peuvent augmenter la résolution de leur analyse pour se concentrer sur la consommation d’alcool peu de temps après le début de la séance en utilisant une fenêtre plus petite pour résumer les données. Cela permet aux chercheurs d’étudier les périodes de consommation excessive d’alcool sans avoir à collecter plusieurs poids de bouteille sur une période de 24 heures. Comme le montre la figure 8C figure 8C (encadré), cette analyse révèle que la majeure partie de la consommation capturée par un poids de bouteille obtenu 30 minutes après le début de la séance se produit au cours des 5 premières minutes, plutôt que tout au long de la période de 30 minutes. De telles données peuvent aider à identifier les points temporels optimaux pour le prélèvement d’échantillons de sang afin de mesurer la concentration d’éthanol dans le sang (BEC). En effet, un schéma similaire de préalimentation a été observé lors d’une journée de consommation distincte au cours de laquelle des habitudes de consommation à haute résolution ont été capturées sur une période aussi courte que 15 minutes (Figure 8F). Les coups de langue moyens enregistrés au cours de cette session ont permis de prédire de manière fiable le changement de poids de la bouteille (EtOH : R² = 0,6316, F_(1,10) = 17,15, p = 0,0020 ; H₂O : R² = 0,8601, F_(1,10) = 61,47, p < 0,0001 ; Figure 8G). De plus, les BEC prélevés sur des échantillons de sang obtenus 15 minutes après le début de la séance étaient bien corrélés avec le nombre de léchages détectés (R² = 0,4327, F_(1,10) = 7,627, p = 0,0201 ; Figure 8H) même pour des niveaux relativement faibles d’apport en EtOH.

LIQ HDR capture diverses mesures de la microstructure de la consommation d’alcool qui sont détectées et calculées en temps réel pendant les séances de consommation d’alcool et enregistrées dans des bacs de 1 minute similaires à la détection de léchage (Figure 6K). Ces mesures sont brièvement décrites à l’étape 5.4 et définies précédemment ³⁰. Les chercheurs peuvent effectuer des analyses détaillées des changements dans la microstructure de la consommation individuelle et examiner comment et dans quelle mesure les habitudes de consommation contribuent aux différences dans l’apport global. À titre d’illustration, nous avons constaté que, bien que les rats mâles et femelles présentaient un nombre similaire de coups de langue, de périodes d’abreuvement et de durée (Figure 9A-C) lorsqu’ils buvaient de l’eau, cela était associé à une absorption globale (g/kg) plus élevée chez les femelles que chez les mâles (test t ; t = 2,882, df=10, p=0,0163 ; Figure 9D). Cela est prévisible compte tenu du dimorphisme sexuel du poids corporel, qui facilite des niveaux plus élevés d’absorption en fonction du poids corporel chez les femelles que chez les mâles pour un nombre équivalent de coups de langue. Il est frappant de constater que cela contraste avec la comparaison des différences entre les sexes dans les modèles de microstructure de l’EtOH, qui a révélé une microstructure de consommation similaire associée à des niveaux similaires d’apport en EtOH (Figures 9E-H). Ces données suggèrent que si le volume de léchage de l’eau est similaire entre les sexes, par rapport aux mâles, les rats femelles ont un volume de léchage plus petit pour l’EtOH. Ensemble, ces données microstructurales soutiennent l’idée que les rats mâles et femelles diffèrent probablement dans les stratégies d’abreuvement volontaire en fonction du type de liquide consommé dans le cadre de la cage domestique. Des travaux antérieurs ont également révélé des différences entre les sexes dans les stratégies de consommation qui dépendent du type de liquide ⁴⁰^,⁴¹, bien que les différences observées dans ces études ne se limitent pas à la consommation d’eau. La durée des antécédents de consommation d’alcool peut jouer un rôle dans les différences observées entre les études, car la consommation d’alcool au choix de deux bouteilles était limitée à 5 semaines dans l’ensemble de données actuel, alors qu’elle dépassait 12 semaines dans les travaux précédents⁴⁰^,⁴¹.

figure-results-1 Figure 1 : Consommation en cage à domicile au choix de deux bouteilles. (A) Les chercheurs peuvent mesurer l’absorption volontaire d’éthanol dans les maisons domestiques et la préférence (par rapport à l’eau) à l’aide d’une approche standard qui calcule l’absorption en fonction de la variation du poids de la bouteille. (B) En utilisant LIQ HDR, un système de détection de léchage de cage domestique à faible coût conçu pour les rats, les chercheurs peuvent acquérir les mêmes mesures que dans la procédure standard de choix de deux bouteilles tout en capturant la microstructure à haute résolution de la boisson pendant toute la période d’enregistrement. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2 Figure 2 : Construction d’unités de capteurs capacitifs. (A) Pièces électroniques et schéma de câblage. (B) Matériaux pour la construction de trois unités de capteurs capacitifs nécessaires à la construction d’un système LIQ HDR. (C) Soudez les câbles de connexion femelle à 2 broches pour les cages #1-6 à la broche A de la carte #0-11 et fixez les joints de soudure avec de la colle chaude. Codez les câbles par couleur avec une gaine thermorétractable colorée et étiquetez-les chacun avec un numéro d’identification de léchage unique. (D) Connectez la carte A et le décaleur de niveau 5 V à 3 V à un point de dérivation de communication différentiel I²C avec des câbles à 4 broches (1), et connectez la carte A et la dérivation de communication dans le boîtier imprimé en 3D (2-3). (E) Changez les adresses I²C des cartes B et C en soudant un fil de liaison de la broche ADDR aux broches 3Vo et SDA, respectivement. (F) Soudez les câbles de connecteur femelle à 2 broches aux cartes de capteur B et C, étiquetez avec les ID de léchomètre correspondants et connectez la carte B à un point médian de dérivation de communication et la carte C à un point d’extrémité à l’aide de câbles à 4 broches. (G) Hébergez les unités de capteurs B et C dans leurs boîtiers respectifs imprimés en 3D et connectez les trois unités en série avec des câbles Ethernet. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3 Figure 3 : Construire le lickomètre LIQ HDR. (A) Rendu 3D des composants dans la cage. (B) Matériel pour la mise en place d’un léchoisemètre à deux bouteilles. Notez qu’un système LIQ HDR peut accueillir 18 lécheurs de deux bouteilles. (C) Étendez la longueur du câble de connexion mâle à 2 broches avec une paire de fils noirs et rouges et un code couleur avec gaine thermorétractable. (D) Enfilez les fils noir et rouge à travers les ouvertures gauche (L) et droite (R) du porte-bouteille (1) et soudez les extrémités aux rubans de cuivre (2-3). (E) Collez les rubans de cuivre sur les parois intérieures des supports d’aspiration (1-2) et renforcez-les avec de la colle chaude (3-4). (F) Faites passer le câble dans le protecteur de câble. (G) Installez le serre-câble. (H) Étiquetez le connecteur avec le numéro d’identification du léchomètre correspondant. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-4 Figure 4 : Installation du Lickometer. (A) Utilisez du ruban isolant pour isoler les tiges métalliques autour des ouvertures du sipper sur le dessus de la cage métallique. (B) Installez le léchomètre et le panneau acrylique sur le dessus de la cage à l’aide de deux jeux de vis et d’écrous M5. (C) Fixez le clip de câble à la tige la plus extérieure du haut de la cage métallique. (D) Assurez-vous d’utiliser le protecteur de câble approprié (gauche gauche ou droite droite) pour chaque cage. (E) Assurez-vous que seulement ~2 cm des sirotoires de bouteille sont exposés (1), de sorte que lorsque les biberons sont placés sur la cage (2), seules les extrémités des siroteuses dépassent du panneau acrylique et soient accessibles aux rats. (F) Le dessus du filtre doit s’adapter sur le clip de câble sans déranger le câble lui-même. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-5 Figure 5 : Installation et utilisation du bloqueur de sipper. (A) Rendu 3D du bloqueur de gobeton. (B) Pièces imprimées en 3D personnalisées pour un bloqueur de gobeton. (C) Assemblez les pièces imprimées en 3D. (D) Installez le bloqueur de goupillage assemblé sur le dessus de la cage avec une vis M5 + un écrou + une rondelle. (E) Tournez le cadran dans le sens des aiguilles d’une montre pour bloquer l’accès aux gobelots. (F) Tournez le cadran dans le sens inverse des aiguilles d’une montre pour retirer les bloqueurs des gouttières (1), soulevez les bloqueurs et faites-les pivoter à 90° (2), et continuez à tourner le cadran dans le sens inverse des aiguilles d’une montre jusqu’à ce que les bloqueurs soient au-dessus du haut de la cage (3-4). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-6 Figure 6 : Configuration de Vivarium et fonctionnement de l’interface graphique. (A) Configuration recommandée du vivarium et schéma de câblage. (B) Montez chaque unité de capteur sur l’étagère et disposez et stabilisez les câbles du capteur sur l’étagère. (C) Montez l’interface du microcontrôleur sur l’étagère et connectez son cavalier à 4 broches au décaleur de niveau de 5 V à 3 V connecté à l’unité de capteur A. (D) Fixez le fil de terre supplémentaire avec du ruban isolant. (E) Connectez les câbles du capteur aux câbles du léchage correspondants. (F) Branchez l’alimentation pour allumer l’interface du microcontrôleur. (G) Page principale de l’interface graphique. (H) Appuyez sur Paramètres pour régler l’heure d’allumage et d’extinction des lumières sur l’horaire d’éclairage du vivarium (1) et appuyez sur Paramètres du capteur pour ajuster les seuils de toucher et de relâchement pour les rats (2). (I) Pour enregistrer des données, sélectionnez le côté de la bouteille d’EtOH sur la page principale, appuyez sur DÉMARRER ! pour calibrer les capteurs (1) et commencer l’enregistrement (2). Appuyez sur Actualiser pour mettre à jour le numéro de plan affiché à l’écran, puis sur Enregistrer et quitter pour arrêter l’enregistrement. (J) Appuyez sur Éjecter la carte SD sur la page principale pour retirer la carte SD et transférer les données. Appuyez sur Monter SD après avoir inséré la carte SD. (K) Capture d’écran d’un fichier de données brutes représentatif illustrant comment les données de microstructure sont enregistrées dans un bac de 1 minute par l’interface du microcontrôleur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-7 Figure 7 : Données représentatives de consommation au choix de deux bouteilles capturées à l’aide de la procédure standard. Dans le paradigme d’abreuvement à domicile à accès intermittent de deux bouteilles d’EtOH, (A) les rats reçoivent 20 % (v/v) de solution d’EtOH (orange) et de H₂O (bleu) les lundis, mercredis et vendredis (MWF), et deux bouteilles contenant de H₂O les mardis, jeudis et week-ends. (B) Les mesures de l’apport hydrique quotidien révèlent que si les rats maintiennent un niveau relativement constant d’apport hydrique total (mL) tout au long de la période d’étude, (C) les rats présentent souvent une augmentation de l’apport en EtOH au cours des premières séances d’abreuvement, après quoi les niveaux d’apport se stabilisent. (D) Ce schéma d’escalade et de maintenance se reflète également dans la préférence pour l’EtOH. Les chercheurs peuvent également capturer l’apport d’EtOH (E) si les poids des bouteilles sont collectés après les 30 à 60 premières minutes du début de la séance. (F) Ceci est souvent associé à une forte préférence pour EtOH par rapport à H₂O. Les barres d’erreur ombrées représentent ± SEM (n = 32 pour les mâles et n = 16 pour les femelles). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-8 Figure 8 : LIQ HDR capture avec précision la consommation à haute résolution temporelle. La précision et l’exactitude du système LIQ HDR sont confirmées, en partie, par la présence d’une corrélation positive significative entre le nombre de coups de langue et la variation du poids de la bouteille les jours où les rats reçoivent (A) _H2O et EtOH ainsi que (B) les jours où les deux bouteilles contiennent H₂O. (C) Différences dans les habitudes de consommation entre H₂O (bleu) et EtOH (orange) sur la période de consommation de 24 heures peuvent être facilement évalués en regroupant les coups de langue moyens en intervalles de 30 minutes. L’encart correspond à des léchages moyens dans des bacs de 5 minutes pendant les 30 premières minutes d’accès à la bouteille (surlignées en gris), pendant lesquelles les rats présentent souvent un comportement significatif de chargement frontal. Les différences entre les groupes dans les habitudes de consommation peuvent également être examinées à l’aide d’une approche similaire, comme en témoigne la microstructure de léchage pour (D) EtOH et (E) H₂O représentée pour les rats mâles et femelles sur une période de 24 heures. (F) Les habitudes de consommation d’alcool peuvent également être évaluées en haute résolution temporelle sur une période de test plus courte, (G) au cours de laquelle LIQ HDR continue de suivre avec précision la consommation et (H) prédire la concentration d’éthanol dans le sang (BEC) même pour des niveaux relativement faibles d’apport en EtOH. Les barres d’erreur ombrées représentent ± SEM (n = 6 pour chaque sexe). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-9 Figure 9 : Données représentatives de la microstructure de la consommation d’alcool. LIQ HDR permet de capturer des mesures de la microstructure de l’abreuvement, y compris (A) le nombre de coups de langue, (B) le nombre de périodes d’abreuvement et (C) la durée de la consommation, en plus de (D) la mesure de la consommation totale d’eau par un changement de poids de la bouteille. (E-H) Des mesures similaires peuvent être obtenues pour l’éthanol. Les comparaisons entre les groupes de ces mesures permettent d’identifier des habitudes de consommation distinctes, comme c’est le cas dans l’exemple actuel, qui révèle des différences entre les sexes dans les stratégies de consommation en fonction de la solution consommée. La ligne continue indique la médiane et les lignes pointillées indiquent les quartiles (n = 6 pour chaque sexe) ; test t non apparié ; *p < 0,05. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure supplémentaire 1 : Configuration de l’interface du microcontrôleur. (A) Pièces électroniques et schéma de câblage. (B) Matériaux pour la construction de l’interface de microcontrôleur requise pour un système LIQ HDR. (C) À l’arrière de l’écran tactile capacitif, ajoutez un cavalier de soudure sur les pastilles de soudure arrière. (D) À l’arrière du bouclier d’enregistrement des données, coupez la trace du cavalier de la broche CS (1). Soudez un fil de raccordement de la broche CS à la broche #7 (2). (E) Soudez les broches d’en-tête à l’enregistreur de données en utilisant l’écran tactile comme base. (F) Empilez l’en-tête 2x4 restant sur le microcontrôleur (1), empilez l’enregistreur de données sur le microcontrôleur et soudez l’en-tête en place (2). (G) Insérez la pile bouton dans l’enregistreur de données (1), empilez l’écran tactile sur l’enregistreur de données et insérez la carte SD dans l’enregistreur de données (2). (H) Pour fabriquer le fil de terre supplémentaire, coupez un connecteur mâle du fil de liaison et soudez l’extrémité à un fil à âme solide dénudé. (I) Connectez les fils de liaison à 4 broches et le fil de terre supplémentaire au microcontrôleur (1) et fixez-les avec de la colle chaude (2). (J) Hébergez l’interface du microcontrôleur dans le boîtier personnalisé imprimé en 3D. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce fichier.

Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le protocole actuel fournit des instructions étape par étape pour la saisie des données sur la consommation d’éthanol à l’aide d’une procédure de cage domestique à accès intermittent à deux bouteilles. Cette méthode peut être mise en œuvre avec une relative facilité et avec peu ou pas de coût ou besoin d’équipement de recherche spécialisé. En utilisant les procédures fournies ici pour la construction et la mise en œuvre de LIQ HDR - un système de détection de léchage à utiliser chez les rats - les chercheurs peuvent capturer des données de microstructure de consommation à haute résolution en plus des mesures standard de l’ingestion et de la préférence.

Le calendrier d’accès intermittent décrit dans le protocole actuel est une procédure largement utilisée, en grande partie parce qu’il est bien connu qu’il engendre des niveaux plus élevés d’absorption d’éthanol que de nombreux autres calendriers d’accès à l’éthanol. En effet, des recherches antérieures ont montré que les rats ayant accès à un horaire intermittent ont une consommation quotidienne moyenne d’éthanol plus élevée que les rats ayant un accès continu 24 heures^sur 24 ^6,7. Néanmoins, des calendriers différents d’accès à l’éthanol peuvent être souhaitables en fonction de la question de recherche ou d’autres paramètres de conception expérimentale. Les chercheurs peuvent très facilement modifier le protocole actuel pour s’adapter à différents horaires (par exemple, accès continu, consommation dans l’obscurité, etc.) en changeant simplement l’heure d’allumage et d’extinction de la bouteille et les jours.

Bien que la consommation d’alcool au choix de deux bouteilles soit un paradigme relativement simple à mettre en œuvre, des problèmes peuvent survenir qui ont le potentiel de compromettre la collecte de données. Il est donc crucial que les expérimentateurs inspectent les données quotidiennement afin d’identifier rapidement les problèmes potentiels. En particulier, les chercheurs doivent porter une attention particulière aux changements très importants ou très petits dans le poids des bouteilles qui peuvent indiquer une gorgée qui fuit ou qui est bouchée, respectivement. Détecter les signes de ces problèmes à un stade précoce peut empêcher l’exclusion de toutes les données d’un sujet donné de l’analyse. En effet, si les chercheurs remarquent des changements drastiques (ou l’absence de changement) dans le poids de la bouteille sur une période de 24 heures, un simple passage à une nouvelle bouteille peut aider à confirmer si une bouteille donnée doit être retirée de la circulation. Pour ces raisons, il est sage d’avoir des bouteilles et des gorgées supplémentaires à portée de main. Cependant, il convient de noter que certains rats présentent naturellement de très faibles niveaux de consommation d’éthanol, par ^exemple35. C’est particulièrement vrai pour les rats de certaines souches, voir⁸ pour examen. Ainsi, les chercheurs ne devraient pas s’alarmer si une petite population d’animaux dans une expérience donnée a une consommation d’éthanol faible ou nulle. De même, certains animaux ont tendance à jouer avec la gorgée/bouteille d’une manière qui peut favoriser les déversements. Bien que rares, les cas répétés de changements importants dans le poids de la bouteille qui ne sont pas associés à la consommation peuvent nécessiter qu’un animal particulier soit retiré de l’expérience.

Notre protocole détaillé, étape par étape, démontre la facilité de mise en œuvre et d’utilisation du système LIQ HDR pour les rats. Les chercheurs n’ayant aucune connaissance ou compétence préalable en électronique et en programmation de microcontrôleurs peuvent facilement adapter ce système à leurs besoins expérimentaux avec peu ou pas de modification. Nos données représentatives démontrent une fois de plus son application réussie pour les études d’abreuvement en cage de rats domestiques et sa puissante capacité à capturer de nombreuses mesures de microstructure d’eau à haute résolution temporelle. LIQ HDR comprend plusieurs modifications de conception par rapport à sa souris prédécesseur³⁰. Cela a été fait non seulement comme une nécessité pour une adaptation réussie à l’utilisation chez les rats, mais aussi pour améliorer la fonctionnalité et l’expérience de l’utilisateur. Les composants de la cage, y compris le porte-bouteille imprimé en 3D, le bloqueur de gorgée et les composants électroniques, sont déplacés vers le haut de la cage pour protéger contre la mastication, ce qui peut entraîner des pertes de données fréquentes et importantes et un roulement du matériel. L’ajout d’un panneau acrylique découpé au laser permet d’éviter la destruction de ces composants vulnérables. Mis à part le panneau acrylique, qui est du même matériau qu’une boîte à chaussures standard, toutes les autres composantes de LIQ HDR sont inaccessibles à l’animal depuis l’intérieur de la cage ou ne sont accessibles que pendant un bref instant lors du changement de bouteille. Cette conception limite le potentiel de destruction des composants du dispositif et les risques pour l’animal en cas d’ingestion d’articles non alimentaires. Contrairement aux bouteilles sur mesure relativement exigeantes en main-d'œuvre utilisées dans la conception de LIQ HD, le porte-bouteille imprimé en 3D de LIQ HDR est conçu pour être compatible avec les bouteilles commerciales pour rongeurs prêtes à l'emploi. Les bouteilles sont installées sur le dessus de la cage et accessibles aux rats de la même manière que les bouteilles sont appliquées lors des soins et de l’élevage standard. L’ajout de bloqueurs de sipper est une solution simple mais efficace qui améliore la fiabilité du système et empêche la perte de données précieuses qui, en l’absence du bloqueur, peut résulter d’une consommation d’alcool qui se produit avant le début de la capture de données sur l’interface Arduino ou de mesures de léchage erronées qui se produisent lorsque les rats interagissent avec les sippers lors de l’étalonnage quotidien. Alors que les cages à rats considérablement plus grandes nécessitent une mise à l’échelle de la conception matérielle d’origine, l’utilisation de câbles beaucoup plus longs peut avoir un impact négatif sur la sensibilité et la précision de la détection capacitive en raison des interférences, ainsi que sur l’intégrité de la communication^I-2C entre les cartes de capteurs en guirlande et l’interface Arduino. Nous contournons ce problème avec l’adoption du système de communication différentiel I²C pour obtenir une transmission de signal à très longue portée et presque sans perte via des câbles Ethernet. Les matériaux utilisés pour les composants de la cage permettent un nettoyage et une désinfection faciles entre les utilisations. Le léchomètre peut être pulvérisé et essuyé avec une solution d’EtOH à 70 %, tandis que des précautions doivent être prises pour s’assurer que les composants électriques, tels que le ruban de cuivre conducteur, restent intacts. Les équipements non électriques qui sont en contact direct avec l’animal, tels que le bloqueur de gobelets et le panneau acrylique, peuvent être soigneusement lavés à l’eau chaude savonneuse.

La fiabilité et l’efficacité de tout système de détection de léchage nécessitent une construction et une installation appropriées, ainsi que des tests approfondis, une surveillance diligente des erreurs et un dépannage efficace. Tous les composants de bricolage doivent être fabriqués et assemblés avec compétence et soin. Ceci est particulièrement important pour les étapes impliquant la soudure, qui peuvent nécessiter de la pratique pour les débutants. Quoi qu’il en soit, des tests approfondis de tous les léchomètres sont nécessaires avant d’être utilisés dans des expériences réelles. Si le système doit être modifié afin de s’adapter aux besoins expérimentaux individuels, il peut être nécessaire d’affiner les paramètres du capteur (par exemple, les seuils de contact et de relâchement) pour une détection précise du léchage. Pour les nouveaux utilisateurs, nous suggérons de tester le système dans le cadre d’une brève étude pilote sur un petit échantillon à l’aide d’une solution très appétissante qui engendrera des niveaux élevés de consommation d’alcool. La détection de léchage peut être vérifiée en temps réel en inspectant visuellement la carte du capteur, car la LED clignote chaque fois qu’un léchage est enregistré. Des corrélations fortes, significatives et constantes entre le nombre de pierres à lécher et le changement de poids de la bouteille doivent être utilisées comme référence pour une configuration matérielle et logicielle appropriée. Même après la finalisation de la configuration, nous vous recommandons de lancer l’enregistrement d’une expérience donnée un jour où les rats reçoivent deux bouteilles contenant de l’eau afin de résoudre les problèmes d’équipement qui peuvent être évidents au début d’une expérience. Il peut également être avantageux de tester le fonctionnement du léchoisemètre le jour de l’eau associé au changement de cage, car cela nécessite que les léchomètres soient déconnectés et reconnectés au capteur. Une défaillance aléatoire d’un léchomètre ou d’un capteur individuel, qui entraînerait des données aberrantes très évidentes (p. ex., aucun ou peu de léchages détectés malgré un changement substantiel du poids de la bouteille) de manière cohérente pour le même lécheur, est un indicateur d’un ou plusieurs composants défectueux. Nous vous recommandons de préparer à l’avance des composants supplémentaires pour chaque élément du système de léchagemètre afin de permettre un remplacement facile si nécessaire. Enfin, on ne saurait trop insister sur l’importance de s’assurer que les câbles des capteurs ne se chevauchent pas ou ne se plient pas excessivement. Cela peut entraîner des cas aléatoires de mauvaise détection du léchage, comme en témoigne un nombre de léchage déraisonnablement bas pour un changement donné du poids de la bouteille ou des durées de léchage extrêmement importantes (près de 60 000 ms pour un bac de 1 minute) s’étendant sur des minutes ou des heures. Néanmoins, de petites pertes de données sont inévitables dans les études qui recueillent des données sur 24 heures pour de nombreux animaux pendant plusieurs jours en utilisant l’approche standard ou équipée d’un léchagemètre. Les chercheurs peuvent exclure des données erronées pour les rares séances de consommation d’alcool lorsque le poids et/ou les léchages des bouteilles ne reflètent clairement pas l’apport (p. ex., obstruction de la gorgée, erreur d’étalonnage, etc.). Dans de tels cas, la valeur moyenne d’une mesure donnée (p. ex., l’apport (g/kg), les coups de langue, etc.) au cours de la période d’étude pour ce sujet particulier peut être substituée à la valeur manquante lors de l’analyse des données. L’ANOVA à effets mixtes peut également être utilisée comme alternative pour s’adapter aux points de données manquants.

L’un des avantages du paradigme de la consommation à deux bouteilles est l’aspect volontaire de la consommation d’éthanol. Cela offre une excellente validité apparente, en particulier à la lumière des résultats montrant que l’alcool administré par l’expérimentateur peut produire des effets significativement différents sur la fonction cérébrale et le comportement par rapport à l’alcool auto-administré volontairement^. De plus, la nature volontaire du paradigme permet aux chercheurs de saisir les différences individuelles de consommation similaires à la variabilité des préférences en matière d’alcool et des habitudes de consommation observées chez les humains. Ces différences individuelles peuvent fournir une excellente occasion pour les chercheurs d’établir une corrélation entre la consommation (consommation et/ou habitudes) et l’ampleur des effets pathologiques observés.

Néanmoins, certaines limites du paradigme de la consommation en cage à deux bouteilles doivent être prises en compte. Par exemple, bien que la variabilité individuelle de la consommation d’éthanol puisse être avantageuse pour certaines expériences, elle peut être un inconvénient dans d’autres expériences où un niveau constant d’intoxication ou d’exposition à l’éthanol peut être souhaitable. Cela est particulièrement vrai pour les expériences examinant les conséquences de la dépendance et du sevrage après une exposition chronique à l’éthanol. Il est important de noter que la consommation d’alcool au choix de deux bouteilles n’est pas caractérisée comme un modèle de dépendance, même chez les rats ayant accès à l’éthanol pendant de longues périodes. Ainsi, en l’absence de symptômes de sevrage, les chercheurs doivent faire preuve de prudence dans l’interprétation des conséquences d’une consommation prolongée d’éthanol comme des effets de la dépendance et/ou du sevrage. En effet, il est possible, sinon plausible, que les rats qui boivent des quantités relativement importantes d’éthanol pendant la procédure de choix de deux bouteilles présentent des symptômes de sevrage, mais que les rats qui boivent des volumes totaux plus faibles au cours d’une période donnée de 24 heures ne présentent pas de signes de dépendance similaires. Les habitudes de consommation d’alcool peuvent également jouer un rôle important à cet égard, car deux animaux qui boivent la même quantité sur une période de 24 heures peuvent éprouver des niveaux d’intoxication très différents (c’est-à-dire BEC) selon leur consommation d’éthanol^22. Cela souligne l’utilité de LIQ HDR dans la procédure de choix de deux bouteilles, car il permet d’identifier facilement les rats qui consomment une dose donnée d’éthanol à un rythme rapide (c’est-à-dire gorgée) par rapport à ceux qui consomment la même dose à un rythme beaucoup plus lent (c’est-à-dire gorgée). Bien qu’elle soit potentiellement indésirable pour les études portant sur les effets d’une dose contrôlée d’éthanol, la détection de changements dans les habitudes de consommation (p. ex., réduction des épisodes de frénésie excessive) à la suite d’une intervention expérimentale particulière a une valeur translationnelle importante compte tenu de l’approche de réduction des méfaits qui est de plus en plus adoptée en clinique. Enfin, il n’est pas nécessaire d’effort pour que les animaux aient accès à l’éthanol dans les paradigmes de consommation en cage domestique, y compris celui décrit ici. Par conséquent, l’utilité de ce paradigme est limitée à l’analyse de la consommation d’alcool seule, tandis que les méthodes opérantes sont privilégiées dans les cas où les chercheurs s’intéressent à l’examen de la recherche d’alcool - une caractéristique importante de l’AUD.

En résumé, le protocole décrit ici fournit aux chercheurs toutes les informations et les ressources nécessaires pour mesurer la consommation d’éthanol chez les rats dans les cages domestiques. Nous présentons des options pour des approches à relativement basse et haute résolution, offrant aux chercheurs la flexibilité de choisir la méthode qui convient le mieux à leurs besoins de recherche.

Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tous les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Les auteurs remercient Joseph Pitock et Katie Przybysz, PhD, pour leur assistance technique lors du développement de LIQ HDR. Nous remercions également Nicholas Petersen et Marie Doyle, Ph. D., pour les nombreuses conversations utiles qui ont eu lieu lors de l’élaboration de LIQ HDR. Ce travail a été soutenu par l’Institut national sur l’abus d’alcool et l’alcoolisme des National Institutes of Health (P50 AA022538 et R01 AA029130 à l’EJG).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Composants disponibles dans le commerce			Quantity
12-Key capacitive touch sensor breakout (MPR121)	Adafruit	1982	3
paires de câbles à 2 broches (pas JST XH 2.5mm)	Adafruit	4872	18
cavalier de planche à pain à 4 broches (Qwiic)	SparkFun	PRT-17912	1
Câble à 4 broches (100 mm Qwiic)	SparkFun	PRT-17259	1
câble à 4 broches (50 mm Qwiic)	SparkFun	PRT-17260	3
dérivation de décaleur de niveau 5 V à 3 V	Adafruit	5637	1
écran tactile capacitif (2,8 pouces)	Adafruit	1947	1
ruban conducteur en cuivre (1/4 pouce)	DigiKey	4393-CFT-1/4-ND	1
données bouclier d’exploitation forestière	Adafruit	1141	1
Kit de dérivation de communication différentielle I2C (QwiicBus)	SparkFun	KIT-17250	1
Ruban isolant	DigiKey	3M156004-ND	1
Gaine thermorétractable (3/16 pouce différentes couleurs)	Attaches de câble et plus	HS357-S10	6
Kit de gaine thermorétractable (4 pouces noir)	Jameco	2095963	1
Pile bouton au lithium (3V 12,5 mm)	DigiKey	1908-CR1220JAUCHSB-ND	1
rondelle plate M5	Grainger	54FN66	1
écrou hexagonal M5	Grainger	6CA72	1
vis mécanique M5 (12 mm)	Grainger	6GU88	1
mécanique M5 (25 mm)	Grainger	; 6GU91	2
Cavalier mâle/mâle	Adafruit	1957	1
Carte microcontrôleur (Arduino Mega 2560 Rev3)	DigiKey	1050-1018-ND	1
filament PETG (2.85mm argent)	MatterHackers	M-DDH-UZR2	2
Filament PLA (2.85mm noir)	MatterHackers	M-SEW-RUAW	2
filament PLA (2.85mm argent)	MatterHackers	M-66P-6CLE	1
Alimentation (DC 9V 1A)	Newegg	9SIBPPKJYR5991	1
Carte mémoire SD/microSD (8GB)	Adafruit	1294	1
En-têtes d’empilage Adafruit		85	1
Fil à âme pleine (22AWG rouge)	Adafruit	288	1
Fil à âme toronnée (22AWG noir)	Adafruit	2976	1
Fil toronné (22AWG rouge)	Adafruit	3068	1
tube à bretelle avec boule	Design alternatif	TCCN8.5-ST2.5SB	38
Bouteille d’eau (8oz)Alternative	Design	WB8FS	38
Composants imprimés en 3D personnalisés			Quantity
fond de boîtier Arduino imprimé en 3D	N/A	ARDUINO_Bottom.stl	1
Boîtier Arduino imprimé en 3D	N/A N/	A ARDUINO_Top.stl	1
Clip de câble imprimé en 3D L	N/	A CLIP_L.stl	18
Écrou de clip de câble imprimé en 3D	N/	A CLIP_Nut.stl	18
Clip de câble imprimé en 3D R	N/A	CLIP_R.STL	18
Porte-bouteille de léchage imprimé en 3D	N/A	LICKOMETER_Bottle Holder.stl	19
Protecteur de câble pour léchomètre imprimé en 3D L	N/A	LICKOMETER_Cable Protector_L.stl	6
Protecteur de câble pour léchomètre imprimé en 3D R	N/A	LICKOMETER_Cable Protector_R.stl	12
Lettres de léchomètre imprimé en 3D	N/A	LICKOMETER_Letters.stl	19
Vis de montage imprimée en 3D	N/A	Vis de montage.stl	4
Boîtier de capteur imprimé en 3D A fond	N/A	SENSOR_A_Bottom.stl	1
boîtier de capteur imprimé en 3D A haut	N/A	SENSOR_A_Top.stl	1
boîtier de capteur imprimé en 3D B bas	N/A	SENSOR_B_Bottom.stl	1
boîtier de capteur imprimé en 3D B haut	N/A	SENSOR_B_Top.stl	1
boîtier de capteur imprimé en 3D C bas	N/A	SENSOR_C_Bottom.stl	1
Boîtier de capteur imprimé en 3D C top	N/A	SENSOR_B_Top.stl	1
boîtier de capteur imprimé en 3D lettres	N/A	SENSOR_Letters.stl	1
bloqueur de gobelets imprimé en 3D	N/A	SIPPER_Blocker.stl	36
Socle de bloqueur de gobelets imprimé en 3D	N/A	SIPPER_Base.stl	18
Engrenage de bloqueur de gobelets imprimé en 3D	N/A	SIPPER_Gear.stl	18
Écrou bloqueur de gobelets imprimé en 3D	N/A	SIPPER_Nut.stl	18
bloqueur de gobelets imprimé en 3D	N/A	SIPPER_Worm.stl	18
Panneau acrylique léchomètre découpé au laser	N/A	LICKOMETER_Acrylic Panel_Sketch.dxf	19

vis Ver

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

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Consommation d alcool chez les rongeurs microstructure de la consommation syst me de lickom tre apport en thanol chez les rats modes de consommation concentration d thanol sanguin consommation excessive de type binge drinking

Modélisation de la consommation d’alcool chez les rongeurs à l’aide de la consommation en cage à domicile et de l’analyse microstructurelle

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