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Article de méthode

Modélisation de la consommation d’alcool chez les rongeurs à l’aide de la consommation en cage à domicile et de l’analyse microstructurelle

1.9K vues

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DOI :

10.3791/67486

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8 novembre 2024

 ,  , 
1Center for Alcohol Research in Epigenetics, Department of Psychiatry, University of Illinois Chicago

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit un paradigme standard de consommation en cage domestique à accès intermittent à deux bouteilles pour modéliser la consommation d’alcool chez les rats. De plus, il fournit des instructions étape par étape pour compléter le protocole standard avec un système de détection de léchage DIY qui permet une analyse microstructurelle du comportement de consommation.

Résumé

La consommation en cage à domicile avec choix de deux bouteilles est l’un des paradigmes les plus largement utilisés pour étudier la consommation d’éthanol chez les rongeurs. Dans sa forme la plus simple, les animaux ont accès à deux boires, dont l’une contient de l’eau du robinet ordinaire et l’autre de l’éthanol, l’apport quotidien étant mesuré par la variation du poids de la bouteille sur une période de 24 heures. Par conséquent, cette approche ne nécessite aucun équipement de laboratoire spécialisé. Bien que cette facilité de mise en œuvre soit probablement le plus grand contributeur à son adoption généralisée par les chercheurs précliniques sur l’alcool, la résolution des données de consommation acquises à l’aide de cette approche est limitée par le nombre de fois que le chercheur mesure le poids de la bouteille (par exemple, une fois par jour). Cependant, le désir d’examiner les habitudes de consommation d’alcool dans le contexte de l’apport global, des interventions pharmacologiques et des manipulations neuronales a incité à la mise au point de systèmes de détection de léchage de cage domestique capables d’acquérir des données au niveau des léchages individuels. Bien qu’un certain nombre de ces systèmes aient été développés récemment, le système open source, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device), a suscité beaucoup d’attention dans le domaine en raison de son prix abordable et de sa facilité d’utilisation. Bien qu’excitant, ce système a été conçu pour être utilisé chez la souris. Ici, nous passons en revue les procédures appropriées pour l’abreuvement en cage à domicile standard et équipé d’un lèchemètre. Nous introduisons également des méthodes pour adapter le système LIQ HD aux rats, y compris des modifications matérielles pour s’adapter à une cage plus grande et un porte-bouteille imprimé en 3D redessiné compatible avec les bouteilles standard prêtes à l’emploi. En utilisant cette approche, les chercheurs peuvent examiner les habitudes de consommation quotidienne en plus des niveaux d’absorption chez de nombreux rats en parallèle, augmentant ainsi la résolution des données acquises avec un investissement minimal en ressources supplémentaires. Ces méthodes offrent aux chercheurs la possibilité d’utiliser des bouteilles standard ou un appareil équipé d’un lèche-mètre pour interroger les mécanismes neurobiologiques sous-jacents à la consommation d’alcool en fonction de leurs besoins expérimentaux précis.

Introduction

Bien qu’une consommation modérée d’alcool ait toujours été associée à des bienfaits modérés pour la santé, de récentes études exhaustives à grande échelle ont révélé qu’aucune quantité de consommation d’alcool n’est sans danger1,2. En fait, la consommation d’alcool est le 7e facteurde risque de décès et d’invalidité à l’échelle mondiale1, les personnes qui boivent même de petites quantités d’alcool présentant un risque accru de cancers, de maladies infectieuses et de blessures1,3. Aux États-Unis, les décès dus à la consommation d’alcool ont augmenté de près de 30 % entre 2016 et 20214. Il est important de noter que le risque de décès et d’invalidité augmente de manière monotone avec l’augmentation de la consommation1.

Bien que des études chez l’homme aient fourni des informations précieuses sur la neurobiologie de la consommation et de l’abus d’alcool, le contrôle expérimental fourni par les modèles animaux est crucial pour une compréhension approfondie des mécanismes sous-jacents au comportement de consommation d’alcool et au risque de consommation abusive d’alcool. Ces modèles sont également des outils précieux pour le développement de traitements visant à réduire la consommation incontrôlée. La consommation en cage à domicile de deux bouteilles est l’un des paradigmes précliniques les plus largement utilisés pour étudier la consommation d’alcool chez les rongeurs. Cela est dû, en grande partie, à sa facilité de mise en œuvre, car il permet de mesurer la consommation volontaire totale d’alcool et les préférences sans avoir besoin d’équipement de recherche spécialisé ou d’analyses complexes. À l’aide de cette approche, les chercheurs peuvent recueillir des mesures à des intervalles souhaités (p. ex., heures, jours, semaines) en calculant la variation du poids de la bouteille du début à la fin d’une séance de consommation. Des variantes de cette méthode de base ont été utilisées par de nombreuses personnes dans le domaine pour faciliter la consommation d’alcool de faible à modérée ou excessive sur de courtes et de longues périodes. Par exemple, des procédures continues et intermittentes de choix de deux bouteilles ont été utilisées pour faciliter la consommation d’alcool à des niveaux faibles et modérés, respectivement, chez les souris5 et les rats6,7,8. Les mêmes paradigmes peuvent favoriser des niveaux élevés d’absorption chez les souches préférant l’alcool 7,9. Par ailleurs, il a été démontré qu’une adaptation de cette méthode qui limite l’accès à l’alcool à 2 à 4 heures par jour à partir d’environ 3 heures après le début du cycle d’obscurité engendre une consommation excessive d’alcool chez les souris (c.-à-d. boire dans le noir)10,11. D’autres variantes de ces méthodes ont été utilisées conjointement avec des méthodes qui facilitent la dépendance à l’alcool (c.-à-d. exposition chronique intermittente à la vapeur d’éthanol) pour examiner l’escalade de la consommation volontaire d’alcool pendant le sevrage12,13,14,15,16,17,18,19.

Bien qu’elle soit largement adoptée par le domaine, l’approche standard de mesure de la consommation d’alcool par changement de poids de la bouteille est limitée en résolution à la consommation totale par session de consommation. Par conséquent, cette approche n’est pas en mesure de saisir les habitudes de consommation, dont on sait bien qu’elles ont une incidence à la fois sur le risque et la gravité du trouble lié à la consommation d’alcool (AUD)20,21,22. En effet, la consommation moyenne d'un individu au fil du temps peut être la conséquence de plusieurs épisodes de consommation excessive d'alcool ou de nombreux épisodes de consommation d'alcool, chacun associé à une consommation relativement faible, et ces nuances ne sont pas détectées lorsque la consommation est mesurée comme l'apport total par séance de consommation. Il est important de noter qu’un nombre significativement plus élevé d’épisodes de consommation d’alcool associés à de grandes périodes de consommation d’alcool (c’est-à-dire une déglutition) sont observés chez les individus atteints de AUD par rapport aux témoins sains23 et les données chez les primates non humains suggèrent que les individus qui établissent un modèle de consommation d’alcool qui comprend de grandes périodes de consommation d’alcool au début de leur histoire de consommation d’alcool courent un risque significatif de AUD22. De plus, les épisodes de consommation d’alcool qui incluent de grandes périodes de consommation augmentent significativement le risque de morbidité et de mortalité indépendamment du diagnostic de l’AUD21. Dans l’ensemble, ces données ont suscité un intérêt accru pour l’examen des habitudes de consommation d’alcool en plus des niveaux d’absorption globale dans les modèles précliniques et ont incité à la mise au point d’un certain nombre de systèmes de complexité variable capables de saisir des données sur la consommation d’alcool au niveau des coups de langue individuels.

Parmi les premiers, il y a eu le développement d’un système à deux bouteilles équipé d’une détection de léchage par photofaisceau, conçu pour être utilisé chez les souris24. Ce système a ensuite été adapté par un groupe distinct pour être utilisé dans rats25. Dans les années qui ont suivi, des variations sur ce thème ont été utilisées pour développer des systèmes similaires contenus dans le logement personnalisé des rongeurs26, qui permettent la détection par léchage d’animaux individuels logés socialement27,28, et qui capturent à la fois le comportement alimentaire et abreuvement29. Parmi ceux-ci, LIQ HD (Lick Instance Quantifier Home cage Device)30 a suscité beaucoup d’attention pour offrir un système à utiliser chez les souris qui correspond à la facilité de mise en œuvre et à l’abordabilité du système développé par Godnyuck et al.24. Ce système utilise la détection capacitive pour détecter directement le contact entre la langue et le tube sipper en métal conducteur, par opposition aux mesures indirectes telles que l’approche sipper ou l’interaction qui sont permises par le système de détection par faisceau photoélectrique. Les auteurs fournissent des données démontrant que leur système de détection capacitive offre une précision et une sensibilité nettement supérieures dans la détection du léchage, produisant des corrélations plus fortes entre le nombre de léchage et le changement de poids de la bouteille que la détection par faisceau photoélectrique. Les auteurs démontrent en outre la capacité d’utiliser ce système en conjonction avec un paradigme de consommation en cage à domicile à accès continu à deux bouteilles pour saisir les mesures de la microstructure de la consommation d’alcool en plus des mesures de la consommation quotidienne globale 30.

Ici, nous décrivons les procédures de consommation d’alcool en cage à domicile avec deux bouteilles en utilisant une approche standard ainsi que les méthodes qui permettent la détection du léchage (Figure 1). Nous introduisons également des méthodes pour construire et mettre en œuvre LIQ HDR - une adaptation de LIQ HD30 pour une utilisation chez les rats qui comprend des modifications matérielles pour s’adapter à des cages plus grandes et un porte-bouteille imprimé en 3D redessiné compatible avec les bouteilles standard prêtes à l’emploi. Ces méthodes offrent aux chercheurs la possibilité d’utiliser une approche standard ou équipée d’un lèchemètre en fonction de leurs ressources expérimentales et de leurs besoins en matière de collecte de données.

Vous trouverez ci-dessous une description du matériel nécessaire et des instructions étape par étape pour capturer l’abreuvement en cage à domicile à l’aide de la procédure d’abreuvement à accès intermittent à deux bouteilles adaptée de Simms et al.7. Dans cette procédure, les rats ont accès 24 heures sur 24 à deux bouteilles d’eau 7 jours sur 7. Les lundis, mercredis et vendredis (MWF), les rats reçoivent une bouteille contenant de l’eau (H2O) et une autre bouteille contenant de l’éthanol (EtOH). Ces bouteilles sont retirées les mardis, jeudis et samedis (TRS) et remplacées par deux bouteilles d’eau. Les rats boivent dans les deux mêmes bouteilles d’eau le samedi et le dimanche. Notez que ces méthodes peuvent facilement être ajustées pour d’autres horaires d’accès à l’éthanol (par exemple, continu, binge, etc.) si vous le souhaitez. Des instructions distinctes sont fournies pour les approches standard et équipées d’un léchagemètre.

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Protocole

Toutes les données représentatives ont été recueillies à l'aide de rats adultes Long-Evans logés individuellement, avec l'approbation du Comité institutionnel de soins aux animaux et d'utilisation de l'Université de Chicago de l'Illinois et conformément aux lignes directrices du NIH pour les soins et l'utilisation des animaux de laboratoire. Un logement individuel est requis afin de surveiller précisément la consommation de liquide par chaque sujet. Des rats mâles adultes (n = 38) et femelles (n = 22) de souche Long-Evans âgés de P50 à P80 à leur arrivée ont été laissés à s'acclimater au vivarium pendant une semaine avant le début de l'expérience. Les rats avaient accès ad libitum à une nourriture standard (Teklad 7912, Envigo) et à de l'eau, sauf indication contraire.

1. Préparation avant l'expérience

  1. Étiqueter les bouteilles de boisson avec H2O ou EtOH. Ensuite, les identifier avec un code unique attribué à chaque rat : une bouteille d’H2O et une bouteille d’EtOH pour les jours lundi, mercredi, vendredi (MWF), et deux bouteilles d’H2O pour les jours jeudi, samedi (TRS).
    NOTE : En option, utiliser du ruban adhésif de couleurs différentes pour distinguer les bouteilles d’H2O et d’EtOH, afin de réduire les erreurs potentielles lors du changement des bouteilles.
  2. Remplir les bouteilles d’H2O avec de l’eau potable un jour avant la date de début de l’expérience. Préparer la solution d’EtOH en mélangeant de l’EtOH à 190 degrés avec de l’eau potable (20 % v/v) un jour avant la date de début de l’expérience.
    ATTENTION : Il est essentiel d’utiliser de l’EtOH non dénaturé, car l’EtOH dénaturé est toxique.
  3. Préparer une cage vide sur le même rayonnage que les rats participant à l’expérience. Cette cage servira à calculer les pertes par renversement.
  4. Équiper les cages du système LIQ HDR si utilisé (voir étape 3, Figure 2, Figure 3, Figure 4, Figure 5, Figure 6 et Figure supplémentaire 1).
  5. Déterminer précisément l’heure de la journée à laquelle effectuer le changement des bouteilles avant le début de l’étude. Les bouteilles doivent être remplacées à la même heure chaque jour afin d’obtenir une mesure précise de la consommation sur 24 h.
    NOTE : Des études antérieures ont montré que les rongeurs présentent leur consommation maximale peu après le début du cycle sombre10,31. Par conséquent, afin de mesurer la consommation durant cette période d’activité élevée (voir étape 2.3.1 pour la mesure de la consommation de type « binge »), il est recommandé de changer les bouteilles 30 à 60 minutes après l’extinction des lumières. Utiliser des lampes rouges lors du changement des bouteilles pour permettre une visualisation sans perturber le cycle lumière-obscurité.

2. Procédures et entretien quotidiens

  1. Le premier jour de l'expérience, procédez comme suit.
    1. Retirer les bouteilles d'eau standard des cages.
    2. Facultatif : les rats ont souvent tendance à bousculer le couvercle de la cage lorsqu’ils cherchent de la nourriture, ce qui peut provoquer des renversements impossibles à corriger avec la cage de remplacement vide. L’utilisation de godets alimentaires à l’intérieur de la cage peut atténuer ce problème. S’il est utilisé, retirer la nourriture située sur le dessus de la cage, ajouter un godet alimentaire à l’intérieur de la cage et le remplir de nourriture. S’assurer que l’espace au sol alloué au rat continue de respecter les directives institutionnelles, en fonction de la taille de la cage à rat et de celle du godet alimentaire.
    3. Indiquer au personnel soignant et d'élevage, le cas échéant, que le personnel de recherche fournira la nourriture et l'eau pendant toute la durée de l'expérience.
    4. Les changements de cage peuvent perturber la collecte de données. Effectuez les changements de cage en parallèle avec la prise des mesures de poids corporel. Les chercheurs qui choisissent cette option doivent en informer leur personnel de soins et d'élevage en conséquence.
  2. Les jours suivants, suivre les procédures décrites ci-dessous.
    REMARQUE : N'oubliez pas que tout déplacement de cages et de bouteilles peut provoquer des déversements. Il est donc important d'effectuer les mouvements avec précaution et d'utiliser les mêmes méthodes pour fixer et retirer les bouteilles sur la cage anti-déversement que celles utilisées pour les cages à rats.
    1. Entrez dans la pièce avant l'heure de changement des bouteilles, en vous assurant d'avoir suffisamment de temps pour effectuer les étapes ci-dessous, et placez les nouvelles bouteilles sur les cages au moment prévu pour le début de la séance.
    2. Retirer les couvercles filtrants des cages. Si MWF, passer à l'étape 2.2.3. Si TRS, passer à l'étape 2.2.4.
    3. Les lundis, mercredis et vendredis, retirer les flacons TRS des dessus des cages. Peser les flacons LMV (un à ÉtOH et un à H2O). Enregistrez le poids initial de la bouteille pour la séance de consommation d’aujourd’hui. Fournissez de la nourriture supplémentaire sur le dessus de la cage ou dans les godets alimentaires si nécessaire. À l’heure prévue pour le début de la séance, placez les bouteilles sur le dessus de chaque cage de rat, avec le ruban adhésif tourné vers le haut afin que les rats ne rongent pas l’étiquette de la bouteille.
      REMARQUE : Habituellement, la consommation d'eau n'est pas enregistrée ni rapportée pour le TRS, mais les chercheurs peuvent éventuellement recueillir ces données en mesurant les masses des bouteilles avant et après l'administration, comme décrit ci-dessous aux étapes 2.2.3 et 2.2.4, si désiré. Le côté destiné à la bouteille d'ÉtOH doit être alterné après chaque séance de consommation afin d'éviter l'apparition d'une préférence latérale, qui pourrait fausser involontairement les données de consommation.
      1. Facultatif : Des travaux antérieurs ont montré que de nombreux rats présentent une consommation excessive d'alcool de type « binge » au début de la séance de consommation8,32,33La plupart des chercheurs qui étudient la consommation excessive d’alcool pendant cette période rapportent l’ingestion durant les premières 30 à 60 minutes de la séance de consommation. Pour obtenir des données d’ingestion durant cet épisode de consommation potentiellement excessive, suivez les étapes décrites ci-dessous.
      2. Régler une minuterie après l'application des flacons sur la dernière cage. Ne pas déranger la pièce pendant la durée mesurée.
      3. Réentrez dans la pièce lorsque la minuterie sonne. Retirez l'EtOH et l'H2O bouteilles et enregistrer les poids des bouteilles. Replacer l'EtOH et le H2O bouteilles aux cages.
        REMARQUE : Cette étape n'est pas nécessaire pour enregistrer les épisodes de consommation excessive lorsqu'on utilise un système équipé pour la détection des licks.
    4. Les mardis, jeudis et samedis, retirer les bouteilles MWF des cages à l'heure de fin prévue de la séance, correspondant à 24 h après l'heure de début. Peser chaque bouteille et noter le poids final de la bouteille pour la séance de consommation MWF. Prendre et enregistrer le poids corporel de chaque rat. Si nécessaire, fournir de la nourriture supplémentaire sur le dessus de la cage ou dans les coupelles alimentaires. Placer le TRS H2Fixer les bouteilles O sur le dessus de chaque cage de rat avec le ruban adhésif tourné vers le haut afin que les rats ne mâchent pas l'étiquette de la bouteille.
    5. Replacer les filtres supérieurs sur les cages et quitter la salle des animaux.
      REMARQUE : Couvrez éventuellement les becs verseurs des bouteilles d'ÉtOH pour prévenir l'évaporation. Si les changements de cage sont effectués par le personnel de recherche, désignez un jour par semaine pendant les tâches de TRS pour accomplir cette procédure. Placez chaque rat dans une cage propre après avoir enregistré son poids corporel.
  3. Lavez les bouteilles et renouvelez les fluides de manière régulière, hebdomadaire ou bimensuelle, conformément aux procédures institutionnelles de soins et d'élevage des animaux. Veillez à effectuer ces tâches de façon à ne pas interrompre les séances de boisson. Par exemple, TRS H2Les bouteilles O peuvent être lavées et remplies à nouveau après leur retrait du MWF. De même, le MWF H2Les bouteilles d'O et d'EtOH peuvent être lavées et re remplies après leur retrait du TRS.

3. Détection des coups de langue lors d'expériences de choix entre deux bouteilles

REMARQUE : Les chercheurs souhaitant enregistrer des données de consommation de boisson haute résolution peuvent modifier la procédure ci-dessus en ajoutant des capacités de détection des léchés aux bouteilles. LIQ HD30 est un système économique en bricolage (DIY) qui permet ce type de collecte de données chez la souris. Les procédures décrites ci-dessous présentent les modifications nécessaires pour adapter LIQ HD à l'utilisation chez le rat (désigné sous le nom de LIQ HDR). Voir le Tableau des Matériaux pour obtenir la liste de toutes les pièces vendues commercialement et des pièces personnalisées imprimées en 3D nécessaires à la construction d'un système de détection des léchés, capable d'enregistrer des données de choix entre deux bouteilles pour jusqu'à 18 rats. Les fichiers .stl d'impression 3D et les instructions sont disponibles sur le site web de l'auteur (www.ejgloverlab.com/3dprints).

  1. Installation des unités de capteurs capacitifs
    NOTE : Chaque système LIQ HDR se compose de trois unités de capteurs capacitifs, qui ensemble enregistrent les données de léchage provenant de 36 bouteilles en parallèle, correspondant à 18 rats logés individuellement. Chaque unité de capteur comprend une carte de rupture de communication différentielle I2C et une carte de capteur capacitif à 12 touches, qui se connectera aux lycostats de six cages distinctes via six paires de câbles à 2 broches, codés par couleur pour chaque lycostat (Figure 2A).
    1. Rassembler les matériaux nécessaires à la construction des trois unités de capteurs capacitifs, comme illustré dans Figure 2B, ainsi que les outils de soudure requis.
    2. Pour commencer l’assemblage de l’unité de capteur A, recouvrir un câble connecteur femelle à 2 broches d’un manchon thermorétractable rouge de 7 pouces de long, insérer les extrémités rouge et noire du câble respectivement sur les broches n°0 et n°1 de la carte de capteur (Figure 2C-1), puis les souder en place (Figure 2C-2). Veiller à placer le câble à l’avant de la carte de capteur comme indiqué, afin d’organiser les cages dans l’ordre numérique de gauche à droite dans le vivarium sans croisement des câbles, ce qui pourrait perturber l’enregistrement (voir étape 3.6 et Figure 6).
    3. Recouvrir cinq autres câbles de manchons thermorétractables de couleurs distinctes et les souder aux broches n°2 à n°11 comme indiqué (Figure 2C-3). Veiller à ce que tous les fils rouges soient soudés aux broches paires, qui seront connectés à toutes les bouteilles du côté gauche, et que tous les fils noirs soient soudés aux broches impaires, qui seront connectés à toutes les bouteilles du côté droit.
    4. Protéger toutes les soudures en les recouvrant de colle chaude sur tous les côtés (Figure 2C-4). Étiqueter les connecteurs dans l’ordre numérique, en attribuant un identifiant unique à chaque lycostat (Figure 2C-4).
    5. Pour assembler l’unité de capteur A, connecter la carte de capteur A à un point d’extrémité de la carte de communication via un câble à 4 broches de 50 mm, puis connecter ce point d’extrémité à la sortie 3,3 V du convertisseur de niveau 5V-vers-3V via un câble à 4 broches de 100 mm (Figure 2D-1). Bien que la carte de capteur et la carte de rupture de communication disposent toutes deux de deux connecteurs à 4 broches identiques, il est essentiel de s’assurer que le câblage est exactement conforme à ce qui est indiqué (Figure 2D-1 et Figure 2F) afin d’utiliser les boîtiers imprimés en 3D pour les capteurs et la configuration de vivarium proposée (voir étape 3.6 et Figure 6). Placer l’unité de capteur A dans son boîtier imprimé en 3D (Figure 2D-2). Fermer délicatement le couvercle, en prenant soin de ne pas écraser le câble du convertisseur de niveau (Figure 2D-3).
    6. Modifier les adresses I2C des cartes de capteur B et C en souduant un fil-jumper depuis la broche ADDR vers la broche 3Vo ou SDA, comme indiqué (Figure 2E).
    7. Souder six câbles femelles connecteurs codés par couleur aux cartes de capteur B et C, en utilisant le même ordre que pour la carte A. Étiqueter chaque connecteur avec le numéro d’identifiant correspondant du lycostat. Connecter la carte B au point intermédiaire de la carte de communication et la carte C à un point d’extrémité à l’aide de câbles à 4 broches de 50 mm (Figure 2F).
    8. Placer les unités de capteur B et C dans leurs boîtiers respectifs imprimés en 3D. Connecter en série les trois unités de capteur à l’aide de câbles Ethernet pour finaliser l’installation des capteurs (Figure 2G).
  2. Installation de l’interface du microcontrôleur
    NOTE : L’interface du microcontrôleur LIQ HDR (Figure supplémentaire 1A) est identique à celle décrite pour LIQ HD30, avec de très légères modifications. Les procédures décrites ci-dessous fournissent un aperçu général des étapes nécessaires à la configuration de l’interface, avec des modifications précisées aux étapes 3.2.6 et 3.2.8. Les chercheurs sont invités à consulter le protocole original et le tutoriel vidéo disponible sur la page GitHub de l’auteur pour des instructions détaillées étape par étape30.
    1. Rassembler les matériaux et outils de soudure nécessaires à la construction de l’interface du microcontrôleur (Figure supplémentaire 1B). Sur la face arrière du blindage tactile (Figure supplémentaire 1C-1), créer un pont de soudure entre les pastilles de soudure du rétroéclairage (Figure supplémentaire 1C-2).
    2. Sur la face arrière du blindage d’enregistrement de données, couper la piste du pont de la broche CS (Figure supplémentaire 1D-1). Sur la face avant du module d’enregistrement, souder un court fil-jumper de la broche CS à la broche n°7 (Figure supplémentaire 1D-2).
    3. Pour installer les connecteurs empilables, les placer d’abord à l’arrière du blindage tactile (Figure supplémentaire 1E-1). Empiler le module d’enregistrement sur le blindage tactile, le stabiliser avec du ruban adhésif, puis souder toutes les broches des connecteurs au module d’enregistrement (Figure supplémentaire 1E-2). Ensuite, retirer le blindage tactile.
    4. Placer les connecteurs restants 2 x 3 sur le microcontrôleur (Figure supplémentaire 1F-1), puis empiler le module d’enregistrement sur le microcontrôleur avant de souder les broches des connecteurs en place (Figure supplémentaire 1F-2).
    5. Insérer la pile bouton dans le module d’enregistrement (Figure supplémentaire 1G-1). Empiler le blindage tactile sur le module d’enregistrement (Figure supplémentaire 1G-1). Insérer la carte microSD avec son adaptateur dans le module d’enregistrement (Figure supplémentaire 1G-2).
    6. Pour fabriquer le fil de masse supplémentaire, couper un connecteur mâle d’un fil-jumper et dénuder l’extrémité sur environ 1/4 de pouce (Figure supplémentaire 1H-1). Souder un brin de fil rigide dénudé au fil-jumper et recouvrir la soudure d’un manchon thermorétractable (Figure supplémentaire 1H-2).
    7. Brancher les fils-jumpers à 4 broches et le fil de masse supplémentaire sur le microcontrôleur (noir - GND, rouge - 5V, jaune - broche n°21, bleu - broche n°20, Figure supplémentaire 1I-1). Fixer les connexions avec de la colle chaude (Figure supplémentaire 1I-2). En option, envelopper les fils-jumpers avec du manchon thermorétractable (Figure supplémentaire 1I-2).
    8. Placer l’interface du microcontrôleur entièrement assemblée dans son boîtier imprimé en 3D, en faisant passer les fils-jumpers à 4 broches et le fil de masse par l’ouverture supérieure (Figure supplémentaire 1J).
    9. Suivre le protocole original pour l’installation du logiciel de l’interface du microcontrôleur30.
  3. Construction des lycostats LIQ HDR
    NOTE : L’impression 3D personnalisée qui maintient les bouteilles est conçue pour être utilisée avec une bouteille standard pour rongeurs équipée d’un tube d’alimentation de 8 mm de diamètre (voir Tableau des matériaux, Figure 3A). Ce support de bouteille peut facilement être adapté à d’autres bouteilles et tubes d’alimentation similaires, avec peu ou pas de modifications.
    1. Rassembler les matériaux, les impressions 3D et les outils de soudure nécessaires à la construction d’un lycostat, comme illustré dans Figure 3B. Remarque : chaque système LIQ HDR peut accueillir un maximum de 18 lycostats pour 36 bouteilles.
    2. Pour rallonger le câble connecteur mâle, dénuder les deux extrémités sur environ 1/4 de pouce, ainsi que les fils de rallonge noir et rouge (Figure 3C-1).
    3. Souder les fils de rallonge au câble connecteur (Figure 3C-2) et recouvrir les soudures de manchon thermorétractable (Figure 3C-3). Recouvrir le câble connecteur mâle d’un manchon thermorétractable dont la couleur correspond à celle du câble connecteur femelle correspondant sur l’unité de capteur (Figure 3C-4).
    4. Pour rester cohérent avec le câblage de la carte de capteur (Figure 2), faire passer le fil rouge et le fil noir respectivement par les passages internes gauche et droit du support de bouteille (Figure 3D-1).
    5. Souder chaque fil à l’extrémité du ruban de cuivre conducteur de 1 ¾ pouce (Figure 3D-2) et plier les rubans de cuivre en deux (Figure 3D-3).
    6. Décoller le ruban de cuivre et utiliser une paire de forceps pour le positionner soigneusement à l’intérieur du support du tube d’alimentation (Figure 3E-1) avant de l’appliquer fermement contre les parois internes du support (Figure 3E-2). Veiller à ce que le côté soudé du ruban de cuivre soit collé contre la paroi la plus proche de la ligne médiane du support de bouteille, comme indiqué (Figure 3E-2). Insérer un tube d’alimentation dans le support pour appuyer fermement le ruban contre la paroi et amorcer le support.
    7. Pour renforcer le côté soudé du ruban de cuivre, qui est moins adhésif et a tendance à se détacher, appliquer une petite quantité de colle chaude sur la soudure (Figure 3E-3). Étaler la colle pour couvrir à la fois le ruban de cuivre et toute partie adjacente exposée de l’impression 3D (Figure 3E-4).
    8. Faire passer le câble par le passage interne du protecteur de câble (Figure 3F). Veiller à choisir le protecteur de câble approprié (orienté à gauche ou à droite) pour chaque lycostat afin de respecter la configuration de vivarium proposée (voir étape 3.6 et Figure 6)."NOTE : Les lycostats 5-6, 11-12 et 17-18, représentés par des câbles de couleur bleue ou violette dans la configuration actuelle, nécessitent un protecteur de câble orienté à gauche (Figure 4D-1), tandis que tous les autres lycostats nécessitent un protecteur orienté à droite (Figure 4D-2).
    9. Pour installer le clip de câble, insérer d’abord un fil dans la rainure d’une moitié du clip (Figure 3G-1), puis placer l’autre moitié sur le second fil, puis fermer solidement les deux moitiés avec l’écrou (Figure 3G-2).
    10. Étiqueter le connecteur mâle avec le numéro d’identifiant correspondant du lycostat (Figure 3H). Répéter ces étapes jusqu’à ce que les 18 lycostats soient construits.
  4. Installation des lycostats LIQ HDR
    NOTE : LIQ HDR est conçu pour être installé sur une cage standard pour rat de type « shoebox » avec un couvercle métallique grillagé (Figure 4A-1).
    1. Identifier deux paires de barreaux dont la distance centre à centre est d’environ 75 mm sur le couvercle grillagé de la cage, afin d’accueillir le support de bouteille. Utiliser une paire de pinces pour élargir légèrement les barreaux métalliques autour des ouvertures du tube d’alimentation. Isoler ces barreaux avec du ruban électrique afin d’éviter tout contact métal-métal entre les tubes d’alimentation et le couvercle de la cage (Figure 4A-2).
      NOTE : Bien que le ruban électrique ne soit pas accessible aux rats et donc pas exposé à la mastication, nous recommandons de le jeter à la fin de l’étude et de ne pas le réutiliser entre différentes études.
    2. Installer le lycostat et le panneau acrylique laser de 1/8 pouce d’épaisseur sur le couvercle de la cage à l’aide de deux jeux de vis et écrous M5 (Figure 4B). Veiller à ce que les ouvertures du tube d’alimentation du lycostat et du panneau acrylique soient alignées, et que les tubes d’alimentation ne touchent aucune partie du couvercle de la cage.
    3. Fixer le clip de câble sur le barreau le plus externe (~4 mm de diamètre) du couvercle grillagé de la cage (Figure 4C). Ajuster le clip de câble si nécessaire pour s’assurer que le couvercle repose bien à plat sur le fond de la cage et que le câble n’est ni tiré ni plié sous trop de tension. Veiller à utiliser le bon protecteur de câble pour chaque lycostat (Figure 4D et voir étape 3.8.8).
    4. Ajuster les tubes d’alimentation si nécessaire pour que seulement environ 2 cm du tube dépasse du bouchon (Figure 4E-1). Pour installer les bouteilles, insérer le tube d’alimentation dans le support du tube du support de bouteille jusqu’à ce qu’il bute (Figure 4E-2). Seule la pointe du tube d’alimentation doit dépasser du panneau acrylique (Figure 4E-3). Il est crucial qu’aucune autre partie du tube d’alimentation ne soit exposée afin d’éviter des léchages positifs erronés dus à des comportements non consommatoires, comme le fait pour le rat de toucher ou de jouer avec le tube. Un couvercle filtrant doit pouvoir reposer fermement sur le couvercle grillagé et le clip de câble sans perturber le câble lui-même (Figure 4F).
      NOTE : Un panneau acrylique plus épais ou un empilement de plusieurs panneaux de 1/8 pouce peut être utilisé pour entièrement enfermer des tubes d’alimentation plus longs dans des expériences où ces tubes doivent s’étendre plus profondément dans la cage, par exemple lors de la mesure de la consommation chez des jeunes rats qui pourraient avoir du mal à atteindre un tube court.
  5. Installation et utilisation des bloqueurs de tube d’alimentation
    ​NOTE : Le bloqueur de tube d’alimentation (Figure 5A) est conçu pour restreindre l’accès du rat au tube d’alimentation lors des changements de bouteille et pour garantir un étalonnage précis du lycostat au début de chaque session de boisson.
    1. Rassembler les pièces imprimées en 3D et une vis, un écrou et une rondelle M5 pour un bloqueur de tube d’alimentation, comme illustré dans Figure 5B.
    2. Insérer l’engrenage SIPPER_Gear dans la base SIPPER_Base (Figure 5C-1). Veiller à ce que l’engrenage SIPPER_Gear soit orienté exactement comme indiqué dans l’insert de rendu 3D. Insérer la vis sans fin SIPPER_Worm dans l’ouverture supérieure de la base SIPPER_Base. Tourner la vis dans le sens horaire tout en l’insérant jusqu’à ce que sa tête soit à fleur de la base (Figure 5C-2).
    3. Visser l’écrou SIPPER_Nut à l’extrémité de la vis depuis le bas de la base (Figure 5C-3). Utiliser des forceps pour serrer l’écrou tout en tournant le cadran de la vis. Insérer les tiges rondes et étroites des bloqueurs SIPPER_Blockers dans les fentes de l’engrenage (Figure 5C-4).
    4. Installer le bloqueur de tube d’alimentation assemblé sur le couvercle de la cage à l’aide du jeu de vis M5 (Figure 5D). Veiller à ce que les deux bloqueurs soient alignés avec les ouvertures des tubes d’alimentation.
    5. Pour bloquer l’accès aux tubes d’alimentation, tourner le cadran de la vis dans le sens horaire pour abaisser les bloqueurs jusqu’à ce qu’ils couvrent complètement les ouvertures des tubes (Figure 5E).
    6. Pour permettre l’accès aux tubes d’alimentation, tourner le cadran dans le sens antihoraire jusqu’à ce que les bloqueurs soient en position verticale, perpendiculaire au couvercle de la cage (Figure 5F-1). Tirer manuellement sur chaque bras du bloqueur jusqu’à ce que les têtes soient juste sous le couvercle grillagé. Tourner les bloqueurs de 90° pour que les têtes soient parallèles aux barreaux métalliques du couvercle et que les bras soient verrouillés en place (Figure 5F-2). Continuer à tourner le cadran dans le sens antihoraire jusqu’à ce que les deux bloqueurs soient relevés au-dessus du couvercle (Figure 5F-3) et que les tubes d’alimentation soient entièrement accessibles (Figure 5F-4).
  6. Utilisation du système LIQ HDR dans le vivarium
    NOTE : La configuration de vivarium suivante est optimisée pour enregistrer le choix entre deux bouteilles à l’aide d’une seule interface de microcontrôleur connectée à 18 cages standard pour rats. Tous les composants électroniques, y compris l’interface du microcontrôleur, les unités de capteurs et les différents câbles, sont fixés sur des étagères grillagées murales qui supportent les cages (Figure 6A). Certaines modifications peuvent être nécessaires pour s’adapter aux installations animales et aux besoins de l’utilisateur.
    1. Monter chaque unité de capteur sur les étagères du vivarium à l’aide de la vis de fixation personnalisée imprimée en 3D (Figure 6B). Veiller à ce que chaque unité de capteur soit montée directement sous la cage avec le lycostat de couleur jaune afin d’éviter une tension excessive sur les câbles (Figure 6A).
    2. Organiser et fixer chaque câble connecteur femelle en veillant à ce qu’ils ne se croisent pas ni ne soient excessivement pliés à leurs extrémités soudées, ce qui pourrait entraîner une détection défectueuse des léchages (Figure 6B). Si des étagères en barreaux métalliques sont utilisées, cela peut être facilement réalisé en fixant les câbles connecteurs à des barreaux distincts de l’étagère comme illustré.
    3. Monter l’interface du microcontrôleur à côté de l’unité de capteur A à l’aide de la même vis de fixation imprimée en 3D, puis brancher son connecteur à 4 broches sur la prise d’entrée 5 V du convertisseur de niveau 5V-vers-3V connecté à l’unité de capteur A (Figure 6C).
    4. Utiliser du ruban électrique pour fixer le fil de masse supplémentaire à une source de mise à la terre, comme les étagères métalliques (Figure 6D).
    5. Disposer chaque cage selon la couleur et l’identifiant du lycostat installé, conformément à la représentation de la Figure 6A, afin de minimiser les croisements et la tension des câbles.
    6. Connecter fermement tous les câbles connecteurs mâles des lycostats aux câbles connecteurs femelles des capteurs correspondants (Figure 6E). Brancher l’alimentation pour allumer l’interface du microcontrôleur (Figure 6F).
    7. Sur la page principale de l’interface graphique (GUI) (Figure 6G), appuyer sur le Symbole des paramètres pour ouvrir la page des paramètres. Les utilisateurs peuvent modifier les heures de mise en marche et d’arrêt de l’éclairage selon l’horaire du vivarium, afin que l’affichage de l’interface s’assombrisse automatiquement au début du cycle d’obscurité (Figure 6H-1).
    8. Appuyer sur Modifier les paramètres du capteur (Figure 6H-1) pour régler le seuil de contact à 8 et le seuil de relâchement à 2, ce qui, selon nos observations, permet une détection des léchages la plus cohérente pour les rats avec la configuration actuelle (Figure 6H-2). Toutefois, les utilisateurs devront peut-être expérimenter différents paramètres si des modifications sont apportées au système actuel.
    9. Décocher Étalonnage automatique si les données sont collectées uniquement sur une période de 24 heures ou moins (Figure 6H-2).

4. Procédures quotidiennes pour le test de choix à deux bouteilles en cage d'habitation avec détection des léchés

  1. Suivez les étapes décrites à l'étape 2 pour les procédures standards de choix entre deux bouteilles avec les modifications suivantes.
  2. Les lundis, mercredis et vendredis, avant de placer les bouteilles MWF, utiliser les obturateurs de bec à boire pour couvrir les orifices de bec à boire sur toutes les cages (voir étape 3.5.5 et Figure 5E).
  3. Avant l'enregistrement, sélectionnez le bon Côté expérimental sur la page principale de l'interface graphique, qui correspondra au côté de la bouteille d'ÉtOH pour ce jour-là (Figure 6G).
  4. Après avoir installé toutes les bouteilles MWF, appuyez sur DÉMARRER ! sur la page principale (Figure 6G) pour commencer l'étalonnage des capteurs, pendant lequel il est recommandé aux utilisateurs de s'éloigner légèrement du système et de s'assurer que les rats ne lèchent pas les pipettes (Figure 6I-1). L'étalonnage prend quelques secondes pour s'achever, après quoi le système accède à la page principale d'enregistrement affichant le nombre cumulé de léchages pour chaque bouteille et pour chaque lickomètre.Figure 6I-2).
  5. Soulever tous les bloqueurs d'abreuvoirs au-dessus du dessus de la cage afin de permettre l'accès aux abreuvoirs (voir l'étape 3.5.6 et Figure 5F) et remettre délicatement tous les embouts filtrants en place comme décrit (voir étape 3.4.4 et Figure 4F).
  6. Appuyez sur Actualiser pour mettre à jour le nombre de coups de langue à l'écran, qui ne se met pas à jour en temps réel automatiquement (Figure 6I-2).
  7. Les mardis, jeudis et samedis, tapotez Enregistrer & Quitter pour arrêter l'enregistrement et revenir à la page principale (Figure 6I-2) avant de retirer les flacons de MWF.
  8. Pour retirer la carte SD afin de transférer les données, appuyez sur Éjecter la carte SD avant de débrancher la carte SD (Figure 6G). Insérez la carte SD dans un ordinateur quelconque et copiez-collez le fichier de données au format .csv, nommé d'après la date de mise en service du flacon, sur cet ordinateur (Figure 6K). Pour remettre en place la carte SD pour l'enregistrement suivant, insérez la carte dans l'interface et appuyez sur Monter SD (Figure 6J).
    REMARQUE : Nous recommandons de sauvegarder les fichiers de données quotidiennement.
  9. Il est recommandé de limiter les mesures du poids corporel à une fois par semaine, lorsque cela est compatible avec le modèle animal et le protocole d'utilisation des animaux, et d'effectuer cette opération le jour prévu pour le changement de cage afin de minimiser les perturbations inutiles des lickomètres et des capteurs. Débranchez tous les câbles mâles des lickomètres des câbles femelles correspondants des capteurs avant de déplacer les cages. Après avoir pesé chaque rat, remettez-le dans une cage propre. Transférez le lickomètre vers un nouveau couvercle de cage et reconnectez chaque lickomètre au capteur correspondant, si nécessaire.
  10. Pour les expériences évaluant l'effet d'une intervention (par exemple, injection de médicament) sur la consommation d'ÉtOH et la microstructure de la prise alimentaire, planifier ces interventions avant le début de la session de consommation chaque fois que possible. Lorsque cela n'est pas possible, les chercheurs peuvent interrompre la détection des coups de langue en tapotant Pause (Figure 6I-2) et reprendre la capture des données en appuyant sur Résumé après la fin de l'intervention. Nous recommandons de peser les bouteilles à chaque pause durant la session de consommation afin de mesurer les variations de l'ingestion d'ÉtOH avant et après l'intervention, ainsi que pour tenir compte des éventuelles pertes par renversement lors du retrait du couvercle de la cage pour accéder à l'animal.
  11. À la fin de l'étude, tous les composants présents dans la cage doivent être désinfectés soigneusement avant d'être utilisés avec de nouveaux animaux, afin de limiter la transmission de contaminants entre les animaux. Nous recommandons de pulvériser délicatement le lickomètre avec une solution d'ÉtOH à 70 %, puis de l'essuyer, en prenant soin de ne pas endommager les composants électriques internes. Le bloqueur de pipette et le panneau en acrylique peuvent être lavés à l'eau tiède savonneuse.

5. Analyse des données

  1. Avant d'évaluer les mesures dépendantes, corriger les données d'ingestion en tenant compte des pertes inévitables dues au changement quotidien des bouteilles. Pour ce faire, calculer la moyenne de la variation du poids des bouteilles d'EtOH et d'H2O dans la cage de mesure des pertes au cours de toute la période d'étude.
  2. Exclure toute valeur supérieure à deux écarts-types par rapport à la moyenne pour chaque bouteille. Après avoir éliminé ces valeurs aberrantes, soustraire les moyennes calculées des variations du poids des bouteilles d'EtOH et d'H2O obtenues sur les cages contenant les animaux. En soustrayant cette quantité, les chercheurs peuvent s'assurer que la perte moyenne due au renversement d'une solution donnée n'est pas prise en compte dans les mesures de consommation. La soustraction de la quantité moyenne de renversement peut entraîner une valeur négative pour certains animaux à certaines occasions. Convertir ces valeurs en zéro et les interpréter comme l'absence de toute ingestion pour cette solution.
  3. Les mesures dépendantes principales dans les expériences de consommation à deux bouteilles sont l'ingestion d'EtOH (g/kg) et la préférence (%). Calculer l'ingestion à partir de la variation du poids de la bouteille d'EtOH (g) et normaliser selon le poids corporel (kg) en suivant les étapes suivantes.
    1. Convertir la variation du poids de la bouteille (g) en variation de volume (mL) à l'aide de l'équation suivante :
      figure-protocol-1
      La densité de l'éthanol pur est de 0,789 g/mL. Par conséquent, la densité contributive de l'EtOH à 20 % est de 0,1578 g/mL. L'H2O pèse 1 g/mL. Par conséquent, la densité contributive de 80 % d'H2O = 0,80 g/mL. Ainsi, chaque mL d'une solution d'EtOH à 20 % (v/v) est composé de 0,1578 (EtOH) + 0,80 (H2O) = 0,9578 g/mL. L'équation finale utilisée avec une concentration d'EtOH à 20 % (v/v) est donc :
      figure-protocol-2
    2. Calculer la dose d'éthanol consommée à l'aide de l'équation ci-dessous. Utiliser les poids corporels obtenus durant la même semaine que les données d'ingestion afin de calculer la quantité d'éthanol consommée en fonction du poids corporel de l'animal.
      figure-protocol-3
    3. Calculer la préférence à l'aide de l'équation suivante :
      figure-protocol-4
  4. Comme son homologue chez la souris30, LIQ HDR enregistre une variété de variables de microstructure de la consommation, notamment la durée des lappages, le nombre d'épisodes, la durée des épisodes, le nombre de lappages par épisode et la durée des lappages par épisode (Figure 6K). Un épisode de consommation est défini comme une série de lappages commençant par au moins 3 lappages effectués en moins de 1 seconde et se terminant après 3 secondes sans lappage supplémentaire. Ces mesures peuvent ensuite être utilisées pour calculer la durée moyenne d'un lappage individuel, la durée moyenne d'un épisode individuel, le nombre moyen de lappages par épisode, la fréquence moyenne de lappage, l'intervalle inter-lappage estimé et l'intervalle inter-épisode estimé.
    REMARQUE : L'interface du microcontrôleur fournit ces données de microstructure avec une résolution de 1 minute dans un fichier .csv (Figure 6K). Les chercheurs peuvent utiliser l'application d'analyse fournie avec le protocole LIQ HD d'origine30 ou leur plateforme de post-traitement préférée pour regrouper et résumer les données selon leurs besoins de recherche. Les données de microstructure sont généralement cumulées sur toute la période de 24 heures pour comparer les différences moyennes à un niveau macroscopique, ou en intervalles de 30 minutes à 1 heure afin d'examiner les variations des schémas de consommation au cours d'un cycle lumière-obscurité.

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Résultats

Données standard de consommation d'éthanol en cage domiciliaire avec choix intermittent à deux bouteilles
En utilisant le protocole standard (Figure 7A), les chercheurs peuvent mesurer la consommation sur 24 h (Figures 7B-D) ainsi que la consommation de type « binge » si les masses des bouteilles sont relevées peu de temps après le début de la session de consommation (Figures 7E-F

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Discussion

Le protocole actuel fournit des instructions étape par étape pour la saisie des données sur la consommation d’éthanol à l’aide d’une procédure de cage domestique à accès intermittent à deux bouteilles. Cette méthode peut être mise en œuvre avec une relative facilité et avec peu ou pas de coût ou besoin d’équipement de recherche spécialisé. En utilisant les procédures fournies ici pour la construction et la mise en œuvre de LIQ HDR - un système de détection de léchage à utiliser chez les rats - les chercheurs peuvent capt...

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs remercient Joseph Pitock et Katie Przybysz, PhD, pour leur assistance technique lors du développement de LIQ HDR. Nous remercions également Nicholas Petersen et Marie Doyle, Ph. D., pour les nombreuses conversations utiles qui ont eu lieu lors de l’élaboration de LIQ HDR. Ce travail a été soutenu par l’Institut national sur l’abus d’alcool et l’alcoolisme des National Institutes of Health (P50 AA022538 et R01 AA029130 à l’EJG).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Composants disponibles dans le commerceQuantity
12-Key capacitive touch sensor breakout (MPR121)Adafruit19823
paires de câbles à 2 broches (pas JST XH 2.5mm)Adafruit487218
cavalier de planche à pain à 4 broches (Qwiic)SparkFunPRT-179121
Câble à 4 broches (100 mm Qwiic)SparkFunPRT-172591
câble à 4 broches (50 mm Qwiic)SparkFunPRT-172603
dérivation de décaleur de niveau 5 V à 3 VAdafruit56371
écran tactile capacitif (2,8 pouces)Adafruit19471
ruban conducteur en cuivre (1/4 pouce)DigiKey4393-CFT-1/4-ND1
données bouclier d’exploitation forestièreAdafruit11411
Kit de dérivation de communication différentielle I2C (QwiicBus)SparkFunKIT-172501
Ruban isolantDigiKey3M156004-ND1
Gaine thermorétractable (3/16 pouce différentes couleurs)Attaches de câble et plusHS357-S106
Kit de gaine thermorétractable (4 pouces noir)Jameco20959631
Pile bouton au lithium (3V 12,5 mm)DigiKey1908-CR1220JAUCHSB-ND1
rondelle plate M5Grainger54FN661
écrou hexagonal M5Grainger6CA721
vis mécanique M5 (12 mm)Grainger6GU881
mécanique M5 (25 mm)Grainger  ; 6GU912
Cavalier mâle/mâleAdafruit19571
Carte microcontrôleur (Arduino Mega 2560 Rev3)DigiKey1050-1018-ND1
filament PETG (2.85mm argent)MatterHackersM-DDH-UZR22
Filament PLA (2.85mm noir)MatterHackersM-SEW-RUAW2
filament PLA (2.85mm argent)MatterHackersM-66P-6CLE1
Alimentation (DC 9V 1A)Newegg9SIBPPKJYR59911
Carte mémoire SD/microSD (8GB)Adafruit12941
En-têtes d’empilage Adafruit851
Fil à âme pleine (22AWG rouge)Adafruit2881
Fil à âme toronnée (22AWG noir)Adafruit29761
Fil toronné (22AWG rouge)Adafruit30681
tube à bretelle avec bouleDesign alternatifTCCN8.5-ST2.5SB38
Bouteille d’eau (8oz)AlternativeDesignWB8FS38
Composants imprimés en 3D personnalisésQuantity
fond de boîtier Arduino imprimé en 3DN/AARDUINO_Bottom.stl1
Boîtier Arduino imprimé en 3DN/A N/A ARDUINO_Top.stl1
Clip de câble imprimé en 3D LN/A CLIP_L.stl18
Écrou de clip de câble imprimé en 3DN/A CLIP_Nut.stl18
Clip de câble imprimé en 3D RN/ACLIP_R.STL18
Porte-bouteille de léchage imprimé en 3DN/ALICKOMETER_Bottle Holder.stl19
Protecteur de câble pour léchomètre imprimé en 3D LN/ALICKOMETER_Cable Protector_L.stl6
Protecteur de câble pour léchomètre imprimé en 3D RN/ALICKOMETER_Cable Protector_R.stl12
Lettres de léchomètre imprimé en 3DN/ALICKOMETER_Letters.stl19
Vis de montage imprimée en 3DN/AVis de montage.stl4
Boîtier de capteur imprimé en 3D A fondN/ASENSOR_A_Bottom.stl1
boîtier de capteur imprimé en 3D A hautN/ASENSOR_A_Top.stl1
boîtier de capteur imprimé en 3D B basN/ASENSOR_B_Bottom.stl1
boîtier de capteur imprimé en 3D B hautN/ASENSOR_B_Top.stl1
boîtier de capteur imprimé en 3D C basN/ASENSOR_C_Bottom.stl1
Boîtier de capteur imprimé en 3D C topN/ASENSOR_B_Top.stl1
boîtier de capteur imprimé en 3D lettresN/ASENSOR_Letters.stl1
bloqueur de gobelets imprimé en 3DN/ASIPPER_Blocker.stl36
Socle de bloqueur de gobelets imprimé en 3DN/ASIPPER_Base.stl18
Engrenage de bloqueur de gobelets imprimé en 3DN/ASIPPER_Gear.stl18
Écrou bloqueur de gobelets imprimé en 3DN/ASIPPER_Nut.stl18
bloqueur de gobelets imprimé en 3DN/ASIPPER_Worm.stl18
Panneau acrylique léchomètre découpé au laserN/ALICKOMETER_Acrylic Panel_Sketch.dxf19
vis Ver

Références

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