Article de méthode

Évaluation de la signalisation de la mort cellulaire par immunofluorescence dans un modèle d’AVC ischémique chez le rat

1.8K vues

⸱

DOI :

10.3791/67606

⸱

3 janvier 2025

 ,  ,  ,  , 
1Department of Neurology, West China Hospital, Sichuan University, 2Department of Physiology, West China School of Basic Medical Sciences and Forensic Medicine, Sichuan University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Les modèles in vivo chez le rat sont des outils indispensables pour étudier les mécanismes pathologiques et les cibles thérapeutiques de l’AVC ischémique. Ce travail décrira la réalisation d’une coloration par immunofluorescence dans des coupes de cerveau infarctus après une occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) chez le rat.

Résumé

L’AVC est l’une des principales causes de décès et d’invalidité dans le monde. La plupart des cas d’AVC sont ischémiques et résultent de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (ACM). Les approches pharmacologiques actuelles pour le traitement de l’AVC ischémique sont limitées ; Par conséquent, il est urgent de trouver de nouvelles thérapies offrant une neuroprotection efficace contre les lésions ischémiques après un AVC. Dans le tissu cérébral après un AVC ischémique, la zone de la pénombre ischémique est récupérable mais risque d’évoluer vers des dommages irréversibles. La zone pénombrale entourant le noyau infarctus est une cible conceptuelle pour la neuroprotection. Étant donné que le flux sanguin est partiellement maintenu dans la région pénombrale, les cellules neuronales et non neuronales de cette zone survivent transitoirement après un AVC, et ces cellules qui sont encore viables peuvent être sauvées par des interventions médicales appropriées. La compréhension de la physiopathologie de la pénombre est importante dans le développement de thérapies neuroprotectrices, car les voies de mort cellulaire activées dans la pénombre ischémique peuvent indiquer des cibles thérapeutiques, telles que RUNX1 et les cathepsines. Ces cibles protéiques fonctionnant comme des médiateurs de la mort cellulaire programmée peuvent être exploitées davantage dans la recherche translationnelle. Avec une taille modérée et une similitude avec le cerveau humain, le modèle in vivo de l’occlusion MCA chez le rat imite l’AVC ischémique humain et offre un outil applicable pour étudier la pathologie pénombrale, examiner la signalisation de la mort cellulaire et évaluer les effets des cibles potentielles dans le contexte de MCAO. Ici, nous décrivons comment induire le MCAO chez le rat et comment effectuer une coloration par immunofluorescence pour la détection de la signalisation de la mort cellulaire dans le cerveau du rat après MCAO.

Introduction

L’AVC cérébral est l’une des principales causes de décès et d’invalidité dans le monde1. Le taux élevé de mortalité et de morbidité des accidents vasculaires cérébraux entraîne un immense fardeau pour les soins de santé publique et de graves conséquences socio-économiques. Bien que le taux d’incidence et de mortalité des accidents vasculaires cérébraux reste stable, le nombre de patients victimes d’AVC et de décès liés à l’AVC augmente depuis des décennies 2,3. Les accidents vasculaires cérébraux peuvent être classés comme ischémiques ou hémorragiques. La majorité des cas d’AVC sont des AVC ischémiques causés par l’occlusion d’une artère cérébrale principale4. À ce jour, l’activateur tissulaire du plasminogène (tPA) est le seul médicament approuvé par la FDA pour l’AVC ischémique, mais son application est fortement limitée par la fenêtre thérapeutique étroite, les complications et les contre-indications 5,6,7. Il est donc urgent de développer de nouvelles options de traitement avec une fenêtre thérapeutique plus large pour atténuer les effets de l’AVC.

Les modèles animaux expérimentaux sont des outils utiles pour étudier la physiopathologie de l’AVC ischémique. Chez la plupart des patients humains, l’AVC ischémique est causé par l’obstruction de l’artère cérébrale moyenne (ACM)8. Par conséquent, des modèles de rongeurs de l’occlusion de l’artère cérébrale moyenne (MCAO) ont été développés pour ressembler à l’infarctus cérébral humain. Bien qu’il existe plusieurs approches MCAO utilisées dans les études sur les petits animaux, la méthode la plus largement utilisée est le modèle de suture intraluminale, qui consiste à insérer un filament de nylon dans l’artère cérébrale moyenne à partir des artères carotides externes ou internes, entraînant une occlusion transitoire ou permanente du flux sanguin 4,9. Ce modèle conduit à un grand volume d’infarctus cérébral et permet d’examiner la signalisation de la mort cellulaire dans le tissu cérébral infarctus avec des techniques d’immunofluorescence.

La zone entourant le noyau infarctus, appelée pénombre, est la cible de thérapies potentielles de l’AVC10,11. Étant donné que le flux sanguin dans la pénombre est partiellement maintenu, les neurones endommagés et les cellules non neuronales dans cette zone peuvent être sauvés en inhibant l’activation de la signalisation de la mort cellulaire. Cibler les voies de mort cellulaire pourrait être une stratégie prometteuse pour la neuroprotection après un AVC12. Par conséquent, l’évaluation de la signalisation de la mort cellulaire est cruciale pour la recherche expérimentale sur l’AVC. Récemment, il a été démontré que la cathepsine-B, une protéase lysosomale, joue un rôle dans la médiation de la mort cellulaire programmée après un AVC, et elle a fait l’objet d’une attention considérable dans le domaine neurologique13. La cathepsine-B représente une cible potentielle pour la neuroprotection qui mérite une étude plus approfondie.

Cet article montre comment induire le MCAO en utilisant l’approche de la suture intraluminale chez le rat. Nous montrons également comment effectuer une coloration au chlorure de 2,3,5-triphényltétrazalium (TTC) pour déterminer la taille de l’infarctus et détecter les cellules apoptotiques à l’aide de la coloration TUNEL (Terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP nick-end marking).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Ce protocole et les expériences rapportées ici ont été approuvés par le Comité d’éthique médicale de l’Université du Sichuan. Les soins et l’utilisation des animaux ont été conformes aux critères éthiques locaux et internationaux.

REMARQUE : Des rats Sprague-Dawley mâles adultes pesant de 250 à 280 g ont été utilisés dans cette étude. Les rats ont été logés dans des conditions environnementales standard (température de 20 à 22 °C, cycle lumière/obscurité de 12 h), nourris avec un régime alimentaire standard pour rats et de l’eau de haute pureté. L’intervention chirurgicale a été réalisée dans des conditions stériles.

1. Modèle de rat de MCAO

  1. Induire une anesthésie initiale à l’aide d’isoflurane à 4 % avec de l’oxygène à 1 L/min. Surveillez la profondeur de l’anesthésie par pincement du pied. Pendant l’anesthésie, administrez une pommade oculaire pour prévenir la sécheresse. Injecter chez le rat 1 mL de solution saline par voie sous-cutanée pour reconstituer le volume et 5 mg/kg de carprofène et 0,1 mg/kg de buprénorphine pour l’analgésie préopératoire. Réduire l’isoflurane à 3,5 % dans un premier temps, puis à 2 % progressivement tout au long de la chirurgie.
  2. Placez le rat en position couchée et maintenez la température corporelle à 36,5 ± 0,1 °C sur un tapis chauffant régulé avec une sonde de surveillance de la température rectale. Rasez et désinfectez la peau du cou avec une solution désinfectante à l’iodophore.
  3. Faites une incision médiane de 2 cm dans le cou et rétractez les tissus mous pour exposer les vaisseaux carotides. Utilisez une pince pour isoler l’artère carotide commune (ACC), l’artère carotide externe (ECA) et l’artère carotide interne (ICA) droites.
  4. Utilisez des sutures pour ligaturer l’ACC proximal droit et clampez l’ICA et l’ECA droits avec un micro-clip à leur origine.
  5. Insérez un monofilament de nylon recouvert d’un embout rond en silicone dans la lumière du CCA par une petite incision et faites un nœud dans le CCA pour éviter le saignement et le délogement du monofilament de nylon.
  6. Ouvrez le micro-clip ICA droit et insérez le monofilament de nylon dans l’artère cérébrale moyenne droite (MCA) à travers le moignon ICA jusqu’à ce que l’embout en silicone obstrue l’origine du MCA (~18-20 mm).
  7. Coupez la partie exposée du monofilament de nylon et fermez l’incision médiane du cou.
  8. Après 2 h d’occlusion du MCA, ouvrez l’incision du cou et défaites le nœud dans le CCA. Retirez ensuite le monofilament de nylon pour reperfuser le MCA. Lissez l’ACC distale droite et fermez l’incision du cou avec des sutures continues ou interrompues.
  9. En postopératoire, administrer la buprénorphine par injection sous-cutanée toutes les 8 h, à une dose de 0,03 mg/kg. Observez les rats tout au long de la récupération de l’anesthésie dans une cage chauffée avec un tapis chauffant à température régulée. Pour encourager à manger, placez une boîte de Pétri avec de la purée de nourriture dans la cage. Hébergez un rat par cage après l’opération.
  10. Soumettez les rats fictifs à la même procédure sans l’insertion du monofilament.
    REMARQUE : Un total de 9 animaux est utilisé dans chaque groupe pour la mesure de la taille de l’infarctus (n = 3), l’analyse d’immunofluorescence (n = 3) et la détection de l’apoptose (n = 3).
  11. Évaluer la fonction neurologique 2 h après l’ACMC et 22 h après la reperfusion à l’aide de l’échelle d’évaluation comportementale Zea-Longa avec une échelle de 0 à 5 points14. Excluez les tarifs avec un score de 0 ou 4.

2. Mesure de la taille de l’infarctus (Figure 1)

  1. Sacrifiez les rats sous anesthésie profonde (4 % d’isoflurane) par guillotine et isolez soigneusement tout le cerveau du crâne.
  2. Congelez le cerveau à -20 °C pendant 20 min et coupez le cerveau congelé en six tranches coronales avec une distance de 2 mm entre les tranches. Teindre les tranches de cerveau avec 2 % TTC pendant 15 min à 37 °C dans l’obscurité.
  3. Fixez des tranches de cerveau avec 4 % de paraformaldéhyde pendant 24 h à température ambiante (RT). Photographiez les tranches tachées avec un appareil photo numérique, avec réglage du mode automatique pour les objets en gros plan.
  4. Transférez les images sur un ordinateur et mesurez la taille de l’infarctus à l’aide d’ImageJ. Présentez la taille de l’infarctus comme le rapport entre la somme de la zone de l’infarctus en 6 tranches et la somme de toute la zone du cerveau dans les mêmes tranches. Exprimez les données sous forme de moyenne ±'erreur type de la moyenne (SEM).

3. Analyse par immunofluorescence sur cryosection cérébrale (Figure 2)

  1. Induire une anesthésie avec 4 % d’isoflurane et 1 L/min d’oxygène. Inciser la peau et le tissu sous-cutané pour exposer le cœur.
  2. Retirez le péricarde et faites une petite incision dans l’oreillette droite. Perfuser 200 mL de solution saline par le ventricule gauche, suivi de 200 mL de paraformaldéhyde à 4 %.
  3. Ouvrez le crâne et retirez le cerveau intact.
  4. Fixez le cerveau dans 4 % de paraformaldéhyde à RT pendant plus de 24 h. Ensuite, déshydratez-le dans une série de gradients de solution de saccharose de 10 %, 15 % et 30 % de concentrations jusqu’à ce que le tissu coule, environ 6 à 8 heures pour chaque concentration.
  5. Intégrez le cerveau dans le composé à température de coupe optimale (OCT) et éliminez les bulles d’air s’il y en a. Ensuite, congelez le cerveau dans de l’azote liquide et conservez-le dans le congélateur à -80 °C.
  6. Sectionner le cerveau à l’aide d’un cryostat d’une épaisseur de 5 μm. Tout au long de la section, assurez-vous que la température de l’armoire reste entre -18 °C et -20 °C. Étiquetez l’emplacement de la coupe en fonction du site du modèle et des conditions expérimentales. Conservez les sections dans un congélateur.
  7. Laisser les sections congelées s’équilibrer à la RT pendant ~30 min pour effectuer une coloration par immunofluorescence. Ensuite, trempez les sections avec du PBS stérile 3x pendant 5 min chacune.
  8. Décrivez le tissu avec un stylo d’immunohistochimie. Incuber avec 20 μg/mL de protéinase K (sans RNase) et 0,3 % de Triton X-100 à RT pendant 10 min.
  9. Faites tremper les sections avec du PBS stérile 3x pendant 5 min chacune. Appliquez 3 % de BSA sur le tissu délimité et incubez à RT pendant 1 h pour le blocage.
  10. Après le blocage, prélever la solution, ajouter l’anticorps primaire approprié (anticorps monoclonal recombinant de lapin contre la cathepsine-B du lapin, 1:200) et incuber les sections pendant la nuit dans l’obscurité à 4 °C.
  11. Retirez l’anticorps primaire et lavez les sections avec du PBS stérile contenant 0,1 % de Tween-20 3x pendant 5 min chacune.
  12. Ajoutez l’anticorps secondaire approprié (IgG anti-rat de chèvre [H+L] [FITC conjugué], 1:200) avec le fluorophore requis, et incubez les sections dans une chambre humidifiée à RT pendant 1 h, en les protégeant de la lumière.
  13. Après l’incubation secondaire de l’anticorps, laver les sections avec du PBS stérile contenant 0,1 % de Tween-20 3x pendant 5 minutes chacune. Teintez les sections avec un support de montage contenant du DAPI et couvrez-les d’une lamelle.
  14. Capturez des images à l’aide d’un microscope à fluorescence avec les paramètres suivants : longueur d’onde d’excitation de 488 nm, longueur d’onde d’émission de 520 nm et temps d’exposition de 500 ms. Conservez les sections dans l’obscurité à 4 °C pour une conservation à long terme.

4. Détection de l’apoptose par coloration TUNEL (Figure 3)

REMARQUE : Un kit de test TUNEL commercial est utilisé pour la coloration TUNEL. Ce kit TUNEL comprend une solution de travail DNase I Buffer, un tampon d’équilibrage de la désoxynucléotidyl transférase (TdT), une solution de travail d’étiquetage et une solution de travail DAPI.

  1. Perfuser et isoler le cerveau en utilisant la même procédure que ci-dessus (étapes 3.2-3.3). Immergez le cerveau dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 3-4 h pour la fixation.
  2. Coupez le cerveau en tranches coronales d’environ 2 mm d’épaisseur, en commençant par l’extrémité rostrale jusqu’à l’extrémité caudale, et immergez-le dans du paraformaldéhyde à 4 % pendant 12 heures supplémentaires. Après la fixation, lavez les tranches de cerveau à l’eau courante pendant 1 h.
  3. Immergez les tranches de cerveau dans des solutions d’éthanol de concentrations de 50 %, 70 %, 80 %, 90 %, 95 % et 100 % séquentiellement pendant 35 à 50 minutes chacune pour la déshydratation.
  4. Traitez les tranches de cerveau avec un agent biologique transparent de type TO I pendant 35 à 50 min, suivi d’un agent d’élimination II pendant 35 à 50 minutes, jusqu’à ce que le tissu soit complètement transparent.
  5. Immergez les tranches de cerveau séquentiellement dans le milieu d’intégration I pendant 60 min, le milieu d’intégration II pendant 60 min, le milieu d’intégration III pendant 60 minutes et le milieu d’intégration IV pendant 60 min.
  6. Placez les tranches de cerveau dans une cassette d’intégration. Scellez la cassette, étiquetez-la clairement et placez-la dans une chambre froide pour la solidification.
  7. Réglez le microtome à une épaisseur initiale de 10 μm pour couper le bloc de tissu. Ensuite, ajustez l’épaisseur à 5 μm pour le tranchage.
  8. Chauffez le bain-marie à 45 °C, faites flotter les sections de tissu à la surface de l’eau et ramassez-les sur des lames. Après environ 30 s, retirez les lames, séchez-les à RT et rangez-les dans une boîte de séchage.
  9. Déparaffinisez les sections cérébrales stockées en les immergeant dans un agent nettoyant pendant 2 cycles de 10 minutes chacun.
  10. Pour réhydrater les sections, faites-les tremper dans de l’éthanol anhydre pendant 5 min, en répétant 3 fois. Transférez les sections à 90 % d’éthanol pendant 3 min. De plus, faites tremper les sections dans de l’éthanol à 80 % pendant 3 min. Enfin, plongez les sections dans de l’éthanol à 70 % pendant 3 min.
  11. Rincez les échantillons au PBS 3x pendant 5 minutes chacun. Enlevez délicatement l’excès d’humidité à l’aide de papier filtre.
  12. Administrer 100 μL de solution de travail 1x protéinase K à chaque échantillon et incuber à 37 °C pendant 20 min. Après la perméabilisation, rincer les échantillons dans du PBS 3x pendant 5 min chacun.
  13. Préparer les échantillons pour le contrôle positif.
    1. Ajouter 100 μL de 1x solution de travail tampon DNase I (kit de test TUNEL) à l’échantillon perméabilisé et laisser s’équilibrer à RT pendant 5 min. Retirez soigneusement tout excès de liquide de l’échantillon à l’aide d’un papier absorbant.
    2. Ajouter 100 μL de solution de travail de DNase I diluée (200 U/mL) à l’échantillon et incuber à 37 °C pendant 10 à 30 min. Rincez les échantillons au PBS 3x pendant 5 minutes chacun.
  14. Préparer les échantillons pour le contrôle négatif.
    1. Appliquer 100 μL de solution de travail 1x DNase I Buffer sur l’échantillon perméabilisé et équilibrer à RT pendant 5 min. Incuber l’échantillon témoin négatif avec le tampon DNase I à 37 °C pendant 10 à 30 min, en veillant à ce qu’aucune enzyme DNase I ne soit ajoutée. Rincez les échantillons au PBS 3x pendant 5 minutes chacun.
  15. Appliquez 100 μL de tampon d’équilibrage de la désoxynucléotidyl transférase terminale (TdT) (trousse de dosage TUNEL) sur chaque échantillon et incubez dans une chambre humidifiée à 37 °C pendant 10 à 30 min. Ensuite, retirez le tampon d’équilibrage TdT avec du papier absorbant.
  16. Ajouter 50 μL de solution de travail de marquage (kit de dosage TUNEL) à chaque échantillon, puis les incuber à 37 °C dans une chambre sombre et humidifiée pendant 60 min. Si l’intensité du signal est faible, envisagez d’allonger le temps de réaction du marquage de l’ADN. Ensuite, rincez les échantillons dans du PBS 3x pendant 5 minutes chacun.
  17. Après avoir éponger l’excès d’humidité, appliquez la solution de travail DAPI (kit de dosage TUNEL) et incubez à RT dans l’obscurité pendant 5 minutes pour contre-colorer les noyaux. Ensuite, rincez les échantillons dans du PBS 4x pendant 5 minutes chacun. Retirez l’excès de liquide avec du papier absorbant et scellez les lames à l’aide d’un support de montage anti-décoloration.
  18. Numérisez les lames colorées à l’aide du système d’imagerie multispectrale Vectra Polaris et analysez les données avec le logiciel système.

5. Analyse statistique

  1. Présenter les résultats expérimentaux sous forme ± MEB et analyser les données avec un test t de Student pour deux comparaisons de groupes à l’aide du logiciel GraphPad Prism 10 (GraphPad Software, San Diego, CA).
  2. Définissez une valeur p inférieure à 0,05 comme différence statistique.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Les rats sont soumis à une ischémie de 120 minutes pendant la MCAO, suivie d’une reperfusion de 22 heures. Le taux de mortalité était minime pendant la chirurgie MCAO et était d’environ 25 % pendant la période de reperfusion. Des lésions cérébrales importantes ont été observées dans le groupe MCAO, tandis qu’aucun infarctus n’a été observé dans le cerveau du groupe Sham (24,87 ± 1,21 % contre 0 % de la somme de la surface de l’infarctus dans toute la région du cerveau ; MCAO [n = 3] c. Sham [n = 3], P < 0,001...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

L’occlusion d’une artère cérébrale entraîne une privation d’oxygène et de nutrition, suivie de l’activation d’espèces réactives de l’oxygène, d’une surcharge intracellulaire en calcium, d’une libération de glutamate et de l’induction de réponses inflammatoires15. Cette série d’événements entraîne la mort cellulaire et des lésions tissulaires irréversibles dans le cerveau infarctus. La pénombre peut potentiellement être sauvée par une intervention médicale dans une...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Simiao Wu a été soutenu par le Département des sciences et de la technologie de la province du Sichuan (2024YFHZ0330) et l’Hôpital de l’Ouest de la Chine de l’Université du Sichuan. Weihong He a été soutenu par le Département des sciences et de la technologie de la province du Sichuan (2023YFS0297) et l’Université du Sichuan. Nous remercions Yi Zhang et Yue Li de l’Hôpital de Chine occidentale de l’Université du Sichuan pour leur soutien technique sur l’imagerie et l’analyse TUNEL.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Akoya Vectra PolarisAkoya BiosciencesN/AVectra Polaris système d’imagerie multispectrale  ;
Éthanol anhydreChengdu Jinshan Chemical Reagent Co.N/A
BuprénorphineHôpital de Chine OccidentaleN/A
CarprofèneHôpital de Chine OccidentaleN/A
Anticorps Cathepsine-BAbcamAb214428
CryostatLEICA  ;LEICA CM 1950
Appareil photo numériqueOLYMPUSTG-7
Chèvre Anti-Rat IgG (H+L) (FITC conjugué)Elabscience  ; E-AB-1021
Sérum de chèvreSolarbioSL038
GraphPad Prism 10 logicielN/Ahttps://www.graphpad-prism.cn/?c=i&a=prismdownload_cn
ImageJN/Ahttps://imagej.net/ij/
Stylo d’immunohistochimieBiosharphttp://www.biosharp.cn/index/product/details/language/en/product_id/2828.html
Logiciel InFormAkoya BiosciencesVersion 2.6.0logiciel système pour le système d’imagerie multispectrale  ;
Solution désinfectante à l’iodophorHuatian Technology Industry Co.N/A
IsofluraneRWD Life Science Co.https://www.rwdstco.com/inhalation-anesthesia-solutions/
Support de montage contenant DAPISolarbioS2110
Nylon monofilamentRWD Life Science Co.https://www.rwdstco.com/
Température de coupe optimale (OCT) composéEprediaN/A
ParaformaldéhydeBiosharpN/A
Solution tampon de phosphate (PBS)SolarbioN/A
PrismGraphPad  ;Version 10
Proteinase KTiangenRT403-02
SalineKelun Co.N/A
Sprague-Dawley ratsHuafukang Co.N/A
SucroseBioFroxx1245GR500
Instruments chirurgicauxRWD Life Science Co.Agent
  ;   ;Beijing Solarbio Science & Tecnology Co., Ltd.http://www.solarbio.net/
solution de chlorure de triphényltétrazolium (TTC)SolarbioG3005
Triton X-100BioFroxx1139ML100
TUNEL kitElabscience  ; E-CK-A321
biologique transparent de type TO n/a

Références

  1. Tsao, C. W., et al. Heart Disease and Stroke Statistics-2023 Update: A Report From the American Heart Association. Circulation. 147 (8), e93-e621 (2023).
  2. Lozano, R., et al. Global and regional mortality from 235 causes of death for 20 age groups in 1990 and 2010: a systematic analysis for the Global Burden of Disease Study 2010. Lancet. 380 (9859), 2095-2128 (2012).
  3. Hankey, G. J. Stroke. Lancet. 389 (10069), 641-654 (2017).
  4. Sommer, C. J. Ischemic stroke: experimental models and reality. Acta Neuropathol. 133 (2), 245-261 (2017).
  5. Barthels, D., Das, H. Current advances in ischemic stroke research and therapies. Biochim Biophys Acta Mol Basis Dis. 1866 (4), 165260(2020).
  6. Frank, D., Zlotnik, A., Boyko, M., Gruenbaum, B. F. The development of novel drug treatments for stroke patients: A review. Int J Mol Sci. 23 (10), 5796(2022).
  7. Wang, S. -N., et al. Humanized cerebral organoids-based ischemic stroke model for discovering of potential anti-stroke agents. Acta Pharmacologica Sinica. 44 (3), 513-523 (2023).
  8. Durukan, A., Tatlisumak, T. Acute ischemic stroke: overview of major experimental rodent models, pathophysiology, and therapy of focal cerebral ischemia. Pharmacol Biochem Behav. 87 (1), 179-197 (2007).
  9. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  10. Donnan, G. A., Baron, J. C., Ma, H., Davis, S. M. Penumbral selection of patients for trials of acute stroke therapy. Lancet Neurol. 8 (3), 261-269 (2009).
  11. Lo, E. H. A new penumbra: transitioning from injury into repair after stroke. Nat Med. 14 (5), 497-500 (2008).
  12. Datta, A., et al. Cell death pathways in ischemic stroke and targeted pharmacotherapy. Transl Stroke Res. 11 (6), 1185-1202 (2020).
  13. Gaire, B. P., Subedi, L., Teramoto, H., Hu, B. Cerebral Ischemia. , Exon Publications. Brisbane, Australia. (2021).
  14. Longa, E. Z., Weinstein, P. R., Carlson, S., Cummins, R. Reversible middle cerebral artery occlusion without craniectomy in rats. Stroke. 20 (1), 84-91 (1989).
  15. Fluri, F., Schuhmann, M. K., Kleinschnitz, C. Animal models of ischemic stroke and their application in clinical research. Drug Des Devel Ther. 9, 3445-3454 (2015).
  16. Fisher, M. The ischemic penumbra: identification, evolution and treatment concepts. Cerebrovasc Dis. 17 Suppl 1, 1-6 (2004).
  17. Adams, H. P. Jr, et al. Guidelines for the early management of adults with ischemic stroke: A guideline from the American Heart Association/American Stroke Association Stroke Council, Clinical Cardiology Council, Cardiovascular Radiology and Intervention Council, and the Atherosclerotic Peripheral Vascular Disease and Quality of Care Outcomes in Research Interdisciplinary Working Groups: The American Academy of Neurology affirms the value of this guideline as an educational tool for neurologists. Circulation. 115 (20), e478-e534 (2007).
  18. Fonarow, G. C., et al. Timeliness of tissue-type plasminogen activator therapy in acute ischemic stroke: patient characteristics, hospital factors, and outcomes associated with door-to-needle times within 60 minutes. Circulation. 123 (7), 750-758 (2011).
  19. Yamori, Y., Horie, R., Handa, H., Sato, M., Fukase, M. Pathogenetic similarity of strokes in stroke-prone spontaneously hypertensive rats and humans. Stroke. 7 (1), 46-53 (1976).
  20. Bogousslavsky, J., Van Melle, G., Regli, F. The Lausanne stroke registry: analysis of 1,000 consecutive patients with first stroke. Stroke. 19 (9), 1083-1092 (1988).
  21. Tamura, A., Graham, D. I., McCulloch, J., Teasdale, G. M. Focal cerebral ischaemia in the rat: 1. Description of technique and early neuropathological consequences following middle cerebral artery occlusion. J Cereb Blood Flow Metab. 1 (1), 53-60 (1981).
  22. Garcia, J. H., Liu, K. F., Ho, K. L. Neuronal necrosis after middle cerebral artery occlusion in Wistar rats progresses at different time intervals in the caudoputamen and the cortex. Stroke. 26 (4), discussion 643 636-642 (1995).
  23. Türeyen, K., Vemuganti, R., Sailor, K. A., Dempsey, R. J. Ideal suture diameter is critical for consistent middle cerebral artery occlusion in mice. Neurosurgery. 56 (1 Suppl), discussion 196-200 196-200 (2005).
  24. Spratt, N. J., et al. Modification of the method of thread manufacture improves stroke induction rate and reduces mortality after thread-occlusion of the middle cerebral artery in young or aged rats. J Neurosci Methods. 155 (2), 285-290 (2006).
  25. Naqvi, S. A. R., et al. Biochemistry of Drug Metabolizing Enzymes. , Elsevier, Academic Press. (2022).
  26. Yadati, T., Houben, T., Bitorina, A., Shiri-Sverdlov, R. The ins and outs of cathepsins: Physiological function and role in disease management. Cells. 9 (7), 1679(2020).
  27. Liu, C. L., et al. Cysteine protease cathepsins in cardiovascular disease: from basic research to clinical trials. Nat Rev Cardiol. 15 (6), 351-370 (2018).
  28. O'Toole, D., et al. Signalling pathways linking cysteine cathepsins to adverse cardiac remodelling. Cell Signal. 76, 109770(2020).
  29. Luke, C. J., et al. Lysoptosis is an evolutionarily conserved cell death pathway moderated by intracellular serpins. Commun Biol. 5 (1), 47(2022).
  30. Xie, Z., et al. Cathepsin B in programmed cell death machinery: mechanisms of execution and regulatory pathways. Cell Death Dis. 14 (4), 255(2023).
  31. Nagakannan, P., Islam, M. I., Conrad, M., Eftekharpour, E. Cathepsin B is an executioner of ferroptosis. Biochim Biophys Acta Mol Cell Res. 1868 (3), 118928(2021).
  32. Conus, S., Simon, H. U. Cathepsins: key modulators of cell death and inflammatory responses. Biochem Pharmacol. 76 (11), 1374-1382 (2008).
  33. Bhoopathi, P., et al. Cathepsin B facilitates autophagy-mediated apoptosis in SPARC overexpressed primitive neuroectodermal tumor cells. Cell Death Differ. 17 (10), 1529-1539 (2010).
  34. Ding, X., Zhang, C., Chen, H., Ren, M., Liu, X. Cathepsins trigger cell death and regulate radioresistance in glioblastoma. Cells. 11 (24), 4108(2022).
  35. He, W., et al. Inhibition of myocardial cathepsin-L release during reperfusion following myocardial infarction improves cardiac function and reduces infarct size. Cardiovasc Res. 118 (6), 1535-1547 (2022).
  36. McCarroll, C. S., et al. Runx1 deficiency protects against adverse cardiac remodeling after myocardial infarction. Circulation. 137 (1), 57-70 (2018).
  37. Song, J., et al. Age-related promoter-switch regulates Runx1 expression in adult rat hearts. BMC Cardiovasc Disord. 23 (1), 541(2023).
  38. Riddell, A., et al. RUNX1: an emerging therapeutic target for cardiovascular disease. Cardiovasc Res. 116 (8), 1410-1423 (2020).
  39. Chen, H., et al. Pharmacological inhibition of RUNX1 reduces infarct size after acute myocardial infarction in rats and underlying mechanism revealed by proteomics implicates repressed cathepsin levels. Funct Integr Genomics. 24 (3), 113(2024).
  40. Petanceska, S., Burke, S., Watson, S. J., Devi, L. Differential distribution of messenger RNAs for cathepsins B, L and S in adult rat brain: an in situ hybridization study. Neuroscience. 59 (3), 729-738 (1994).
  41. Chaitanya, G. V., Babu, P. P. Activation of calpain, cathepsin-b and caspase-3 during transient focal cerebral ischemia in rat model. Neurochem Res. 33 (11), 2178-2186 (2008).
  42. Yuan, D., Liu, C., Wu, J., Hu, B. Inactivation of NSF ATPase leads to cathepsin b release after transient cerebral ischemia. Transl Stroke Res. 9 (3), 201-213 (2018).
  43. Hill, I. E., Preston, E., Monette, R., MacManus, J. P. A comparison of cathepsin B processing and distribution during neuronal death in rats following global ischemia or decapitation necrosis. Brain Res. 751 (2), 206-216 (1997).
  44. Kilinc, M., et al. Lysosomal rupture, necroapoptotic interactions and potential crosstalk between cysteine proteases in neurons shortly after focal ischemia. Neurobiol Dis. 40 (1), 293-302 (2010).
  45. Seyfried, D., et al. Cathepsin B and middle cerebral artery occlusion in the rat. J Neurosurg. 87 (5), 716-723 (1997).
  46. Saido, T. C., Yokota, M. Neurodegenerative diseases as proteolytic disorders: brain ischemia and Alzheimer's disease. Tanpakushitsu Kakusan Koso. 42 (14 Suppl), 2408-2417 (1997).
  47. Zuo, X., et al. Inhibition of cathepsins b induces neuroprotection against secondary degeneration in ipsilateral substantia nigra after focal cortical infarction in adult male rats. Front Aging Neurosci. 10, 125(2018).
  48. Zuo, X., et al. Inhibition of cathepsin b alleviates secondary degeneration in ipsilateral thalamus after focal cerebral infarction in adult rats. J Neuropathol Exp Neurol. 75 (9), 816-826 (2016).
  49. Pluta, R., Salínska, E., Puka, M., Stafiej, A., Lazarewicz, J. W. Early changes in extracellular amino acids and calcium concentrations in rabbit hippocampus following complete 15-min cerebral ischemia. Resuscitation. 16 (3), 193-210 (1988).
  50. Hatsuta, H., et al. Tau and TDP-43 accumulation of the basal nucleus of Meynert in individuals with cerebral lobar infarcts or hemorrhage. Acta Neuropathol Commun. 7 (1), 49(2019).
  51. van Groen, T., Puurunen, K., Mäki, H. M., Sivenius, J., Jolkkonen, J. Transformation of diffuse beta-amyloid precursor protein and beta-amyloid deposits to plaques in the thalamus after transient occlusion of the middle cerebral artery in rats. Stroke. 36 (7), 1551-1556 (2005).
  52. Gómez-Sintes, R., Ledesma, M. D., Boya, P. Lysosomal cell death mechanisms in aging. Ageing Res Rev. 32, 150-168 (2016).
  53. Heimer, S., Knoll, G., Schulze-Osthoff, K., Ehrenschwender, M. Raptinal bypasses BAX, BAK, and BOK for mitochondrial outer membrane permeabilization and intrinsic apoptosis. Cell Death Dis. 10 (8), 556(2019).
  54. Elena-Real, C. A., et al. Cytochrome c speeds up caspase cascade activation by blocking 14-3-3ε-dependent Apaf-1 inhibition. Cell Death Dis. 9 (3), 365(2018).
  55. Linfante, I., et al. Clinical and vascular outcome in internal carotid artery versus middle cerebral artery occlusions after intravenous tissue plasminogen activator. Stroke. 33 (8), 2066-2071 (2002).
  56. Farges, M. C., et al. Increased muscle proteolysis after local trauma mainly reflects macrophage-associated lysosomal proteolysis. Am J Physiol Endocrinol Metab. 282 (2), E326-E335 (2002).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Marquage par immunofluorescenceMod le d AVC chez le ratOcclusion de l art re c r brale moyenneNeuroprotection de la p nombreExpression de la cathepsine BMarquage TUNELD tection de l apoptoseAnalyse du tissu c r bral

Articles connexes