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Article de méthode

Évaluation de la phagocytose microgliale des débris de myéline in vitro sous stimulation magnétique répétée

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DOI :

10.3791/67642

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17 juin 2025

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1Department of Rehabilitation Medicine, The Affiliated Suzhou Hospital of Nanjing Medical University, 2Rehabilitation Medicine Center, The First Affiliated Hospital of Nanjing Medical University, 3Department of Children's Rehabilitation, Linyi People's Hospital, 4Department of Endocrinology, People's Hospital of Dongxihu District, 5Department of Rehabilitation, Hengyang Medical School, The First Affiliated Hospital, University of South China

Dans cet article

Résumé

Le présent protocole a été conçu pour évaluer l’effet de la stimulation magnétique répétitive sur la capacité de la microglie à phagocyter les débris de myéline. Un système de co-culture in vitro de microglie et de débris de myéline a été mis en place pour ce faire.

Résumé

Les microglies, les phagocytes résidents du système nerveux central (SNC), jouent un rôle central dans le maintien de l’intégrité et de l’homéostasie du SNC en éliminant les cellules endommagées, les débris cellulaires et les restes de myéline. L’accumulation de débris de myéline est impliquée dans une gamme de troubles du SNC, notamment la sclérose en plaques, la maladie d’Alzheimer, les lésions cérébrales traumatiques et les lésions de la moelle épinière. La présence de débris de myéline exacerbe non seulement la neuroinflammation, mais entrave également le potentiel de régénération de la myéline. Par conséquent, l’amélioration de la capacité de la microglie à éliminer les débris de myéline par phagocytose représente une stratégie thérapeutique prometteuse. La stimulation magnétique est apparue comme une modalité de traitement innovante pour les maladies du SNC, avec de plus en plus de preuves suggérant son potentiel à favoriser la phagocytose microgliale et à favoriser la récupération du SNC. Pour élucider davantage les effets de la stimulation magnétique sur la clairance microgliale des débris de myéline, nous avons conçu une expérience in vitro impliquant la co-culture de débris de microglie et de myéline. La co-culture a été soumise à une stimulation magnétique répétitive afin d’évaluer son impact sur l’activité phagocytaire microgliale dans le contexte de la pathologie du SNC.

Introduction

La myéline est une structure membranaire tubulaire stable entourant les axones produits par les oligodendrocytes du système nerveux central (SNC). Cette gaine de myéline joue un rôle essentiel dans la facilitation de la propagation rapide et efficace des potentiels d’action1. Cependant, divers troubles neurologiques, tels que la sclérose en plaques (SEP), les accidents vasculaires cérébraux et les lésions traumatiques, y compris les lésions de la moelle épinière (LME) et les lésions cérébrales traumatiques (TCC), peuvent entraîner la perte de l’intégrité de la myéline. Cela entraîne la génération de débris de myéline en raison de la perturbation de la gaine de myéline et des dommages directs aux structures de myéline 2,3,4. L’accumulation de débris de myéline entrave non seulement la remyélinisation et la récupération fonctionnelle, mais exacerbe également la neuroinflammation 5,6. Par conséquent, l’élimination efficace des débris de myéline est essentielle pour résoudre la neuroinflammation, favoriser la régénération axonale et restaurer l’homéostasie dans le système nerveux après des maladies neurologiques.

Les débris de myéline sont principalement éliminés par les phagocytes, tels que les macrophages et les microglies du système nerveux central (SNC). Les microglies, les cellules immunitaires résidentes du SNC, surveillent constamment leur environnement à la recherche de menaces potentielles et protègent le SNC en éliminant la myéline endommagée et les débris de myéline. De plus, la phagocytose microgliale joue un rôle crucial dans la promotion de la neurogenèse par l’élimination des débris 7,8. De plus en plus de preuves suggèrent que l’amélioration de la phagocytose microgliale des débris de myéline peut atténuer les effets néfastes de l’inflammation, réduire les lésions du SNC et favoriser la régénération axonale après une lésion nerveuse. 4, 9, 10.

La thérapie de stimulation magnétique, une technique de neuromodulation non invasive, est largement utilisée dans le traitement de divers troubles neurologiques11. Notamment, la stimulation magnétique transcrânienne répétée (SMTr) s’est révélée prometteuse en tant qu’approche thérapeutique pour la maladie d’Alzheimer (MA), les lésions cérébrales et les accidents vasculaires cérébraux 12,13,14. Une étude récente a démontré que la SMTr peut améliorer la phagocytose microgliale de la bêta-amyloïde (Aβ) et de l’apolipoprotéine E (ApoE), inhibant ainsi la progression pathologique de la MA dans des modèles animaux15. De même, nos travaux récents ont révélé que la stimulation magnétique transspinale répétée (rTSMS) favorise la phagocytose microgliale des débris de myéline après une lésion de la moelle épinière chez le rat16.

Néanmoins, l’impact de la stimulation magnétique répétitive sur la microglie a été principalement étayé par des modèles expérimentaux chez l’animal 17,18,19. En effet, il a été démontré que la stimulation magnétique module l’excitabilité neuronale par l’induction de courants20. Par conséquent, il ne faut pas ignorer que l’interaction entre les neurones et la microglie peut influencer la fonction de la microglie. Par conséquent, des expériences in vitro sont nécessaires pour déterminer si l’impact de la stimulation magnétique sur la microglie est indépendant de l’altération de l’excitabilité neuronale. Des études récentes ont identifié un effet modulateur de la stimulation magnétique répétitive sur la microglie dans des modèles expérimentaux. Certaines études ont démontré que la stimulation magnétique répétitive pouvait favoriser la polarisation de la microglie vers M219,21. Cependant, d’autres recherches sur sa fonction microgliale restent à élucider. Notamment, Amelie Eichler et al. sont intervenus dans des coupes de tissu cérébral in vitro en utilisant une stimulation magnétique de 10 Hz et ont constaté que la stimulation magnétique de 10 Hz était capable de favoriser la libération de cytokines de la microglie pour influencer l’excitabilité et la plasticité neuronales22. Bien que cette étude ait élargi la compréhension des effets de la stimulation magnétique sur la microglie, des recherches plus approfondies au niveau cellulaire sont nécessaires pour élucider pleinement ses mécanismes.

Ainsi, nous avons établi un protocole pour vérifier si la stimulation magnétique peut favoriser la phagocytose des débris de myéline in vitro. Contrairement aux débris de myéline après une maladie ou des lésions tissulaires, qui sont le produit d’une blessure, les débris de myéline utilisés dans cette expérience sont la forme de la gaine de myéline après sa décomposition. De plus, le concept de débris de myéline est un produit de la désintégration de la myéline. En tant que cellules phagocytaires primaires du cerveau, les microglies jouent un rôle central dans l’élimination des cellules endommagées et des débris de myéline23, qui sont associés à des maladies telles que la sclérose en plaques et la maladie d’Alzheimer 24,25. Il a été démontré que l’accumulation de débris de myéline exacerbe la neuroinflammation et entrave la régénération26. L’objectif de l’étude est d’étudier le potentiel de la stimulation magnétique pour améliorer la phagocytose microgliale des débris de myéline, réduisant ainsi la neuroinflammation et favorisant la récupération du SNC dans les conditions neurodégénératives et traumatiques. En résumé, l’étude utilise une approche de co-culture, dans laquelle les microglies sont co-cultivées avec des débris de myéline et une stimulation magnétique répétée est effectuée afin de vérifier l’effet de la stimulation magnétique répétitive sur la capacité phagocytaire de la microglie.

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Protocole

Ici, trois rats femelles SD (âgés de 2 à 3 semaines) ont été utilisés pour extraire des débris de myéline par centrifugation à gradient de saccharose. Tous les rats ont été achetés à l’Animal Core Facility de l’Université de médecine de Nanjing, à Nanjing, en Chine (Licence pour animaux : SYXK (Su) 2021-0023). Tous les rats ont été élevés dans des conditions de contrôle (température de 22 ± 2 °C, période de lumière/obscurité de 12 h/12 h, humidité relative de 55 % ± 5 %). Toutes les expériences sur les animaux ont été approuvées par le Comité de protection et d’utilisation des animaux de l’Université de médecine de Nanjing (No. IACUC-1903031 et No. IACUC-2005001) et visaient à minimiser la souffrance et le nombre d’animaux utilisés.

1. Isolation de la myéline

REMARQUE : Les débris de myéline ont été extraits comme décrit précédemment, et certaines modifications ont été apportées27. Assurez-vous que toutes les étapes ont été effectuées à 4 °C et dans des conditions stériles.

  1. Isolement de la myéline brute
    1. Extraction de tissu cérébral
      1. Après une anesthésie par pentobarbital (50 mg/kg, injection intrapéritonéale), évaluer la profondeur de l’anesthésie par pincement des orteils. Décapitez les rats femelles. Disséquez toute la tête sur de la glace et coupez le crâne en deux avec des ciseaux pour exposer complètement le cerveau et faciliter l’ablation du cerveau complet.
      2. Excisez les membranes, le cervelet et l’hippocampe avec des ciseaux et des pinces de manière méticuleuse et aseptique pour éviter la contamination du mélange de tissu cérébral de saccharose. Nettoyez le cerveau 3 fois avec du PBS pour éliminer tout résidu de sang ou de tissu.
      3. Transférez les cerveaux nettoyés dans 10 ml de solution de saccharose stérile 0,32 M et coupez le tissu cérébral avec les ciseaux microchirurgicaux en3 morceaux de 5 mm pour obtenir un mélange de tissu cérébral de saccharose.
    2. Homogénéisation du tissu cérébral
      1. Transvasez le mélange de saccharose de tissu cérébral dans un homogénéisateur stérile de 50 mL et ajoutez 30 mL de solution de saccharose stérile à 0,32 M. À l’aide d’un homogénéisateur en verre de 50 ml, homogénéiser pendant 2 minutes afin d’obtenir un homogénat lisse du tissu cérébral.
      2. Diluer l’homogénat de tissu cérébral à 90 mL avec une solution de saccharose stérile à 0,32 M, mélanger et distribuer lentement dans la partie supérieure de six tubes à centrifuger stériles en polypropylène à paroi mince de 38,5 mL contenant 20 mL de solution de saccharose stérile à 0,83 M. Ajouter 15 mL d’homogénat dans chaque tube à centrifuger, puis niveler avec une solution de saccharose stérile à 0,32 M.
    3. Collecte de débris de myéline brute
      1. Prérefroidissez un rotor d’ultracentrifugeuse à 4 °C et centrifugez l’échantillon à 75 000 x g pendant 45 min. Après le processus de centrifugation, recueillir les débris de myéline à l’interface entre les deux densités de saccharose à l’aide d’un tube Pasteur stérile.
        REMARQUE : Il est impératif de faire preuve de prudence pendant le processus de prélèvement et d’éviter de prélever par inadvertance d’autres composants de l’échantillon contaminé.
  2. Première séparation isotonique et purification
    1. Transférez la solution de débris de myéline recueillie dans un tube à centrifuger de 50 mL et ajustez le volume à 35 mL avec un tampon salin stérile tamponné au phosphate (PBS) pré-refroidi. Transvaser la solution dans un nouvel homogénéisateur stérile de 50 mL et homogénéiser pendant 2 minutes pour obtenir un homogénat.
    2. Répartissez uniformément l’homogénat de débris de myéline dans six tubes à ultracentrifuger stériles en polypropylène à paroi mince de 38,5 ml, en ajoutant un tampon PBS stérile. Soumettre les tubes à une centrifugation à 75 000 x g pendant 45 min à 4 °C.
  3. Deuxième séparation isotonique et purification
    1. Après la centrifugation, jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille blanche solide dans 10 mL de tampon PBS stérile pré-refroidi afin d’obtenir une suspension de débris de myéline. Répartissez uniformément la suspension dans deux tubes d’ultracentrifugation stériles en polypropylène à paroi mince de 38,5 ml, le volume étant équilibré par l’ajout d’un tampon PBS stérile.
    2. Centrifuger les échantillons à 4 °C à 75 000 x g pendant 45 min.
  4. Collection de myéline purifiée
    1. Après la centrifugation, jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille blanche solide dans 6 mL de tampon PBS stérile. Divisez la suspension de débris de myéline dans six tubes à centrifuger de 1,5 ml, puis soumettez-les à une centrifugation à 4 °C et 12 000 x g pendant 10 min.
    2. Après la centrifugation, jeter le surnageant et remettre en suspension la pastille blanche solide dans 100 μL de solution saline stérile tamponnée au phosphate (PBS) pré-refroidie.
  5. Quantification des débris de myéline
    1. Prélever 3 μL de suspension de débris de myéline pour quantifier la teneur en protéines à l’aide d’un kit de quantification des protéines BCA. Conservez la suspension de débris de myéline restante à -80 °C.

2. Marquage fluorescent des débris de myéline

  1. Incubation du diacétate de carboxyfluorescéine ester N-succinimidylique
    1. Décongelez les débris de myéline nécessaires à 4 °C ou de l’eau glacée et centrifugez à 12 000 x g pendant 10 min à 4 °C. Jeter le surnageant et remettre en suspension les débris de myéline dans 200 μL de solution de diacétate de carboxyfluorescéine et d’ester de N-succinimidyle (CFSE ; 50 μM).
    2. Incuber à température ambiante dans l’obscurité pendant 30 min. Après la période d’incubation, centrifuger à 12 000 x g pendant 10 min à 4 °C.
    3. Jeter le surnageant et laver les échantillons 3 fois avec 500 μL de tampon PBS stérile. Après le processus de lavage, remettre en suspension les débris de myéline dans 100 μL de tampon PBS stérile pré-refroidi afin d’obtenir une suspension de débris de myéline marqués par fluorescence, qui peut être conservée à -80 °C.

3. Culture de microglie

  1. Cultivez des cellules BV-2 dans du CO2 humidifié à 5 % à 37 °C dans un milieu d’Eagle modifié de Dulbecco (DMEM) complété par 10 % (v/v) de FBS, de pénicilline (100 U/mL) et de streptomycine (100 U/mL). Ensemencez près de 50 % de cellules Bv-2 dans la plaque à 12 puits et la plaque à 24 puits pour des tests supplémentaires.

4. Stimulation magnétique répétée in vitro

  1. Effectuez l’intervention de stimulation magnétique répétée in vitro avec le réglage suivant : fréquence de traitement de 20 Hz, intensité de traitement de 1 % de l’intensité de sortie maximale (c’est-à-dire 0,035 Tesla), temps de stimulation de 5 s, période de repos de 20 s. Administrez 600 impulsions avec un temps de traitement unique de 2,5 min.
  2. Pendant la stimulation magnétique, positionnez le centre de la bobine dans l’alignement avec le centre de la plaque de culture et assurez-vous que la bobine s’adapte parfaitement au bas de la plaque de culture.
    1. Prédéterminez les paramètres de la stimulation magnétique et fixez la direction de la bobine de stimulation magnétique pour qu’elle soit perpendiculaire au sol et orientée vers le haut. Stérilisez la bobine de stimulation magnétique avec de l’alcool pour éviter la contamination des cellules.
    2. Ensuite, récupérez la plaque de culture cellulaire de l’incubateur et positionnez-la au-dessus de la bobine de stimulation magnétique pour la stimulation magnétique. Stérilisez la plaque en vaporisant de l’alcool dessus, puis remettez-la dans l’incubateur. Gardez l’assiette couverte tout au long du processus.

5. Test de phagocytose microgliale des débris de myéline

  1. Traitement de stimulation magnétique répétée pour le groupe LPS+rMS
    1. Utilisez CFSE (50 μM) pour marquer les débris de myéline afin d’évaluer la phagocytose. Plaque 1 x 104 cellules BV-2 dans des plaques de 24 puits pendant la nuit. Remplacer le milieu par un milieu sans sérum et traiter les cellules avec du lipopolysaccharide (LPS ; 1 μg/mL) pendant 12 h. Aspirez doucement l’ancien milieu à l’aide d’une pipette, puis ajoutez immédiatement le nouveau milieu sans sérum à l’aide de la pipette.
    2. Après une période de 12 h d’intervention LPS, ajouter les débris de myéline (100 μg/mL) au milieu pour la co-culture dans des conditions sombres. Soumettez les cellules à des interventions répétées de stimulation magnétique comme décrit à l’étape 4.2.
  2. Immunofluorescence et imagerie
    1. Lavez délicatement les débris de myéline non adsorbés avec du PBS et fixez les cellules avec 4 % de PFA pendant 15 min. Bloquez les cellules avec du PBS contenant 10 % d’albumine sérique d’âne et 0,3 % de Triton X-100 pendant 1 h à température ambiante, puis lavez-les avec du PBS et incubez avec de l’anticorps primaire (IBA-1, 1:200) à 4 °C pendant la nuit.
    2. Incuber les cellules avec des anticorps secondaires (1:300, souris) pendant 2 h à température ambiante. Capturez des images à l’aide d’un microscope confocal à 40x et 20x.

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Résultats

Dans cette étude, nous avons d’abord nourri des cellules microgliales BV-2 in vitro en extrayant des débris de myéline dérivés du cerveau et en utilisant une stimulation magnétique répétitive pour améliorer leur capacité phagocytaire. Par la suite, des cellules microgliales BV-2 ont été cultivées et soumises à une intervention LPS avant la stimulation magnétique, émulant ainsi l’état in vivo de la microglie sous une validation neurologique rigoureuse. Par la suite, une intervention rMS a été appliquée a...

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Discussion

La stimulation magnétique répétitive (rMS) est une technique de neurostimulation non invasive qui a été largement appliquée dans le traitement de divers troubles neurologiques et psychiatriques, notamment les troubles cognitifs, la maladie d’Alzheimer (MA), les accidents vasculaires cérébraux, les lésions cérébrales et les lésions de la moelle épinière (LME). La rMS utilise un champ magnétique pulsé pour moduler le potentiel membranaire des neurones, influençant sélectivement l’excitabil...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par des subventions de la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82302877, 82172541), de la Fondation des sciences naturelles de la province du Hunan (2023JJ30549).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Milieu de montage anti-décoloration avec DAPIBeyotime, ChineP0131
BCAKit ThermoFisher Scientific, Amérique23227
Bv-2 celluleATCCCBP60922
Culture cellulaire 12 puitsPlaques Biofil, Chine
Culture cellulaire 24 puitsBiofil, Chine
Balayage laser confocal MicroscopeZeiss, Allemagne800
Incubateur à température constanteThermoFisher Scientific, Amérique
CFSEMedChemExpress, AmériqueHY-158820
DMEM-Culture mediumKeyGen, ChineKGL1202-500
FBSGibco, Amérique16250078
Iba1Abcam, Amériqueab48004
Appareil de stimulation magnétiqueYiruide, ChineCCY-IA
Bobine de stimulation magnétiqueYiruide, Chine
ParaformaldéhydeBioSharp, Chine
PBSKeyGen, ChineKGL2210-500
Pénicilline-StreptomycineGibco, Amérique15140-122
SaccharoseMedChemExpress, AmériqueHY-B1779
TrypsinKeyGen, ChineKGL2107-100
UltracentrifugeuseBeckman, AmériqueL-100XP

Références

  1. Osso, L. A., Hughes, E. G. Dynamics of mature myelin. Nat Neurosci. 27 (8), 1449-1461 (2024).
  2. Gao, R., et al. Myelin debris phagocytosis in demyelinating disease. Glia. 72 (11), 1934-1954 (2024).
  3. Kopper, T. J., Gensel, J. C. Myelin as an inflammatory mediator: Myelin interactions with complement, macrophages, and microglia in spinal cord injury. J Neurosci Res. 96 (6), 969-977 (2018).
  4. Yu, F., et al. Phagocytic microglia and macrophages in brain injury and repair. CNS Neurosci Ther. 28 (9), 1279-1293 (2022).
  5. Filbin, M. T. Myelin-associated inhibitors of axonal regeneration in the adult mammalian CNS. Nat Rev Neurosci. 4 (9), 703-713 (2003).
  6. Sen, M. K., Mahns, D. A., Coorssen, J. R., Shortland, P. J. The roles of microglia and astrocytes in phagocytosis and myelination: Insights from the cuprizone model of multiple sclerosis. Glia. 70 (7), 1215-1250 (2022).
  7. Jia, J., et al. The role of microglial phagocytosis in ischemic stroke. Front Immunol. 12, 790201(2021).
  8. Kettenmann, H., Hanisch, U. K., Noda, M., Verkhratsky, A. Physiology of microglia. Physiol Rev. 91 (2), 461-553 (2011).
  9. Shen, S., et al. Neutrophil nanovesicle protects against experimental autoimmune encephalomyelitis through enhancing myelin clearance by microglia. ACS. 16 (11), 18886-18897 (2022).
  10. Cignarella, F., et al. TREM2 activation on microglia promotes myelin debris clearance and remyelination in a model of multiple sclerosis. Acta Neuropathol. 140 (4), 513-534 (2020).
  11. Dufor, T., Lohof, A. M., Sherrard, R. M. Magnetic stimulation as a therapeutic approach for brain modulation and repair: Underlying molecular and cellular mechanisms. Int J Mol Sci. 24 (22), 16456(2023).
  12. Martin, D. M., McClintock, S. M., Forster, J. J., Lo, T. Y., Loo, C. K. Cognitive enhancing effects of rTMS administered to the prefrontal cortex in patients with depression: A systematic review and meta-analysis of individual task effects. Depress Anxiety. 34 (11), 1029-1039 (2017).
  13. Kamo, T., et al. Repetitive peripheral magnetic stimulation for impairment and disability in people after stroke. Cochrane Database Syst Rev. 9 (9), CD011968(2022).
  14. Wang, Y., Wang, L., Ni, X., Jiang, M., Zhao, L. Efficacy of repetitive transcranial magnetic stimulation with different application parameters for post-stroke cognitive impairment: A systematic review. Fron Neurosci. 18, 1309736(2024).
  15. Chu, F., et al. Transcranial magneto-acoustic stimulation attenuates synaptic plasticity impairment through the activation of Piezo1 in alzheimer's disease mouse model. Research. 6, 0130(2023).
  16. Zhai, C., et al. Repeated trans-spinal magnetic stimulation promotes microglial phagocytosis of myelin debris after spinal cord injury through LRP-1. Exp Neurol. 379, 114844(2024).
  17. Qin, T., et al. Repetitive transcranial magnetic stimulation ameliorates cognitive deficits in mice with radiation-induced brain injury by attenuating microglial pyroptosis and promoting neurogenesis via BDNF pathway. Cell Comm Signal. 22 (1), 216(2024).
  18. Qian, F., et al. Microglia and astrocytes responses contribute to alleviating inflammatory damage by repetitive transcranial magnetic stimulation in rats with traumatic brain injury. Neurochem Res. 49 (9), 2636-2651 (2024).
  19. Luo, J., et al. Repetitive transcranial magnetic stimulation improves neurological function and promotes the anti-inflammatory polarization of microglia in ischemic rats. Front Cell Neurosci. 16, 878345(2022).
  20. Jannati, A., Oberman, L. M., Rotenberg, A., Pascual-Leone, A. Assessing the mechanisms of brain plasticity by transcranial magnetic stimulation. Neuropsychopharmacol. 48 (1), 191-208 (2023).
  21. Luo, L., et al. Intermittent theta-burst stimulation improves motor function by inhibiting neuronal pyroptosis and regulating microglial polarization via TLR4/NFκB/NLRP3 signaling pathway in cerebral ischemic mice. J Neuroinflammat. 19 (1), 141(2022).
  22. Eichler, A., et al. Microglial cytokines mediate plasticity induced by 10 Hz repetitive magnetic stimulation. J Neurosci. 43 (17), 3042-3060 (2023).
  23. Kent, S. A., Miron, V. E. Microglia regulation of central nervous system myelin health and regeneration. Nat Rev Immunol. 24 (1), 49-63 (2024).
  24. Yong, V. W. Microglia in multiple sclerosis: Protectors turn destroyers. Neuron. 110 (21), 3534-3548 (2022).
  25. Sarlus, H., Heneka, M. T. Microglia in Alzheimer's disease. J Clin Invest. 127 (9), 3240-3249 (2017).
  26. Cantuti-Castelvetri, L., et al. Defective cholesterol clearance limits remyelination in the aged central nervous system. Science. 359 (6376), 684-688 (2018).
  27. Norton, W. T., Poduslo, S. E. Myelination in rat brain: Method of myelin isolation. J Neurochem. 21 (4), 749-757 (1973).
  28. Gordon, S. Phagocytosis: An immunobiologic process. Immunity. 44 (3), 463-475 (2016).

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