Implantation d’appareils d’électroencéphalogramme et de télémétrie d’électrocardiogramme dans des kits de lapin nouveau-né

Résumé

Les mécanismes de la mort subite inattendue dans l’épilepsie (SUDEP) sont mal compris et difficiles à traduire à partir des modèles actuels. Les lapins transgéniques peuvent offrir des informations sur ces mécanismes. Nous décrivons une méthode d’enregistrement continu à long terme de l’électroencéphalographie et de l’électrocardiographie dans des chatons de lapin transgénique afin d’évaluer les événements graves pouvant entraîner la mort.

Résumé

Les variants pathogènes des gènes des canaux ioniques sont associés à un taux élevé de mort subite et inattendue dans l’épilepsie (SUDEP). Les mécanismes de la SUDEP sont mal compris, mais peuvent impliquer un dysfonctionnement autonome et des arythmies cardiaques en plus des convulsions. Certains gènes des canaux ioniques sont exprimés à la fois dans le cerveau et le cœur, ce qui peut augmenter le risque de SUDEP chez les patients atteints de canalopathies ioniques associées à l’épilepsie et aux arythmies cardiaques. Les lapins transgéniques exprimant des variantes de l’épilepsie fournissent un organisme entier pour étudier la physiologie complexe de la SUDEP. Il est important de noter que les lapins reproduisent plus fidèlement la physiologie cardiaque humaine que les modèles murins. Cependant, les modèles de lapins ont des considérations supplémentaires en matière de santé et d’anesthésie lorsqu’ils subissent des procédures de surveillance invasives. Nous avons mis au point une nouvelle méthode pour implanter chirurgicalement un dispositif de télémétrie pour la surveillance simultanée à long terme de l’électroencéphalogramme (EEG) et de l’électrocardiogramme (ECG) dans les kits de lapin nouveau-né. Ici, nous démontrons des méthodes chirurgicales pour implanter un appareil de télémétrie dans des kits P14 (plage de poids 175-250 g) avec une attention particulière à l’approche chirurgicale, à l’anesthésie et à la surveillance appropriées, et aux soins postopératoires, ce qui entraîne un faible taux de complications. Cette méthode permet une surveillance continue de l’électrophysiologie neurale et cardiaque aux moments critiques du développement des arythmies cardiaques, des convulsions et des SUDEP potentielles dans des modèles de lapin d’épilepsies génétiques ou acquises.

Introduction

La mort subite et inattendue dans l’épilepsie (SUDEP) est l’une des principales causes de décès chez les patients atteints d’épilepsie. Les mécanismes de la SUDEP sont mal compris, mais impliquent potentiellement un dysfonctionnement autonome, une apnée et des arythmies cardiaques en plus des crises d’épilepsie 1,2,3,4,5,6,7. Les patients atteints d’épilepsie génétique liée à la canalopathie ont l’un des taux les plus élevés de SUDEP. Par exemple, la SUDEP survient chez jusqu’à 20 % des patients avec des variantes du gène du canal sodique voltage-dépendant SCN1A⁸, le gène responsable du syndrome de Dravet, une épilepsie génétique qui apparaît au cours de la première année de vie. De nombreux gènes des canaux ioniques liés à l’épilepsie sont exprimés à la fois dans le cerveau et le cœur, les données de laboratoire et cliniques suggérant que des arythmies cardiaques peuvent être présentes chez les patients atteints d’épilepsies génétiques liées à la canalopathie^{7, 9, 10, 11, 12}, augmentant potentiellement leur risque de SUDEP en raison d’une arythmie cardiaque mortelle induite par une crise ou de l’apparition simultanée de crises et d’arythmies. L’évaluation de la SUDEP en laboratoire pose de nombreux défis. D’un point de vue cardiaque, les potentiels d’action cardiaque chez la souris sont très différents de ceux de l’homme¹³, et les modèles humains iPSC-myocytes cardiaques¹⁴ ne peuvent pas reproduire les complexités de l’organisme entier. Les modèles transgéniques d’épilepsie génétique chez le lapin constituent un système idéal pour étudier la SUDEP, car la physiologie cardiaque du lapin reproduit plus fidèlement celle de l’homme^13,15, tout en fournissant un organisme entier pour étudier la physiopathologie complexe. Étant donné que la SUDEP peut survenir dès la première crise, il est essentiel d’évaluer ces modèles animaux à un stade précoce pour comprendre l’apparition des crises et des arythmies cardiaques. L’enregistrement vidéo pendant la période néonatale est difficile, car les chatons sont souvent encore dans le nid. L’enregistrement continu d’un électroencéphalogramme (EEG) ou d’un électrocardiogramme (ECG) avec un système filaire traditionnel n’est pas possible lorsque les kits sont avec la digue. Il est peu probable que l’enregistrement intermittent permette de saisir des événements terminaux rares associés à la SUDEP. Nous nous sommes donc tournés vers le suivi télémétrique implantable sans fil pour fournir un enregistrement EEG et ECG simultané à long terme, continu et simultané dans les kits de lapin.

Les clés du succès de ce protocole sont une anesthésie appropriée et un soutien postopératoire pour ces animaux vulnérables. Les lapins courent un risque beaucoup plus élevé de mort par anesthésie (1,39 % à 4,8 %) que les chiens et les chats (0,17 % à 0,24 %) en raison de caractéristiques anatomiques et physiologiques uniques^16,17. Les principaux facteurs contribuant à ce risque accru d’anesthésie comprennent une gestion sous-optimale des voies respiratoires et des complications postopératoires aiguës. De multiples facteurs contribuent à la difficulté de l’intubation chez les lapins, notamment une bouche longue et étroite avec une langue large, un angle aigu entre la bouche et le larynx, un déplacement dorsal de l’épiglotte, une susceptibilité accrue aux traumatismes laryngés et une propension accrue au laryngospasme 18,19,20. Après l’épisode d’anesthésie immédiat, les lapins risquent de développer un syndrome de stase gastro-intestinale potentiellement mortel. Il s’agit d’un problème complexe et multifactoriel, et l’anesthésie est supposée être contributive via des effets directs de médicaments inhibant la motilité gastrique et/ou l’anorexie secondaire post-procédurale pour n’importe quelle raison (douleur non soulagée, nausées, etc.)²¹. Aéroport de Lyna

La physiologie unique des lapins, des nouveau-nés et des nourrissons complique les défis associés à l’anesthésie et à la chirurgie. Les lapins ont des jeunes nés nidicoles avec des mécanismes sous-développés pour l’homéostasie physiologique et des considérations anatomiques particulières. L’accès et la surveillance par voie intraveineuse sont difficiles car la plupart des produits commerciaux ne sont pas optimisés pour la petite taille vasculaire, la fréquence cardiaque élevée au repos et la peau pigmentée des lapins à ceinture hollandaise et à croix blanche de Nouvelle-Zélande. Étant donné que le débit cardiaque dépend essentiellement de la fréquence cardiaque chez les nouveau-nés²² et qu’en général, la clairance du médicament par voie rénale ou hépatique est réduite par rapport aux adultes²³, il est essentiel de prendre en compte le choix du médicament et la posologie appropriés. On pense que la principale cause de mort par anesthésie chez les lapins est secondaire à la dépression respiratoire et à l’apnée. En plus des problèmes de gestion des voies respiratoires déjà discutés pour tous les lapins, les nouveau-nés ont une respiration déprimée face à l’hypoxémie et à l’hypercapnie, ce qui rend cet aspect déjà difficile de l’anesthésie plus risqué²⁴.

Dans ce protocole, nous décrivons une méthode réussie d’implantation de télémétrie EEG et ECG (Figure 1) dans un modèle d’épilepsie néonatale chez le lapin avec un taux de survie chirurgical et anesthésique élevé. Ces informations permettront à d’autres chercheurs de s’attaquer à des modèles de lapins néonatals difficiles pour faire avancer la recherche sur l’épilepsie, l’arythmie cardiaque et les troubles neurodéveloppementaux connexes.

Protocole

Tous les travaux décrits ont été examinés et approuvés par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux de l’Université du Michigan dans le cadre d’un protocole d’utilisation des animaux approuvé et sont conformes aux lois et directives fédérales pertinentes, y compris la loi sur le bien-être des animaux de l’USDA et la politique du service de santé publique des NIH. L’Université du Michigan est une institution accréditée par l’AAALACi.

1. Préparation des animaux

1. Kits de rasage grossier (âge P14-P19, poids >175 g) 1 à 2 jours avant l’intervention pour minimiser le temps d’anesthésie le jour de l’intervention à l’aide d’une tondeuse.
2. Stérilisez à l’autoclave ou au gaz tous les outils et matériaux chirurgicaux (dans la mesure du possible) en préparation de l’intervention.
3. Induire l’anesthésie avec de la kétamine (10 mg/kg IM), du HCl de buprénorphine (0,01 mg/kg IM) 0,3 mg/mL dilué à 0,03 mg/mL, et du sévoflurane et de l’oxygène par anesthésie par masque à l’aide d’un circuit sans réinspiration.
4. Placez un cathéter intraveineux (IV) de 26 g dans la veine auriculaire (de préférence) ou la veine céphalique et rincez avec une solution saline héparinisée à 10 unités/ml.
5. Rasez l’abdomen, la poitrine, le dos, le cou et la tête aussi près que possible de la peau à l’aide d’une lame #40 ou #50.
6. Appliquez une pommade ophtalmique lubrifiante non médicamenteuse pour prévenir l’ulcération de la cornée.
7. Administrer des analgésiques (carprofène 4 mg/kg SQ - dilué à 25 mg/mL) et un antibiotique périopératoire (céfazoline 20 mg/kg IV dilué à 50 mg/mL). Réadministrez des antibiotiques toutes les 90 à 180 minutes de temps chirurgical.

2. Préparation chirurgicale (figure 2)

1. Transférez le kit anesthésié sur la table d’opération et placez-le en décubitus dorsal sur un coussin chauffant infrarouge contrôlé par un thermomètre rectal.
2. Placez le nez et la bouche dans un masque facial imprimé en 3D personnalisé connecté à un connecteur pivotant à un circuit Jackson-Rees sans réinspiration (sac de 0,5 L) et maintenez une anesthésie au sévoflurane (1,5 % à 7 % pour l’effet) avec un débit d’oxygène de 2 L/min.
3. Maintenez l’anesthésie avec du sévoflurane et surveillez la profondeur de l’anesthésie à l’aide d’un oxymètre de pouls sur l’oreille ou la patte et/ou d’un Doppler sur l’artère fémorale ou directement sur le cœur.
4. Ajustez l’anesthésie tout au long de la procédure pour maintenir la fréquence cardiaque (FC) entre 180 et 260, la saturation en oxygène >85 % et la fréquence respiratoire entre 10 et 50 respirations par minute (visualisation directe des excursions ou du mouvement du sac de réinspiration).
   REMARQUE : Ayez à votre disposition des médicaments d’urgence (glycopyrrolate, épinéphrine, doxapram).
5. Fixez le kit au masque facial en collant doucement les membres avant sur le masque.
6. Positionnez le kit dans une position légèrement latérale droite en fixant lâchement la patte arrière gauche à la table d’opération.
7. Préparez l’ensemble de l’abdomen avec un gommage chirurgical réchauffé alternant bétadine et sérum physiologique.
   REMARQUE : Une solution chirurgicale supplémentaire peut être utilisée pour terminer le gommage si vous le souhaitez. Le chirurgien, portant des blouses dédiées, un bonnet et des couvre-chaussures, frottera et enfilera aseptiquement une blouse et des gants stériles pour effectuer la procédure dans des conditions stériles.
8. Placez des serviettes chirurgicales adhésives de chaque côté du kit et couvrez-le d’un grand champ chirurgical. Découpez un trou de taille appropriée pour exposer l’abdomen et la poitrine.
9. Ouvrez l’implant sur le champ opératoire et placez des sutures d’ancrage non résorbables dans chacun des trous d’ancrage de l’implant. Laissez la suture attachée avec une queue de 5 à 6 cm (Figure 3A). Placez l’implant dans un bol de sérum physiologique chauffé.

3. Pose de l’implant dans l’abdomen

1. Après avoir assuré une anesthésie adéquate, faites une incision de 3 cm à travers la peau le long de la linea alba avec un scalpel.
2. Faites une incision soigneuse à travers le muscle pour ouvrir la cavité péritonéale.
3. Placez l’implant dans la partie crânienne de la cavité abdominale et positionnez-le à gauche de l’incision.
4. À l’aide d’un trocart, le fil ECG négatif est creusé dans la cavité péritonéale et la peau à environ 2 cm à droite de l’incision. Tunnelisez les 3 fils restants à 3-4 cm à gauche de l’incision pour permettre à l’implant de s’asseoir confortablement dans la cavité péritonéale.
5. Fixez l’implant avec les sutures d’ancrage à la paroi ventrale de la cavité péritonéale, en veillant à ce qu’il n’y ait pas de piégeage intestinal (Figure 3B).
6. Fermez la paroi abdominale avec une suture résorbable de manière continue.
7. Fermez l’incision cutanée avec une suture non résorbable selon un schéma interrompu.

4. Placement des dérivations ECG

1. Tunnelisez la sonde ECG négative sous-cutanée vers la partie supérieure droite du thorax au niveau de la première côte.
2. Disséquez étourdement une poche sous-cutanée pour enrouler lâchement environ 10 cm de fil.
   REMARQUE : Des bobines serrées sous la peau peuvent entraîner une érosion de la peau et une exposition du fil.
3. Coupez l’excédent de fil et créez une boucle avec le fil exposé en attachant l’extrémité au fil isolé avec une suture non résorbable.
4. Fixez la boucle au muscle avec 2 sutures non résorbables.
5. Fermez le muscle péritonéal à droite autour du fil avec 1 à 2 sutures résorbables selon un schéma interrompu.
6. Fermez la peau au niveau de la partie supérieure droite de la poitrine et de l’abdomen droit avec 2 à 3 points de suture non résorbables de manière interrompue.
7. Tunnelisez le conduit ECG positif vers la côte inférieure gauche et répétez les étapes ci-dessus pour le fixer au muscle et fermer l’incision.
8. Tunnel : l’EEG mène par voie sous-cutanée vers le côté latéral gauche, aussi loin que possible dans le champ opératoire.
9. Ajoutez 1 suture résorbable au muscle péritonéal gauche autour des fils émergents. Fermez la peau avec une suture non résorbable selon un schéma interrompu.
10. Enveloppez les fils EEG exposés avec du papier d’aluminium stérile.

5. Préparation de la face dorsale

1. Un assistant non stérile enlèvera ensuite le drap stérile et l’attache de jambe.
2. Mettez le kit en position couchée (Figure 2B) tout en vous assurant que le masque reste bien en place en le tournant à l’aide du connecteur pivotant entre le masque et le circuit. Ajustez les moniteurs d’oxymètre de pouls et/ou de doppler au besoin pour assurer une surveillance anesthésique continue.
3. Préparez le champ opératoire avec un gommage à la bétadine pour inclure la tête, le cou et tout le dos, en prenant soin de frotter autour de la région des fils sortants du côté gauche.
4. Le chirurgien placera ensuite une serviette adhésive stérile sous le côté gauche pendant que le paquet de fils en papier d’aluminium est tenu par un assistant non stérile.
5. Retirez stérilement et délicatement les fils du sachet d’aluminium et placez-les sur le champ stérile. Terminez le drapage avec des serviettes stériles.
6. Couvrez d’un champ stérile et découpez une fenêtre suffisamment grande pour exposer tout le champ stérile.

6. Placement des sondes EEG

1. Faites une incision de 3 cm à travers le cuir chevelu au milieu de la ligne médiane pour exposer le crâne.
2. Utilisez un trocart pour creuser sous-cutané les dérivations EEG du côté gauche vers le crâne.
3. Nettoyez et grattez le périoste des os pariétaux exposés à l’aide d’un scalpel.
4. Insérez une perceuse à main dans un couvercle d’échographie stérile. Insérez une fraise de perceuse de 1,0 mm dans la perceuse.
5. Percez des trous de bavure bilatéraux dans les os pariétaux à environ 0,5 cm en avant du lambda et 0,5 cm latéralement par rapport à la suture sagittale.
   REMARQUE : Attention à la quantité de pression exercée sur le crâne dorsal car cela peut obstruer les voies respiratoires ventrales, donc la surveillance respiratoire est essentielle à ce stade de la procédure. Une baisse régulière ou significative de la fréquence cardiaque peut indiquer une occlusion respiratoire (bradycardie secondaire à l’apnée) et devrait inciter à une évaluation et à une action immédiates.
6. À l’aide d’une pince fine, placez une vis dans le trou de la bavure. À l’aide du tournevis, l’insertion est à peu près à mi-sens (Figure 3C).
7. Disséquez étourdement une poche sous-cutanée le long de la nuque pour enrouler lâchement environ 10 cm de fil.
8. Coupez l’excédent de fil. Dénudez l’isolant de la pointe et étirez le fil.
9. Créez une boucle à l’extrémité du fil exposé en faisant un nœud, en gardant une petite boucle. Placez la boucle sur la vis et serrez la vis sur le crâne, en vous assurant que le fil touche la vis. Placez le fil de terre à gauche et le fil d’enregistrement à droite.
10. Évaluez la fidélité des signaux de télémétrie sur le logiciel d’analyse une fois que tous les fils sont en place. Le signal EEG apparaîtra à une faible amplitude pendant que le kit est sous sédatif.
11. Fixez les vis et les fils au crâne avec de l’acrylique dentaire et laissez-le durcir complètement.
12. Fermez la peau avec une suture non résorbable sur la tête et le flanc gauche.
13. Injecter de la bupivacaïne (dose maximale de 2 mg/kg de 5 mg/mL diluée à 2,5 mg/mL) par voie sous-cutanée à chaque incision. Couvrez chaque incision avec une petite quantité de colle cutanée administrée à l’aide d’une seringue à tuberculine.

7. Récupération de l’anesthésie

1. Arrêtez l’anesthésie au sévoflurane et ne fournissez que de l’oxygène pendant au moins 5 minutes tout en retirant le ruban adhésif restant, le drapage et la surveillance anesthésique.
2. Vérifiez la glycémie à l’aide d’un glucomètre et administrez des liquides sous-cutanés réchauffés à 10 % du poids corporel (kg).
3. Une fois que l’animal réagit à un stimulus douloureux (pincement des orteils), placez-le dans un incubateur de récupération réglé à 37-38 °C.
   REMARQUE : Souvent, la température du kit baissera considérablement pendant ce transfert. Il peut être avantageux de retourner le kit dans le coussin chauffant infrarouge à biofeedback ou de fournir une chaleur supplémentaire supplémentaire.
4. Surveillez visuellement en permanence et enregistrez la température rectale, les lectures de l’oxymètre de pouls, la fréquence cardiaque et la fréquence respiratoire toutes les 10 à 15 minutes.
5. Une fois que l’animal est constamment ambulatoire et alerte, retirez le cathéter intraveineux et appliquez une pression sur le site jusqu’à ce que le saignement cesse.

8. Soins postopératoires et suivi

1. Retournez le kit à la mère et aux compagnons de portée. Assurez-vous que du matériel de nidification et des aliments supplémentaires (tableau des matériaux) sont disponibles dans la cage pour aider à la thermorégulation et à la récupération.
2. Vérifiez le kit tous les jours pendant 7 à 10 jours après la chirurgie, pesez-le quotidiennement et fournissez une nutrition supplémentaire dans la cage.
3. Pendant les 2 premiers jours suivant la récupération (J1 et J2), administrer des analgésiques supplémentaires toutes les 24 h (carprofène 4 mg/kg SQ - dilué à 5 mg/mL) et des liquides sous-cutanés (5-7 mL).
4. Pendant les 3 premiers jours après la récupération (J1, J2 et J3), vérifiez le kit deux fois par jour, en évaluant les signes de douleur, de déambulation, d’apparence incisionnelle et d’hydratation. Une fois par jour pendant cette période, prenez la température du kit pour vous assurer qu’il n’y a aucun signe d’infection et une thermorégulation appropriée.
5. Retirez les sutures si les incisions guérissent correctement à 7-10 jours.

Résultats

Le succès de ce projet a nécessité le développement de plusieurs paramètres dans la procédure d’implant et le protocole d’enregistrement. La chirurgie implantaire a été tentée ou réalisée sur 16 petits lapins, dont 14 ont survécu avec succès à la procédure. Parmi eux, 12 ont survécu jusqu’au point final expérimental. Les raisons de la mort peropératoire ou postopératoire sont mises en évidence dans le tableau 1, ainsi que les modifications apportées à la procédure qui ont permis d’atteindre le résultat e...

Discussion

Le protocole décrit pour l’induction, la surveillance et le soutien de l’anesthésie équilibre les besoins de recherche pour l’approche chirurgicale et la facilité avec les normes d’or des soins vétérinaires. Avant que le laboratoire n’adopte le protocole décrit comme procédure standard, plusieurs autres améliorations potentielles ont été testées, notamment la pose d’implants sous-cutanés dorsaux, l’utilisation d’un tube endotrachéal ou d’un masque laryngé et l’utilisation d’un stéthoscop...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Enveloppe élastique de 1 pouce - Coban ou Vetwrap	3M	https://www.3m.com/3M/en_US/p/d/b00003186/
4-0 PDS suture monofilament	Ethicon	https://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
5-0 Suture en nylon	Ethicon	https://www.jnjmedtech.com/en-US/company/ethicon/all-products
Ordinateur d’acquisition	Dell
Serviettes chirurgicales adhésives	N/A	/A
Circuit d’anesthésie - Jackson-Reevs avec poche respiratoire de 0,5 L	JorVet	J0248GA
Gommage à la bétadine	N/A	/A
Bupivicaïne (0,5 %)	N/A	N/A	Dilué à 2,5 mg/mL avant administration
Buprénorphine (0,3 mg/mL)	N/A	N/A	Dilué à 0,03 mg/mL avant l’administration.
Meule - 1,00 mm	Cell Point Scientific	60-1000	pour percer le crâne
Cafazoline (1 g lypholisée)	N/A	N/A	Dilué à 50 mg/mL
Carprofène (50 mg/mL)	MWI Vétérinaire		Dilué à 25 mg/mL avant administration
Applicateurs à embout en coton	N/A	N/A
Masque facial imprimé en 3D personnalisé	N/A
Acrylique dentaire	N/A	N/A
Diet Gel Criticare	Clear H2O	72-05-5042	Soutien nutritionnel  ;
Gel Dopper - Aquasonic	Patterson  ;	07-890-5542
Doppler - Vet-Dop2	Patterson	07-888-8986
Doxapram (20 mg/mL)	MWI Vétérinaire	N/A	Urgence seulement
Dumont #5 Pinces	Outils de science	fine 11254-20	Pour vis de maintien
Duraprep	3M	8630	Préparation finale de la peau
ecgLogiciel d’analyse de données automatique	emka technologies	N/A
Épinéphrine (1:1000)	MWI Vétérinaire	N/A	Urgence seulement
Gaze	N/A	N/A
Glucomètre ipet Pro	MWI Veterinary	63867	Surveiller en cas de mauvaise récupération
Glycopyrrolate (0,2 mg/mL)	MWI Vétérinaire	N/A	Urgence seulement
Échelle en grammes	N/A	N/A
Hemostats	Fine Science Tools	13008-12	Tenir les boucles de fil tout en attachant la boucle en place
Idéal Micro-drill	Cell Point Scientific	67-1204	Pour percer le crâne
	Incubateur DRE-veterinary (Infantia - NB1)	N/A
Boîte à induction	VetEquip	941444
Coussin chauffant Infared - RightTemp Jr	Kent Scientific Corporation	RT-0502
IOX2 logiciel d’acquisition de données	emka technologies	N/A
IV Cathéter - Covidein Monoject 26 G, 3/4 pouce PTFE  ;	Patterson  ;	07-836-8494
kétamine (100 mg/mL)	MWI Vétérinaire	N/A
Ruban médical	N/A	N/A
Pince à motif étroit - droite/12 cm	Outils de science fine	11002-12
Stéthescope néonatal	Ultrascope	N/A
Olsen-Hegar Porte-aiguille avec ciseaux - 12 cm	Outils de science fine	12002-12	Pour la suture
Pommade ophtalmique Puralube	MWI Vétérinaire	N/A	Administré aux deux yeux pendant l’anesthésie
Lubrifiant ophtalmique - Paralube Vet	Patterson  ;	07-888-2572
Oxymètre de pouls (AccuWave Portable )	Patterson	07-892-9128	Pour la préparation et la récupération ; lecture de la FC jusqu’à 400
Oxymètre de pouls (SDI - Vet/Ox plus 4700)	Heska	N/A	Per-opératoire ; n’est plus produit
Récepteur	emka technologies	N/A	1 récepteur pour 4 implants de télémétrie
Thermomètre rectal	N/A	/A
Scalpel	Fine Science Tools	10003-12
Ciseaux	Fine Science Tools	14002-12	Pour couper le rideau
Tournevis - 1.0 mm	N/A	N/A	Du mini-tournevis pour électronique
Vis 00-96 x 3/32 (2.4 mm)	Protech International	8L0X3905202F
Sevoflurane	MWI Maintenance vétérinaire		anesthésie
Vaporisateur de sévoflurane et appareil d’anesthésie	N/A	N/A
Colle pour la peau, Gluture	MWI Veterinary	34207	Appliquer avec parcimonie avec seringue
Petits ciseaux	Outils de science fine	14084-08
Feuille d’aluminium stérile	N/A	N/A	Pour enrouler les fils avant de faire pivoter l’animal  ;
Pinceau stérile	N/A	N/A	Pour appliquer l’acrylique dentaire  ;
Solution saline stérile	N/A	N/A
Gants chirurgicaux stériles	N/A	N/A
Couverture d’échographie stérile	N/A	N/A	Pour couvrir la perceuse
Eau stérile	N/A	N/A	Pour la reconstitution de la céfazoline
Lame chirurgicale n° 15	N/A	N/A
Champ chirurgical	N/A	N/A
Blouse chirurgicale	N/A	N/A
Connecteur pivotant - Jorgensen Labs	Patterson  ;	07-802-2349	Pour connecter le circuit d’anesthésie au masque facial
Télémétrie implant	emka technologies	; easyTEL+_M1_EETA_B_35
Trocart	SAI	TRO-10-6	Pour tunnelier les fils