Teneur en flavonoïdes pendant la croissance et le développement floral de Calendula officinalis L.

Résumé

Nous présentons ici la méthode colorimétrique du chlorure d’aluminium, une technique analytique directe permettant de déterminer quantitativement les flavonoïdes dans le calendula. Cette approche utilise une réaction chimique simple impliquant le traitement de l’extrait de calendula avec un réactif de chlorure d’aluminium, formant un complexe coloré. L’intensité de la couleur, évaluée à l’aide de la spectrophotométrie, est corrélée à la concentration en flavonoïdes.

Résumé

Le souci en pot (Calendula officinalis L.) aux usages multiples, notamment ses applications médicinales en raison de sa richesse et de sa diversité en métabolites secondaires, tels que les flavonoïdes, qui possèdent des propriétés anti-inflammatoires et antioxydantes. Cette étude a analysé la croissance des plantes et la distribution de la biomasse, ainsi que la concentration totale de flavonoïdes dans les fleurs tubulaires, ligulées et les capitules tout au long du développement floral. . L’initiation et la différenciation florales ont eu lieu cinq semaines après la transplantation, suivant un schéma sigmoïde d’accumulation de biomasse dans ses organes ainsi qu’à la hauteur de la plante. Les organes aériens ont atteint une biomasse maximale de 76 g/g/plante au jour 69. Le taux de croissance absolu maximal était de 2,38 g/jour à 62 jours, tandis que le taux de croissance relatif le plus élevé a été enregistré dans les organes reproducteurs au jour 48 (0,137 g/g/jour). Les flavonoïdes, exprimés en équivalents quercétine, ont montré des concentrations plus élevées au cours des stades allant des boutons floraux sur le point de s’ouvrir aux capitules complètement ouverts (145-177 mg/g de matière sèche). Ces résultats soulignent l’importance de la récolte à des stades optimaux pour maximiser la teneur en flavonoïdes et exploiter leur potentiel pour des applications thérapeutiques et commerciales.

Introduction

L’intérêt croissant pour les métabolites secondaires des plantes médicinales est motivé par leurs diverses applications dans les industries pharmaceutiques, thérapeutiques, cosmétiques et autres. Parmi eux se trouve Calendula officinalis L., une plante herbacée annuelle de la famille des Astéracées originaire de la région méditerranéenne¹ mais largement cultivée dans le monde entier, a acquis une reconnaissance en raison des diverses utilisations de ses fleurs, y compris les applications ornementales, médicinales, industrielles et culinaires². Actuellement, l’Angleterre est le plus grand producteur mondial de C. officinalis³.

Les capitules sont l’organe le plus utilisé de cette plante car ils contiennent des composés bioactifs tels que des flavonoïdes, des caroténoïdes, des terpénoïdes, des huiles essentielles, des tanins, des coumarines, des glucides et des acides gras 3,4,5,6. Ces composés naturels contribuent à ses propriétés pharmacologiques, notamment ses effets anti-inflammatoires, antioxydants, antimicrobiens et cicatrisants⁷. Historiquement, C. officinalis, communément appelé souci en pot, a été utilisé dans les systèmes de médecine traditionnelle tels que l’Ayurveda et l’homéopathie pour soulager un large éventail de maux, des plaies cutanées et des troubles gastro-intestinaux aux irrégularités menstruelles et aux conditions inflammatoires⁸. Les applications modernes s’étendent aux industries pharmaceutique, alimentaire et cosmétique, où les extraits de calendula sont incorporés dans des crèmes, des sérums, des teintures et des systèmes d’administration de médicaments⁹. Malgré des recherches approfondies, il reste des défis à relever pour exploiter pleinement le potentiel thérapeutique de C. officinalis. La variabilité de la concentration des composés bioactifs due à des facteurs environnementaux et de culture souligne la nécessité de processus d’extraction et de formulation standardisés. L’activité biologique des flavonoïdes et leur identification dans les tissus végétaux sont des aspects essentiels du contrôle de la qualité^10,11.

Au Mexique, la culture du souci en pot se produit souvent sans une compréhension détaillée de ses processus de croissance et de son développement floral, limitant ainsi ses performances physiologiques, son rendement et la corrélation entre les composés bioactifs et les facteurs agronomiques. La concentration et la distribution des flavonoïdes dans les tissus végétaux sont influencées par les conditions de croissance et de culture, ce qui souligne l’importance d’étudier les processus physiologiques et de développement de cette espèce.

Cette étude visait à analyser la distribution de la biomasse et les relations entre les puits et les sources dans les organes végétatifs et reproducteurs de C. officinalis, à identifier les principaux événements de développement floral et à quantifier la concentration totale de flavonoïdes dans les capitules au moyen d’une méthode microspectrophotométrique proposée ici. Les résultats visent à optimiser les pratiques agricoles et à améliorer la qualité des produits dérivés de cette plante.

Protocole

1. Matériels et méthodes généraux

1. Expérience sur le terrain pour détecter l’initiation florale
   1. Configurez l’expérience dans des conditions de terrain. Repiquez les plants de calendula sur une surface de 153 m² avec une densité de plantation de plantes par mètre carré, espacées de 60 cm.
   2. Mettre en place le système d’irrigation goutte à goutte localisé avec un calibre 16/8000 REMARQUE : Le lot de semences utilisé dans cette expérience a été récolté à partir d’un seul génotype, puis sélectionné par la méthode de sélection de masse au cours des trois cycles de culture précédents. Pour un climat tempéré, le moment des semis est meilleur au printemps, suivi du repiquage environ 2 mois plus tard, lorsque les semis sont prêts. L’irrigation est recommandée une fois par semaine. Les ravageurs et les maladies doivent être évités et la gestion agronomique doit être effectuée en fonction des besoins de la culture.
2. Prélevez des échantillons de plantes sélectionnées tous les deux jours, à partir de 14 jours après le repiquage. Rechercher le méristème apical au microscope stéréoscopique (environ 40X) afin de déterminer la date d’apparition de l’inflorescence primordium.
   REMARQUE : Lorsque le méristème floral (FM) apparaît dans au moins la moitié des échantillons, cette date peut être enregistrée comme l’âge approprié pour le FM. L’unité expérimentale d’observation de l’initiation florale était de cinq méristèmes chez une seule plante, avec huit réplications (plantes). Analyse de la croissance et du développement floral
   1. Récupérez le capitule apical lorsque le bouton floral s’ouvre.
      REMARQUE : Assurez-vous que les fleurs ligulées sont visibles.
   2. Effectuer des prélèvements d’organes floraux au cours des sept dernières étapes florales¹² (Figure 1).
      REMARQUE : Dans cette expérience, cinq capitulums de huit plantes différentes ont été utilisés à chaque stade phénologique. Dans tous les cas, les fleurs ont été récoltées sur la partie apicale de la plante.
   3. Prélever des échantillons de plantes entières six fois au cours du cycle biologique.
   4. Sécher les échantillons prélevés pendant 48 h. Mesurer le poids sec des organes végétatifs et reproducteurs.
      REMARQUE : Le séchage est recommandé à 40 °C dans un four à circulation d’air.
   5. Calculer la résistance à l’enfoncement (SS) et l’activité à l’évier (SA) pour les organes végétatifs et reproducteurs¹³.
      REMARQUE : Pour l’acier inoxydable et l’AS, utilisez les formules équivalentes au taux de croissance absolu (AGR) et au taux de croissance relatif (RGR), respectivement.
   6. Tracez des courbes de croissance à l’aide d’une feuille de calcul.

2. Quantification des flavonoïdes totaux¹⁴

1. Faites sécher la matière végétale dans un four à air pulsé à 40 °C pendant 48 h.
2. Conservez le matériau séché dans des sacs en papier. Gardez-les dans l’obscurité à température ambiante (RT).
3. Congelez la matière végétale à l’aide d’azote liquide pour la préparer au broyage.
4. Broyez le matériau congelé dans un mortier en porcelaine jusqu’à ce qu’il atteigne une texture uniforme.
   REMARQUE : Soyez prudent lorsque vous manipulez de l’azote liquide, car il peut éclabousser au contact de la matière végétale.
5. Préparation de l’échantillon : Peser 25 mg de matière sèche pulvérisée de chaque échantillon. Ajouter 500 μL de méthanol à 80 %.
6. Extraction des flavonoïdes : Incuber le mélange dans une échographie à 70 °C pendant une h. Puis le centrifuger à 731 g pendant 13 min¹⁵.
7. Préparez les aliquotes : Prenez 150 μL de l’extrait obtenu et ajoutez 37 μL de méthanol à 80 %.
8. Mélangez 50 μL d’extrait, 100 μL de chlorure d’aluminium à 10 % et 100 μL d’acétate de potassium 1 M. Ajouter de l’eau distillée pour porter le volume total à 5 ml.
9. Laisser reposer la solution pendant 30 minutes à température ambiante.
10. . Un spectrophotomètre a été utilisé pour mesurer l’absorbance à 415 nm.
11. Générer une courbe d’étalonnage : Préparez une solution mère en dissolvant 2,7 mg de quercétine dans 10 ml de méthanol à 80 %. À partir de ce stock, préparez une série de 5 solutions de quercétine allant de 50, 100, 175, 250 et 350 μL, et diluez à 10 ml.
12. Préparez les échantillons d’étalonnage : Pour chaque solution de quercétine (500 μL), ajoutez 100 μL de chlorure d’aluminium à 10 % et 100 μL d’acétate de potassium 1M, 1,5 mL de méthanol à 80 % et 2,8 mL d’eau distillée.
13. Laissez reposer la solution pendant 40 minutes à température ambiante.
14. Mesurez l’absorbance des échantillons d’étalonnage à 415 nm avec le spectrophotomètre. Enregistrez les valeurs d’absorbance pour construire la courbe d’étalonnage.
    REMARQUE : Comparez la concentration totale de flavonoïdes dans les fleurs rayonnées, les fleurs tubulaires et les capitules entiers. Cette expérience a utilisé un plan expérimental entièrement randomisé avec cinq répétitions par traitement. La variable de réponse était la concentration de flavonoïdes ; les moyens de traitement ont été comparés au test de Tukey (SAS Institute, 2003).

Résultats

La croissance de C. officinalis a montré une cinétique d’accumulation de biomasse sigmoïde dans toute la plante et ses organes. Cette observation s’aligne sur les rapports d’autres auteurs, qui affichent systématiquement une courbe de croissance sigmoïde. Parmi les organes aériens, ce sont les tiges qui ont accumulé le plus de biomasse (figure 3). La croissance initiale de tous les organes aériens a été lente, la floraison et le développement des bourgeons commençant le 41e jour. La...

Discussion

Deux types de fleurs, ligulées et tubulaires, ont été identifiés (figure 5). Nous avons constaté que les fleurs ligulées contiennent une concentration plus faible de flavonoïdes que les fleurs tubulaires, avec des différences allant de 11 % à 53 %. Cela indique que les fleurs tubulaires accumulent plus de flavonoïdes que les fleurs ligulées, car les fleurs tubulaires ont plus de biomasse et une concentration plus élevée de ces composés.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Four à circulation d’air	Precision 17 GCA Corp.	N/A
Équipement Bug clean	Alternagro	N/A	Lutte contre les ravageurs agricoles avec des huiles et des extraits végétaux
Méthanol qualité analytique	merck	822283	Réactif
Nitrofoska special 12+12+17+2 MgO+8 S	EUROCHEM	7/548/CEE,1999/45/CE	NPK - engrais granulaire contient : nitrate d’ammonium, sels d’ammonium, phosphates, sels de calcium, potassium, dans certains cas magnésium et oligo-éléments. 1H-Pyrazole, 3,4-diméthyl-,phosphate (1:1)
PHC Healthy Start	PHC Mexico	N/A	PHC Healthy Start 12-16-12 est un engrais pour améliorer la nutrition, la couleur et la vigueur des plantes.
Quercétine	Sigma-Aldrich	204-187-1	Substance étalon