Surveillance de la progression des nodules pulmonaires à l’aide de la microtomodensitométrie et du prélèvement sanguin dans un modèle murin

Summary

Ce protocole décrit une méthode efficace, simple et peu invasive pour étudier les nodules pulmonaires. Le prélèvement de sang dans la veine sous-maxillaire et l’imagerie par micro-tomodensitométrie sont utilisés comme techniques d’investigation.

Abstract

La micro-tomodensitométrie (micro-TDM) est une technique en temps réel, intuitive, sensible et peu invasive permettant de surveiller les changements des nodules pulmonaires (NP) au cancer du poumon (LC). L’intégration du prélèvement sanguin de la veine sous-mandibulaire permet une détection rapide, stable et simple de l’imagerie et des altérations clés de la cible au cours de la progression de la NP à la LC. Dans cette étude, nous avons administré une dose de 100 mg/kg de 4-(méthylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone chez des souris A/J pour développer un modèle d’adénocarcinome pulmonaire. La progression de la maladie chez les animaux de laboratoire a ensuite été surveillée par prélèvement sanguin dans la veine sous-mandibulaire et par micro-tomodensitométrie. Les résultats expérimentaux ont montré la présence de foyers nodulaires dans les poumons de certains animaux à la 10e^semaine, le développement d’images d’adénocarcinome pulmonaire devenant évident à la 21e^semaine. En conclusion, la micro-TDM peut observer efficacement les changements pathologiques dans les poumons des souris et, lorsqu’elle est combinée à un prélèvement sanguin dans la veine sous-mandibulaire, peut surveiller dynamiquement les changements dans le sang, les protéines et les cibles. Cette méthode fournit une approche très spécifique, simple et sensible pour le dépistage de drogues, les tests pharmacocinétiques, les expériences toxicologiques et les études de sécurité.

Introduction

Le cancer du poumon (LC) est une tumeur grave qui prend naissance dans la muqueuse bronchique ou les glandes pulmonaires. Selon les statistiques de 2021, la LC est à l’origine d’environ deux millions de décès dans le monde chaque année, avec des taux d’incidence et de mortalité en hausse¹. Un diagnostic et une intervention précoces dans le LC contribuent à des taux de guérison plus élevés, à une réduction de la mortalité et à une réduction des coûts de traitement. Les nodules pulmonaires (NP) sont des précurseurs spécifiques de la LC, caractérisés par des ombres solides ou subsolides localisées, rondes et plus denses ≤30 mm de diamètre sur les examens radiologiques, sans signe de collapsus pulmonaire, d’hypertrophie des ganglions lymphatiques médiastinaux ou d’épanchement pleural². En 2022, le National Comprehensive Cancer Network (NCCN) a classé la NP par numéro, diamètre et densité, en identifiant des combinaisons telles qu’un nodule isolé de verre dépoli de 5 mm dans le poumon droit³. Cependant, les directives du NCCN indiquent que le risque de malignité dans la NP augmente avec le diamètre et la quantité des nodules. L’application généralisée de la tomodensitométrie à faible dose a considérablement augmenté les diagnostics de NP, avec des millions de nouveaux cas identifiés chaque année⁴.

L’association de souris A/J avec du 4-(méthylnitrosamino)-1-(3-pyridyl)-1-butanone (NNK) est le modèle animal le plus couramment utilisé pour le cancer du poumon (LC)^5,6. L’utilisation de la micro-TDM en plus du prélèvement sanguin de la veine sous-mandibulaire est une approche efficace pour le suivi en temps réel des changements des nodules pulmonaires (NP) à LC. L’induction chimique de cancérogènes, en particulier chez les souris NNK et A/J, est la méthode la plus répandue pour la modélisation du cancer du poumon et s’est avérée être une approche efficace pour établir un carcinome in situ ^7,8. Cette méthode de modélisation simule plus précisément la progression de la NP à la LC par rapport à la méthode d’inoculation axillaire.

Des études antérieures ont porté sur l’analyse statistique de la morphologie des nodules et la coloration pathologique d’échantillons de tissus après l’euthanasie⁹. Cependant, ces méthodes n’ont pas la capacité de suivre en temps réel la progression dynamique de la PN à la LC¹⁰. La micro-tomodensitométrie, en tant que technique d’imagerie non invasive, fournit des données longitudinales précises avec une haute résolution, une imagerie rapide, une faible dose de rayonnement et une sécurité, ce qui la rend adaptée à la détection d’images pulmonaires en temps réel^11,12. Le prélèvement de sang de la veine sous-mandibulaire est la méthode la plus récente, la plus simple et la plus rapide pour obtenir des échantillons de sang de souris¹³. Cette technique non invasive nécessite une manipulation minimale des animaux et permet un rétablissement rapide, conformément aux principes des 3R qui visent à réduire le nombre d’animaux utilisés dans la recherche, à minimiser l’inconfort et à promouvoir un traitement éthique. Le volume sanguin collecté, d’environ 0,2 à 0,5 ml, est suffisant pour surveiller les paramètres sanguins avec des besoins modérés¹⁴.

L’utilisation simultanée de la micro-tomodensitométrie et du prélèvement sanguin dans la veine sous-mandibulaire permet une observation dynamique et en temps réel de la progression de la NP à la LC en imagerie et la détection en temps réel de cibles clés dans la circulation sanguine¹⁵. De plus, cette approche permet d’étudier en temps réel les métabolites et autres produits biochimiques, ce qui, combiné à des techniques telles que la chromatographie à haute performance, fait progresser notre compréhension de la CL^16,17.

Dans cette étude, des souris A/J combinées à NNK ont été utilisées pour créer un modèle murin de cancer du poumon in situ. Des micro-tomodensitogrammes ont été effectués à 4, 10 et 20 semaines après l’induction du modèle pour capturer des images pulmonaires, tandis que le sang a été prélevé par prélèvement de veines sous-mandibulaires tout au long de l’expérience. Cette étude vise à établir une base pour la recherche sur la NP et la LC en combinant le prélèvement sanguin de la veine sous-mandibulaire avec la micro-TDM.

En oncologie, la micro-tomodensitométrie est un outil très efficace pour détecter la croissance tumorale, offrant une technique à haute résolution pour mesurer les changements locaux de mise au point des ombres à tout moment au cours de^{ces études.} Cependant, il est essentiel de reconnaître que la micro-TDM seule ne fournit pas d’informations sur les caractéristiques du foyer d’ombre, l’état physiologique de l’animal ou les niveaux de facteurs biologiques clés. Par conséquent, l’échantillonnage de la veine sous-mandibulaire a été utilisé comme méthode complémentaire dans cette étude.

Protocol

Toutes les expériences sur les animaux décrites dans cette étude ont été approuvées par le Comité d’éthique du bien-être des animaux expérimentaux de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu et ont été menées conformément aux lois et normes éthiques pertinentes pour la recherche sur les animaux (numéro de revue : 2024035). Des souris femelles consanguines A/JGpt (âgées de 7 à 8 semaines) ont été maintenues à une température de 20 à 24 °C avec une humidité relative de 40 à 70 %. Ils ont reçu de la nourriture standard pour animaux et de l’eau purifiée à volonté tout au long d’un cycle lumière-obscurité de 12 heures. Avant l’expérience, chaque animal a été acclimaté à cet environnement pendant 7 jours. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Réactifs et préparation des animaux

1. Produits chimiques et réactifs
   1. Dissoudre le NNK dans une solution saline pour former un mélange maître de 10 mg/mL²⁰. Administrer une injection intrapéritonéale unique de 0,2 mL à une concentration de 100 mg/kg au groupe NNK, tout en fournissant un volume égal de solution saline normale au groupe à blanc.
      REMARQUE : Suivez Jang et ^al.21 pour déterminer le moment de la micro-tomodensitométrie et du prélèvement sanguin.
2. Prélèvement sanguin
   REMARQUE : Pour assurer la santé des souris, limitez la collecte de sang à un maximum de 0,2 ml à chaque fois et prévoyez une semaine pour la récupération. En raison de l’abondance de cheveux dans la région sous-mentonnière, veillez à éviter la contamination de l’échantillon de sang par les cheveux lors du prélèvement.
   1. Retirez les poils du visage de l’animal la veille de l’expérience à l’aide d’un rasoir approprié.
   2. Saisissez fermement la peau sur la face postérieure de la tête de la souris avec la main gauche pour éviter tout mouvement et maintenir la tête de la souris dans une position fixe.
   3. Insérez rapidement l’aiguille de prélèvement sanguin dans l’artère sous-maxillaire à partir de la zone mandibulaire derrière l’orbite oblique. Maintenez l’aiguille en place pendant au moins 3 s pour permettre une circulation sanguine optimale. Prélever de 50 à 200 μL de sang.
   4. Prélevez le sang dans un tube EDTA. Utilisez un coton-tige pour appliquer une légère pression sur la peau afin d’arrêter le saignement. Une fois que le saignement s’est arrêté, relâchez la souris et observez-la pendant 30 s.
   5. Agitez doucement le tube à essai pour vous assurer que le sang est bien mélangé avec le coagulant.
   6. Pour les tests sanguins de routine, placez le sang collecté dans l’instrument de test sanguin vétérinaire de routine, appuyez sur le bouton de prélèvement et laissez l’instrument collecter le sang. Enregistrez les résultats affichés. Éliminez le sang restant en toute sécurité.

2. Imagerie in vivo par micro-CT

REMARQUE : Retirez toujours les objets métalliques, tels que les étiquettes d’oreille, de l’animal testé avant d’utiliser le micro-CT. Les objets métalliques peuvent provoquer de graves artefacts dans l’image. Le micro-CT émet une certaine quantité de rayonnement ; S’assurer que d’autres résultats expérimentaux ne sont pas affectés.

1. Démarrez l’unité, lancez le logiciel micro-CT et effectuez l’étalonnage et le préchauffage de la sonde. Utilisez le lit d’outils spécifique à la souris pour la numérisation.
2. Créez une base de données et nommez-la pour cette analyse, ou connectez-la à une base de données existante.
3. Modifiez les paramètres dans la fenêtre de configuration du logiciel. Réglez le filtre à rayons X sur Cu0,06 + Al0,5, avec une tension de 70 kV, un courant de 80 μA, un champ de vision de 36 mm × 36 mm, un balayage rotatif à 360° et un temps de balayage de 4 min^22.
4. Anesthésier les souris avec de l’isoflurane à 3 % avant l’examen²³ (selon les protocoles approuvés par l’établissement). Ouvrez l’écran de visualisation micro-CT et fixez les souris au lit de l’outil avec du ruban adhésif. Maintenez l’anesthésie en continu à l’aide d’une sonde nasogastrique placée à l’intérieur de l’instrument de micro-tomodensitométrie sur le lit de l’outil.
5. Guidez soigneusement l’animal dans l’appareil et surveillez sa position en temps réel. Utilisez les boutons appropriés pour ajuster la position de la souris, en vous assurant que sa poitrine est entièrement visible dans le champ de vision.
6. Faites pivoter le lit de l’outil de 90° pour positionner la souris. Utilisez les boutons pour ajuster la position de la souris, en vous assurant que la région pulmonaire est située au centre du champ de vision. Ensuite, remettez le lit de l’outil dans sa position d’origine.
7. Pour lancer l’analyse, sélectionnez le bouton Analyser . Laissez le système terminer le balayage sans interruption et évitez d’ouvrir l’écran d’affichage pendant le processus. Observez les coupes transaxiales, coronales et sagittales de la reconstruction à l’aide du logiciel.
8. Évaluez la qualité de l’image immédiatement après la numérisation. Si des artefacts ou des images floues apparaissent, répétez la procédure de numérisation.
9. Retirez les souris de l’appareil et surveillez leur santé pour vous assurer qu’elles sont dans un état stable avant de les remettre dans leurs cages.
10. À la fin de l’expérience, retirez le ruban adhésif du lit de l’outil, puis nettoyez le lit. Enregistrez les données et éteignez l’instrument.
11. Transférez doucement les souris dans leurs cages pour minimiser le stress. Assurez-vous que les cages sont propres et qu’elles disposent d’une litière appropriée.
12. Surveillez les souris pour détecter des signes de récupération après l’anesthésie. Observez leur comportement, leur mobilité et leur appétit. Fournissez de la nourriture et de l’eau au besoin.
13. Maintenez un environnement chaud pour les souris afin de prévenir l’hypothermie après l’anesthésie. Utilisez des coussins chauffants ou des couvertures si nécessaire.
14. Effectuez des contrôles de santé quotidiens pour la semaine prochaine. Recherchez des signes de détresse, un comportement inhabituel ou des blessures. Documentez les observations pour chaque souris.
15. Si une souris présente des signes de maladie ou de détresse, consultez un vétérinaire pour une intervention et des soins appropriés.
16. Assurez-vous que les souris retrouvent leurs conditions de logement normales une fois qu’elles se sont complètement rétablies et qu’elles sont stables.

3. Traitement et analyse des données

1. Utilisez des statistiques et des logiciels graphiques comme outil précieux pour l’analyse des données et la création de tableaux pour présenter les résultats.
2. Ouvrez le logiciel. Sélectionnez des graphiques XY dans la table de données nouvellement créée, entrez les données hebdomadaires pour le groupe NNK et le groupe de contrôle, puis générez un graphique affichant les changements de poids des souris.
3. Ouvrez à nouveau le logiciel, sélectionnez le diagramme de contingence dans le tableau de données nouvellement créé, saisissez les données de routine sanguine pour le groupe NNK et le groupe témoin, puis générez une icône.
4. Sélectionnez les options d’analyse dans le logiciel. Analysez les données globales à l’aide d’une ANOVA à un facteur, suivie d’une vérification des données par la mise en œuvre d’un test t. Marquez les différences significatives.
5. Enregistrez les données micro-CT au format SimpleViewer ou DICOM. Ouvrez le logiciel SimpleViewer et observez les données d’imagerie sous la direction d’un médecin spécialiste de l’imagerie. Étiquetez les nodules et quantifiez le volume d’ombre à l’aide des outils de mesure fournis.

Results

Cette étude a démontré la construction d’un modèle stable de cancer du poumon en utilisant NNK en combinaison avec des souris A/J. Le plan expérimental est illustré à la figure 1. L’objectif était d’observer le processus en temps réel de la transition des nodules pulmonaires (NP) au cancer du poumon (LC) dans les poumons de souris, en utilisant la micro-TDM et le prélèvement sanguin de la veine sous-mandibulaire. En conséquence, une micro-tomodensitométrie et un prélèvement sanguin des poumons de souris ont été effectués à la quatrième, dixième et vingtième semaine.

Les résultats expérimentaux ont montré que l’approche de modélisation de NNK en conjonction avec des souris A/J imitait efficacement le processus pathologique de PN à LC. Tout d’abord, on peut affirmer que le test utilisé dans cette étude n’a pas eu d’impact significatif sur le bien-être des animaux de laboratoire. Comme l’illustre la figure 2, le poids corporel des animaux de laboratoire au cours de la période d’alimentation de 20 semaines n’a pas montré de différences notables par rapport au groupe témoin. Deuxièmement, les résultats des analyses sanguines de routine effectuées sur des échantillons prélevés sur les animaux de laboratoire ont révélé une augmentation significative du nombre de leucocytes et de plaquettes dans le groupe modèle, alors que le nombre de globules rouges et d’hémoglobine est resté inchangé (figure 3). Cela indique que le processus de transformation de la NP en LC est également associé à une augmentation progressive de l’inflammation chronique. Il est important de noter que la micro-tomodensitométrie et le prélèvement de sang dans la veine sous-mandibulaire n’ont pas endommagé la fonction hématopoïétique des animaux de laboratoire, ce qui est conforme aux résultats de nombreuses études antérieures. De plus, une observation attentive du comportement, de l’état du pelage, de la respiration, de l’alimentation et de la consommation d’eau des animaux de laboratoire tout au long de l’étude n’a révélé aucune anomalie.

Après l’administration initiale de NNK aux animaux de laboratoire, nous avons effectué une micro-tomodensitométrie des poumons le premier jour de la quatrième, dixième et vingtième semaine²⁴. Les résultats ont indiqué que, par rapport au groupe témoin, la texture pulmonaire du groupe modèle présentait un épaississement progressif. À la 10e^semaine, la formation de minuscules foyers nodulaires était observable, et à la 20e^semaine, les nodules s’étaient transformés en foyers d’ombre discernables. À la lumière de ces résultats, on peut postuler que la formation de foyers d’ombre dans les poumons est associée à l’inflammation chronique induite par NNK²⁵. Cependant, étant donné que cette étude a été conçue pour observer le développement sûr, efficace et inoffensif de la NP à la LC sans impliquer d’études pathologiques chez les animaux, les études ultérieures doivent être menées conformément à des protocoles expérimentaux spécifiques²⁶. La figure 4 illustre les altérations de l’imagerie pulmonaire observées chez les animaux de laboratoire aux semaines 4, 10 et 20.

Figure 1 : Plan d’expérience pour le traitement par NNK chez les souris A/J. Cinq souris femelles A/J ont reçu une injection du composé NNK à un moment donné, tandis que cinq autres ont reçu une injection de solution saline comme témoin. Des échantillons de sang ont été prélevés aux semaines 4, 10 et 20 à l’aide de micro-tomodensitogrammes des poumons de souris et d’un prélèvement de sang dans la veine sous-maxillaire. Les données obtenues ont été validées par croisement pour évaluer la progression de la maladie chez les souris. (A) Aperçu du plan expérimental. (B) Schéma de l’échantillonnage sanguin de l’artère sous-maxillaire. (C) Représentation schématique de la configuration d’imagerie micro-CT, montrant la souris positionnée sur le lit de l’animal (bleu) et le cadre jaune comme viseur, qui doit couvrir complètement le tissu pulmonaire de la souris. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 2 : Changements de poids chez les souris sur une période de 20 semaines. Les tendances du poids ont indiqué que le traitement par NNK chez les souris A/J ne réduisait pas significativement le poids corporel. La micro-tomodensitométrie et l’extraction de sang dans la veine sous-maxillaire peuvent causer un certain stress aux souris ; Cependant, ils se sont rapidement rétablis. Les données sont exprimées en moyenne ± MEB (n = 5). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 3 : Nombre de cellules sanguines au fil du temps. Le contenu des globules blancs, des plaquettes, des globules rouges et de l’hémoglobine a été mesuré chez les souris aux semaines 4, 10 et 20. Par rapport au groupe témoin, le groupe NNK a montré une tendance à la hausse du nombre de globules blancs et de plaquettes, tandis que les taux d’hémoglobine et de globules rouges n’ont pas changé de manière significative. Ces résultats suggèrent que le processus de transformation du PN-LC est associé à une inflammation accrue et que la méthode de prélèvement sanguin dans la veine sous-maxillaire, effectuée à des intervalles de plus de 4 semaines, ne provoque pas d’infection ou de dommages à la fonction hématopoïétique chez la souris. (A) Globules blancs. (B) Plaquettes. (C) Globules rouges. (D) Hémoglobine. Les données sont exprimées en moyenne ± MEB (n = 5). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Images micro-tomodensitométrie de souris aux semaines 4, 10 et 20. Les résultats de l’imagerie Micro-CT démontrent que le traitement NNK chez les souris A/J simule efficacement le processus de transformation du PN-LC. Par rapport au groupe témoin, le groupe NNK a commencé à présenter des caractéristiques d’épaississement et de texture altérée dans les images pulmonaires à la semaine 10. À la semaine 20, des foyers d’ombre robustes étaient discernables dans le tissu pulmonaire. (A) Images de la semaine 4. (B) Images de la semaine 10. (C) Images de la semaine 20. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Il est important de rappeler plusieurs points clés de cette étude. Tout d’abord, bien que le prélèvement de sang dans la veine sous-mandibulaire soit une procédure relativement peu dommageable, elle peut tout de même entraîner un certain degré de préjudice pour les animaux. Par conséquent, il est nécessaire d’effectuer plusieurs procédures pour réduire le fardeau des souris et terminer le processus en temps opportun²⁷. Deuxièmement, l’épilation avant le prélèvement de l’échantillon de sang garantit la pureté de l’échantillon. Troisièmement, il est impératif d’utiliser des vaisseaux sanguins appropriés. Dans la présente étude, des vaisseaux de collecte de sang contenant de l’EDTA ont été utilisés pour des tests sanguins de routine. Si le sérum devait être utilisé, des vaisseaux spécialement conçus pour la collecte de sang pur seraient nécessaires²⁸. Quatrièmement, tous les anesthésiques ont un certain niveau de létalité ; Ainsi, minimiser le temps d’anesthésie et d’imagerie peut protéger efficacement la santé des souris. Cinquièmement, étant donné que la micro-TDM permet d’observer une variété de tissus et d’organes, les paramètres spécifiques du logiciel de la micro-TDM utilisés lors de l’imagerie NP peuvent être référencés à partir de cette étude, mais peuvent ne pas être applicables à d’autres tissus^29,30.

Des études antérieures étaient plus enclines à euthanasier les animaux à des moments fixes et à examiner le processus de transformation des nodules pulmonaires par coloration pathologique³¹. Cette approche a entraîné un nombre considérable de décès chez les animaux de laboratoire et a entravé le suivi en temps réel des modifications pulmonaires. Par rapport aux techniques conventionnelles, le prélèvement sanguin sous-mandibulaire et la micro-tomodensitométrie offrent plusieurs avantages, notamment des dommages minimes, une surveillance en temps réel, un fonctionnement intuitif et une polyvalence. Dans cette étude, le prélèvement de sang sous-mandibulaire a été choisi comme méthode privilégiée pour obtenir des échantillons de sang pour les tests de routine³². De plus, le sang peut être utilisé pour des analyses protéomiques, pharmacologiques sériques et biochimiques sanguines.

De même, la micro-TDM a été utilisée dans cette étude pour observer la croissance dynamique de la NP chez des souris expérimentales sans qu’il soit nécessaire de les euthanasier. Cette approche facilite une évaluation plus intuitive et plus précise de l’effet inhibiteur du médicament sur la NP tout en réduisant considérablement le nombre d’animaux requis pour l’expérience, améliorant ainsi la précision des résultats expérimentaux. Notamment, la combinaison de ces deux technologies permet un suivi complet des processus de formation, de développement et de cancérogenèse des nodules chez les animaux de laboratoire, ainsi que la localisation des altérations chez des cibles clés (telles que le TNF-α)³³. Il s’agit d’un concept unique pour cette recherche sur la NP et même le cancer du poumon.

Néanmoins, plusieurs questions nécessitent un examen plus approfondi afin d’améliorer la qualité des recherches futures. Compte tenu de la longue période d’expérimentation nécessaire pour le modèle animal de NNK associé à des souris A/J, il est impératif que les injections précoces de médicaments soient effectuées avec la plus grande précision³⁴. Deuxièmement, la méthode standard de production de l’adénocarcinome pulmonaire chez la souris implique le NNK en coordination avec des souris femelles A/J, le mécanisme sous-jacent étant lié à l’œstradiol. Par conséquent, il est essentiel de considérer les mécanismes d’action spécifiques des médicaments thérapeutiques concernés³⁵. De plus, la micro-TDM n’a pas été utilisée pour déterminer la nature des foyers d’ombre, ce qui a nécessité l’utilisation de la coloration à l’hématoxyline et de la coloration par fluorescence, qui nécessitent toujours l’euthanasie des souris pour obtenir des échantillons de tissu pulmonaire. Enfin, bien que la micro-tomodensitométrie présente l’avantage d’une faible exposition aux rayonnements, elle peut tout de même causer certains dommages au corps humain, ce qui nécessite d’éviter la proximité de personnel non apparenté³⁶. Pour résoudre ces problèmes, la différenciation et l’étiquetage de divers tissus, voies respiratoires et vaisseaux sanguins peuvent être réalisés efficacement par l’injection d’un agent de contraste dans la veine de la queue. De plus, la micro-tomodensitométrie combinée à de nouveaux matériaux (par exemple, des nanoparticules) peut être utilisée pour un traitement plus précis. Enfin, la technologie micro-CT a progressivement été intégrée à la pathologie, telle que l’histologie spatiale et l’imagerie, afin de suivre de manière plus dynamique les changements dans les nodules pulmonaires^36,37.

Materials

List of materials used in this article

Name	Company	Catalog Number	Comments
souris A/J	GemPharmatech LLC.
tubes EDTA de 0,5 mL	Labshark  ;
1-Butanone,4-(méthylnitrosoamino)-1-(3-pyridinyl)	Gu Shi Gong Yuan Medical Equipment Co.
75 % d’éthanol	ChengDu Chron Chemicals Co,. Ltd	2023052901
Rasoir pour animaux	Codos	BM010220
Isoflurane	Shenzhen Reward Life Technology Co.	R510-22-16
tricordeur médical	MedChemexpress	69652
Quantum GX2 système d’imagerie microCT	PerkinElme	2020166501
Saline (médecine)	Beijing Biolabs Technology Co.	GL1736&zwnj ;