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Évaluation des propriétés antioxydantes et anthelminthiques des extraits de Tithonia diversifolia contre les œufs de nématodes gastro-intestinaux à l’aide d’essais in vitro

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DOI :

10.3791/67760

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1 août 2025

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1Multidisciplinary Center for Technological Research, National University of Asunción (CEMIT - UNA), 2Centre of Marine Sciences (CCMAR/CIMAR LA), University of Algarve, 3Department of Food Biochemistry, Biodiversity, Food and Health Group (BIOALSA), Faculty of Chemical Sciences, National University of Asunción (FCQ - UNA), 4Carleton College

Dans cet article

Résumé

Cette étude a évalué les activités biologiques des extraits de Tithonia diversifolia à l’aide de méthodes à base de radicaux et d’un essai d’éclosion d’œufs in vitro (EHA) pour évaluer leurs effets sur les nématodes gastro-intestinaux chez les petits ruminants. La méthodologie et les principaux résultats sont décrits, mettant en évidence le potentiel de ces extraits pour lutter contre les parasites.

Résumé

Les maladies parasitaires causées par les nématodes gastro-intestinaux (NEG) sont considérées comme des facteurs limitatifs importants pour la production animale dans le monde entier, car elles compromettent considérablement le bien-être des animaux et augmentent les coûts de production. Pendant des années, la lutte antiparasitaire s’est appuyée exclusivement sur l’utilisation de drogues synthétiques. La résistance du GIN aux anthelminthiques commerciaux a été de plus en plus signalée dans le monde entier. Par conséquent, d’autres approches ont émergé pour contrôler la GIN chez les animaux d’élevage, y compris l’exploration de plantes à potentiel bioactif. Tithonia diversifolia peut être récolté toute l’année, et toutes les parties de la plante ont été utilisées en médecine traditionnelle pour un large éventail de maladies. Cette étude a évalué les propriétés antioxydantes in vitro de l’eau et de 70 % d’extraits aqueux d’acétone de parties aériennes de T. diversifolia , y compris les feuilles, les branches et les fleurs, à l’aide de méthodes à base de radicaux, et a évalué son potentiel anthelminthique à l’aide d’un modèle de parasite, en utilisant le test d’éclosion d’œufs (EHA) avec des extraits d’eau. De plus, la teneur totale en polyphénols des extraits a été déterminée. Ces résultats mettent en évidence T. diversifolia comme une source naturelle prometteuse de composés antioxydants et anthelminthiques.

Introduction

Les maladies parasitaires causées par les nématodes gastro-intestinaux (NEG) sont considérées comme des facteurs limitatifs importants pour la production animale dans le monde entier, car elles compromettent considérablement le bien-être des animaux et augmentent les coûts de production1. La relation entre le parasite et le bétail est influencée par plusieurs facteurs liés à l’hôte, à savoir les caractéristiques génétiques de résistance et de résilience des animaux, l’état nutritionnel des animaux, le niveau de parasitisme et la pathogénicité des populations de parasites impliquées2.

Pendant des années, la lutte antiparasitaire s’est appuyée exclusivement sur des médicaments antiparasitaires synthétiques. Cependant, l’utilisation prolongée et exclusive a conduit à l’émergence de résistances, réduisant leur efficacité et incitant à la recherche de stratégies alternatives3. La résistance des nématodes à divers anthelminthiques a été de plus en plus décrite dans le monde entier, ce qui présente un scénario préoccupant, en particulier dans les régions tropicales4. De plus, les consommateurs sont de plus en plus conscients de la nécessité de réduire les résidus de médicaments antiparasitaires dans la viande animale et l’environnement5. Par conséquent, d’autres approches ont émergé pour lutter contre les nématodes parasites chez les animaux d’élevage6.

Tithonia diversifolia est un arbuste tropical originaire d’Amérique centrale, possédant des caractéristiques uniques qui le rendent précieux pour les systèmes de production de ruminants. Il peut être récolté toute l’année, et toutes les parties de la plante ont été traditionnellement utilisées en médecine traditionnelle par les communautés autochtones pour traiter un large éventail de maux. Par voie topique, il a été appliqué pour soulager les douleurs abdominales, les plaies, les dermatoses et les troubles musculaires, tandis que l’administration orale a été utilisée pour gérer les infections, le paludisme, la fièvre, l’hépatite et le diabète. Ces diverses applications thérapeutiques mettent en évidence son large potentiel médicinal7.

Le stress oxydatif joue un rôle important dans le développement et la progression des infections parasitaires, à la fois dans l’organisme hôte et dans l’organisme parasitaire qui lutte pour survivre8. Pour cette raison, la détection de l’activité antioxydante est cruciale pour évaluer l’activité biologique des extraits de plantes médicinales à potentiel anthelminthique. En raison de l’infection parasitaire, la concentration d’antioxydants dans l’hôte diminue, tandis que la concentration de produits d’oxydation des composants cellulaires augmente. Dans le cas des parasites, le maintien de l’équilibre oxydatif est essentiel pour prolonger leur interaction avec l’hôte et se défendre contre le stress oxydatif généré dans l’organisme hôte9.

Les preuves du développement et de la propagation rapide de la résistance aux anthelminthiques soulèvent des inquiétudes quant au fait que les traitements couramment utilisés pourraient devenir inefficaces. Par conséquent, un test in vitro appelé test d’éclosion d’œufs (EHA) est utilisé pour évaluer la sensibilité ou la résistance au benzimidazole (BZ) chez les nématodes gastro-intestinaux. Ce test est couramment utilisé pour évaluer l’activité anthelminthique des extraits de plantes sur les œufs et pour comparer leur activité en fonction de la dose. L’une des principales limites de cet essai est la variabilité de l’éclosion des œufs entre les essais. La viabilité des œufs est limitée à un maximum de 3 h, ce qui nécessite une récupération rapide et une initiation rapide. Malgré cela, le pourcentage d’éclosion peut varier. Pour cette raison, il est établi qu’au moins 70 % des œufs doivent éclore dans le groupe témoin pour que le résultat soit considéré comme valide10,11. Il s’agit d’un test bon marché, rapide, facile et reproductible 12,13,14.

L’utilisation d’extraits de plantes pour explorer des alternatives pour le contrôle du GIN est basée sur la présence de métabolites secondaires et leur potentiel bioactif. L’un des défis de ce domaine de recherche est la quantité et la stabilité des métabolites secondaires, car ceux-ci varient en fonction de facteurs biotiques et abiotiques, ainsi qu’en raison du stress chimique induit par le processus d’extraction 15,16,17.

Cette étude a émis l’hypothèse que des différences dans les activités biologiques (effets antioxydants et anthelminthiques) pouvaient se produire en fonction du type de solvant utilisé pour l’extraction, ce qui pourrait influencer la composition des polyphénols et, par conséquent, leur bioactivité. L’objectif de ce manuscrit était de décrire les étapes suivies dans l’évaluation des extraits à l’aide d’un modèle in vitro qui pourrait être facilement reproduit.

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Protocole

Le comité d’éthique animale du CEMIT approuve toutes les expériences impliquant des manipulations animales. Les animaux donneurs d’ovules appartiennent à des fermes qui collaborent avec CEMIT en fournissant des échantillons de matières fécales à des fins de diagnostic préventif. Il s’agit d’ovins ou de caprins (pas de race spécifique), des deux sexes, âgés de plus d’un an, et ne doivent pas avoir été vermifugés dans les 15 jours précédant le prélèvement de l’échantillon. Toutes les fermes participantes sont informées de l’utilisation des échantillons à des fins de recherche et donnent leur consentement à faire partie de l’étude. Pour la collecte des œufs, les établissements voisins sont d’abord informés et, dès réception de l’autorisation, des visites sur le terrain sont organisées pour prélever des échantillons de matières fécales fraîches, garantissant ainsi le traitement dans les trois heures. Les réactifs et l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation du matériel végétal

  1. Choisissez un endroit approprié pour la collecte des espèces végétales.
  2. Prélever au moins deux spécimens de Tithonia diversifolia pour l’identification taxonomique et la préparation de l’herbier.
  3. Prélever un minimum de 1000 g de parties aériennes de T. diversifolia .
  4. Faites sécher la biomasse collectée à température ambiante (environ 26 °C ; voir figure 1).
  5. Broyer la biomasse séchée à l’aide d’un broyeur électrique.
  6. Conservez le matériau broyé au réfrigérateur à 4 °C.

2. Préparation des extraits

  1. Préparez l’extrait d’eau :
    1. Mélanger 10 g de biomasse séchée avec 100 mL d’eau distillée à 100 °C.
    2. Laisser macérer le mélange pendant 24 h en secouant continuellement à 120 tr/min.
    3. Filtrez l’extrait à travers du papier filtre (Whatman n° 5 ou équivalent).
    4. Lyophiliser l’extrait filtré.
  2. Préparez l’extrait d’acétone :
    1. Mélangez 10 g de matière végétale séchée avec 70 % d’acétone aqueuse dans un rapport de 1:3.
    2. Laisser macérer le mélange pendant 24 h en secouant continuellement à 120 tr/min.
    3. Filtrez l’extrait à travers du papier filtre (Whatman n° 5 ou équivalent).
    4. Lyophiliser l’extrait filtré.
      REMARQUE : Conservez les extraits lyophilisés à -20 °C pour une meilleure conservation (voir Figure 2). Veillez à l’obtention d’au moins 5 g d’extraits lyophilisés.

3. Préparation de la solution mère

  1. Pour le dosage des antioxydants :
    1. Solubiliser les extraits secs dans les solvants correspondants (eau distillée ou acétone aqueuse à 70 %) jusqu’à une concentration finale de 10 mg/mL.
  2. Pour l’essai d’éclosion d’œufs :
    1. Diluer 12 mg d’extraits lyophilisés dans 5 mL d’eau distillée pour obtenir une solution mère de 2,4 mg/mL.
    2. Préparez cinq concentrations : 1,2 mg/mL, 0,6 mg/mL, 0,3 mg/mL et 0,15 mg/mL (voir la figure 3).
      REMARQUE : Ajustez le volume de la solution mère en fonction du nombre de puits et de plaques utilisés. Par exemple, si 48 puits sont utilisés au lieu de 12, réduisez le volume en conséquence ; préparer 6 mg dans 2,5 mL au lieu de 12 mg dans 5 mL.

4. Composition phytochimique

  1. Teneur phénolique totale des extraits (TPC)
    1. Mélanger 5 μL des échantillons avec 100 μL de réactif Folin-Ciocalteu (F-C) dilué 10× dans de l’eau distillée dans des plaques en plastique transparent à 96 puits.
    2. Incuber à température ambiante (RT) pendant 10 min.
    3. Ajouter 100 μL de solution de carbonate de sodium (75 g/L dans l’eau).
    4. Incuber à RT pendant 90 min.
    5. Mesurez l’absorbance à 650 nm.
      REMARQUE : Exprimer la TPC en équivalents d’acide gallique (GAE). Construisez une courbe d’étalonnage en utilisant au moins cinq concentrations d’acide gallique.
  2. Teneurs totales en flavonoïdes (TFC)
    1. Mélangez 50 μL d’extraits avec 50 μL de chlorure d’aluminium à 2 % dans du méthanol dans des plaques en plastique transparent à 96 puits.
    2. Incuber pendant 10 min à RT.
    3. Mesurez l’absorbance à 405 nm.
      REMARQUE : Exprimez TFC sous forme d’équivalents de quercétine (QE). Construisez une courbe d’étalonnage en utilisant au moins cinq concentrations de quercétine.
  3. Teneur totale en tanins (TTC)
    1. Mélangez 10 μL d’extraits avec 200 μL de 1 % de DMACA dans du méthanol et 100 μL de 37 % de HCl dans des plaques en plastique transparent à 96 puits.
    2. Incuber pendant 15 min à RT.
    3. Mesurer l’absorbance à 640 nm.
      REMARQUE : Exprimer la TTC en mg/mL de catéchine.

5. Dosage antioxydant - ABTS

  1. Ajouter 0,003514 g de persulfate de potassium et 0,0203 g d’ABTS à 5 mL d’eau distillée.
  2. Enveloppez la solution dans du papier d’aluminium et incubez à 4 °C au réfrigérateur pendant 12 à 16 h.
  3. Mesurez l’absorbance à 734 nm et ajustez-la à environ 0,7 en ajoutant de l’éthanol. Comme point de départ, mélangez 5 μL de solution ABTS avec 195 μL d’éthanol.
  4. Dans des plaques en plastique transparent à 96 puits, mélanger 10 μL d’extraits avec 190 μL de solution ABTS.
  5. Pour le témoin positif (C+), mélanger 10 μL de Trolox (déterminer la concentration à l’aide d’une courbe standard basée sur l’absorbance de l’échantillon) avec 190 μL de solution ABTS.
  6. Pour le témoin négatif (C-), mélanger 10 μL du solvant utilisé pour dissoudre les extraits (eau ou acétone aqueuse) avec 190 μL de solution ABTS.
  7. Incuber les plaques pendant 6 min à température ambiante (RT).
  8. Mesurer l’absorbance à 734 nm.
    REMARQUE : La figure 4 montre un exemple de test ABTS.

6. Procédures parasitologiques

  1. Prélever des échantillons de matières fécales directement dans le rectum des chèvres naturellement infectées.
    REMARQUE : Prélever des échantillons de matières fécales directement dans le rectum des chèvres et des moutons naturellement infectés pour assurer leur fraîcheur et éviter la contamination de l’environnement. Maîtrisez doucement les animaux à l’aide de personnel formé pour minimiser le stress. À l’aide de gants jetables propres, insérez un doigt ganté lubrifié dans le rectum et récupérez environ 5 à 10 g de matières fécales. Placez les échantillons dans des contenants en plastique propres et étiquetés et conservez-les à une température de 4 à 8 °C. Traitez tous les échantillons dans les 3 heures suivant le prélèvement afin de préserver la viabilité des œufs d’helminthes. Suivre les directives institutionnelles en matière de bien-être animal et obtenir le consentement éclairé des propriétaires de fermes.
  2. Identifier les espèces animales associées à chaque échantillon.
  3. Mélanger 30 g de chaque échantillon fécal avec 50 mL de solution saline saturée (densité = 1,2) pour préparer les tests de coprologie.
  4. Utilisez une diapositive McMaster pour compter les œufs.
    1. Homogénéiser 3 g d’échantillon fécal dans 50 mL de solution saturée de NaCl. Filtrez le mélange à travers une étamine, remplissez les deux chambres d’une lame et laissez-le reposer pendant 5 min.
    2. Examinez la lame au microscope à un grossissement de 10× et comptez les œufs de type strongle. Calculez le nombre d’œufs par gramme (EPG) à l’aide de la formule : EPG = (nombre d’œufs) × 50. Cette méthode permet d’uniformiser la quantification des nématodes gastro-intestinaux chez les petits ruminants.
  5. Exprimez le nombre d’œufs en œufs par gramme (EPG).
  6. Sélectionner des échantillons de matières fécales avec un EPG d’au moins 800 pour la préparation de la culture fécale.
  7. Obtenir des larves L3 à partir de cultures fécales et identifier leur genre ou espèce.
    REMARQUE : Les œufs de nématodes gastro-intestinaux se déposent dans l’herbe au cours de leur cycle de vie (voir la figure 5). Les petits ruminants du bétail présentent souvent un polyparasitisme. La figure 6 illustre les étapes de la réalisation de l’análisis coprologique.

7. Essais in vitro - Essai d’éclosion d’œufs (EHA)

  1. Prélever des échantillons de matières fécales fraîches.
  2. Filtrez les excréments deux fois à l’aide de gaze stérile.
  3. Filtrez la suspension obtenue et transférez-la dans un tamis.
  4. Lavez le matériau sur le tamis avec de l’eau distillée.
  5. Recueillir la suspension lavée dans des tubes de 15 ml.
  6. Centrifuger les échantillons à ~4800 × g pendant 5 min à température ambiante à l’aide d’une centrifugeuse de table équipée d’un rotor à godets oscillants. Centrifuger deux fois avec de l’eau distillée et une fois avec une solution saline saturée pour concentrer les œufs au fond (voir la figure 7 pour la morphologie des œufs).
  7. Remettre les œufs en suspension dans le PBS.
  8. Ajustez la concentration d’œufs à 100 œufs/mL pour la configuration du dosage.
  9. Préparer le témoin positif en dissolvant le thiabendazole (TBZ) dans du PBS à 0,025 mg/mL.
  10. Préparez le témoin négatif à l’aide de la suspension d’œuf dans le PBS.
  11. Utilisez des plaques multipuits à 48 puits pour le test.
  12. Préparez un volume final de 250 μL dans chaque puits en utilisant un mélange 50/50 (v/v) d’extrait et de suspension d’œufs.
  13. Ajouter environ 100 œufs/mL dans chaque puits.
  14. Testez chaque concentration en quatre exemplaires (quatre répétitions).
  15. Comptez les œufs au microscope inversé à un grossissement de 40×.
  16. N’utilisez que des plaques avec un taux d’éclosion de ≥70 %.
  17. Compter les larves (L1), les œufs non éclos (UnE), les œufs contenant des larves (LFE) et les œufs morulés (EM) pour chaque concentration.
    REMARQUE : La figure 8 présente un résumé représentatif du protocole d’essai d’éclosion des œufs.

8. Analyse statistique

  1. Effectuer une analyse statistique descriptive à l’aide d’Excel.
  2. Utilisez l’analyse de variance à un facteur (ANOVA) et les tests t pour évaluer les différences entre les concentrations à un niveau de signification de 0,05.
  3. Calculer la concentration efficace à 50 % (CE50) à l’aide de l’analyse Probit basée sur les données de concentration transformées en log10 (voir le fichier supplémentaire 1).

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Résultats

Teneur totale en phénols (TPC), teneur totale en flavonoïdes (TFC) et teneur totale en tanins (TTC)
Les résultats des études TPC, TTC, TFC et ABTS sur Tithonia diversifolia sont présentés dans le tableau 1. Les valeurs sont exprimées en mg d’équivalents d’acide gallique par gramme de matière sèche (mg GAE/g MS) pour le TPC, en mg d’équivalents de quercétine par gramme de matière sèche (mg QE/g MS) pour le TFC et en mg d’équivalents catéchine ...

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Discussion

Cet article décrit plusieurs étapes essentielles pour faire avancer la recherche sur les plantes médicinales. Les tests in vitro, tels que le test d’éclosion d’œufs (EHA), sont particulièrement intéressants car ils peuvent être effectués dans des conditions de laboratoire contrôlées. L’EHA est conçu pour évaluer l’activité d’extraits de plantes à diverses concentrations sur des œufs de nématodes, en comparant les résultats avec des témoins positifs et négatifs. Les résultats obt...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

À tous les producteurs qui nous font confiance pour réaliser l’échantillonnage avec leurs animaux. Luísa Custódio a reçu des fonds nationaux portugais de la Fondation pour la science et la technologie (FCT) à travers les projets UIDB/04326/2020( D O I : 1 0 . 5 4 4 9 / U I D B / 0 4 3 2 6 / 2 0 2 0 ), U I D P / 0 4 3 2 6 / 2 0 2 0 (DOI :10.54499/UIDP/04326/2020), LA/P/0101/2020 (DOI :10.54499/LA/P/0101/2020) et CEECIND/00425/2017. Rocio Avila a reçu le Fonds de stage de Nini pour avoir rendu ce projet possible en me fournissant un soutien financier, ainsi qu’au Carleton Career Center pour des conseils et un soutien professionnels. Griselda Meza a reçu un Beca de Investigación BINV02 -52 CONACYT - 2nd convocatoria pour se rendre au Portugal et effectuer des tests phytochimiques. Ismaël Llano a reçu le formulaire PINV01-306 de Beca Movility du CONACYT pour effectuer le test d’éclosion des œufs au Brésil.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Tubes de 15 mLSur place
Plaque à 48 trousSur place
Plaques à 96 puitsVWR  ;734-0126
ABTSEnzymatiqueA1088.0005Sur place
Microscope optique académique et microscope inverséSur place
AcétoneEnzymatiqueA/0600/17
Chlorure d’aluminium   ;Sigma Aldrich6911
Réactif DMACASigma Aldrich49825
Éthanol 96 %EnzymatiqueVR11202
Selles d’animauxCollectés dans des fermes proches de l’université
Folin CiocalteauSigma AldrichF9252
Acide gauloisSigma Aldrich91215
HClSigma Aldrich258148
Caméra McMasterSur place
MéthanolEnzymatiqueM/4000/17
PBSSur place
Extraits de plantesSur place
Persulfate de potassium   ;Sigma Aldrich216224
QuercétineSigma AldrichQ4951
SelSur place
Carbonate de sodium & nbsp ;Sigma Aldrich1063920500
ThiabendazoleSur place
TroloxSigma Aldrich648471Sur place
EauSur place
Whatmann n° 5VWR  ;WHAT97039654

Références

  1. Vineer, H. R., et al. Increasing importance of anthelmintic resistance in European livestock: Creation and meta-analysis of an open database. Parasite. 27, 69(2020).
  2. Ribeiro, W. L. C., Vilela, V. L. R. Editorial: Alternatives for the control of parasites to promote sustainable livestock. Front Vet Sci. 9, 1097432(2023).
  3. Hodgkinson, J. E., et al. Refugia and anthelmintic resistance: Concepts and challenges. Int J Parasitol Drugs Drug Resist. 10, 51-57 (2019).
  4. Molento, M. B. Parasite control in the age of drug resistance and changing agricultural practices. Vet Parasitol. 163 (3), 229-234 (2009).
  5. Morgan, E. R., van Dijk, J. Climate and the epidemiology of gastrointestinal nematode infections of sheep in Europe. Vet Parasitol. 189 (1), 8-14 (2012).
  6. Hoste, H., Torres-Acosta, J. F. J. Non-chemical control of helminths in ruminants: Adapting solutions for changing worms in a changing world. Vet Parasitol. 180 (1-2), 144-154 (2011).
  7. Mabou Tagne, A., Marino, F., Cosentino, M. Tithonia diversifolia (Hemsl.) A. Gray as a medicinal plant: A comprehensive review of its ethnopharmacology, phytochemistry, pharmacotoxicology and clinical relevance. J Ethnopharmacol. 220, 94-116 (2018).
  8. Pawłowska, M., Mila-Kierzenkowska, C., Szczegielniak, J., Woźniak, A. Oxidative stress in parasitic diseases-reactive oxygen species as mediators of interactions between the host and the parasites. Antioxidants. 13 (1), 38(2024).
  9. Maldonado, E., Rojas, D. A., Morales, S., Miralles, V., Solari, A. Dual and opposite roles of reactive oxygen species (ROS) in Chagas disease: Beneficial on the pathogen and harmful on the host. Oxid Med Cell Longev. 2020, 8867701(2020).
  10. Adamu, M., Naidoo, V., Eloff, J. N. Efficacy and toxicity of thirteen plant leaf acetone extracts used in ethnoveterinary medicine in South Africa on egg hatching and larval development of Haemonchus contortus. BMC Vet Res. 9, 38(2013).
  11. Molan, A. L. Effect of purified condensed tannins from pine bark on larval motility, egg hatching and larval development of Teladorsagia circumcincta and Trichostrongylus colubriformis (Nematoda: Trichostrongylidae). Folia Parasitol. 61 (4), 371-376 (2014).
  12. Eguale, T., Tadesse, D., Giday, M. In vitro anthelmintic activity of crude extracts of five medicinal plants against egg-hatching and larval development of Haemonchus contortus. J Ethnopharmacol. 137 (1), 108-113 (2011).
  13. von Samson-Himmelstjerna, G., et al. Standardization of the egg hatch test for the detection of benzimidazole resistance in parasitic nematodes. Parasitol. Res. 105, 825-834 (2009).
  14. Robles-Pérez, D., Martínez-Pérez, J. M., Rojo-Vázquez, F. A., Martínez-Valladares, M. Screening anthelmintic resistance to triclabendazole in Fasciola hepatica isolated from sheep by means of an egg hatch assay. BMC Vet Res. 11, 5(2015).
  15. War, A. R., Paulraj, M. G., War, M. Y., Ignacimuthu, S., Sharma, H. C. Mechanisms of plant defense against insect herbivores. Plant Signal Behav. 7, 1306-1320 (2012).
  16. Veeresham, C. Natural products derived from plants as a source of drugs. J Adv Pharm Technol Res. 3, 200-201 (2012).
  17. Barthwal, R., Mahar, R. Exploring the significance, extraction, and characterization of plant-derived secondary metabolites in complex mixtures. Metabolites. 14, 119(2024).
  18. Vargas-Magaña, J. J., et al. Anthelmintic activity of acetone-water extracts against Haemonchus contortus eggs: Interactions between tannins and other plant secondary compounds. Vet Parasitol. 206, 199-206 (2014).
  19. Gertrude, M., et al. In vitro anthelmintic activity of Bidens pilosa Linn. (Asteraceae) leaf extracts against Haemonchus contortus eggs and larvae. Eur J Med Plants. 4, 1325-1333 (2014).
  20. Castañeda-Ramírez, G. S., et al. Bio-guided fractionation to identify Senegalia gaumeri leaf extract compounds with anthelmintic activity against Haemonchus contortus eggs and larvae. Vet Parasitol. 270, 13-19 (2019).
  21. Chan-Pérez, J. I., et al. In vitro susceptibility of ten Haemonchus contortus isolates from different geographical origins towards acetone:water extracts of two tannin-rich plants. Vet Parasitol. 217, 53-60 (2016).
  22. Alonso-Díaz, M. A., Torres-Acosta, J. F. J., Sandoval-Castro, C. A., Hoste, H. Comparing the sensitivity of two in vitro assays to evaluate the anthelmintic activity of tropical tannin-rich plant extracts against Haemonchus contortus. Vet Parasitol. 181 (2-4), 360-364 (2011).
  23. Meza Ocampos, G., et al. Two in vitro anthelmintic assays of four Paraguayan medicinal plants for proof of concept of the role of polyphenols in their biological activities and LC-HRMS analysis. J Ethnopharmacol. 312, 116453(2023).
  24. Babják, M., Königová, A., Urda Dolinská, M., Vadlejch, J., Várady, M. Anthelmintic resistance in goat herds-In vivo versus in vitro detection methods. Vet Parasitol. 254, 10-14 (2018).
  25. Elfawal, M. A., et al. High-throughput screening of more than 30,000 compounds for anthelmintics against gastrointestinal nematode parasites. ACS Infect Dis. 11 (1), 1-11 (2025).
  26. de Araújo Sanchez, C., et al. In vivo anthelmintic activity of hydroethanolic extract of Piper cubeba fruits in sheep naturally infected with gastrointestinal nematodes. Vet Parasitol. 333, 110348(2025).
  27. Hördegen, P., Cabaret, J., Hertzberg, H., Langhans, W., Maurer, V. In vitro screening of six anthelmintic plant products against larval Haemonchus contortus with a modified methyl-thiazolyl-tetrazolium reduction assay. J Ethnopharmacol. 108 (1), 85-89 (2006).

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