Une nouvelle technique chirurgicale a été développée pour l’implantation de dispositifs de télémétrie chez les porcs qui permet une surveillance continue sans gêne. L’appareil est placé à l’arrière, minimisant ainsi les risques d’irritation et d’infection.
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Article de méthode
Technique chirurgicale pour l’implantation d’un dispositif de télémétrie sans fil sur le dos de porcs
Dans cet article
Résumé
Résumé
Les appareils de télémétrie sont essentiels pour la recherche cardiovasculaire préclinique, car ils permettent de surveiller en continu des paramètres physiologiques tels que l’électrocardiogramme, la température et la respiration chez les animaux de laboratoire sans causer de perturbations. Les méthodes traditionnelles, telles que le placement intra-abdominal, peuvent causer de l’inconfort, en particulier chez les porcs en raison de leur habitude de s’allonger sur le ventre. Pour résoudre ce problème, une nouvelle technique chirurgicale a été mise au point pour implanter des dispositifs de télémétrie sans fil chez les porcs, dans le but d’améliorer le confort des animaux et de maintenir la qualité du signal. Cette étude a porté sur 40 porcs Yorkshire (20-30 kg). Le dispositif de télémétrie a été implanté à l’arrière. Une incision de 2 pouces a été pratiquée latéralement à la colonne vertébrale, suivie d’une dissection contondante pour créer une poche sous le fascia du grand dorsal. La poche a été traitée avec une solution de vancomycine pour prévenir l’infection avant l’insertion du dispositif. Les pistes ont été sécurisées et le site a été fermé par couches. Tous les porcs ont montré des signaux de télémétrie puissants et continus après l’opération. Au cours de la période de suivi de 180 jours, seulement deux cas d’infection sont survenus : l’un a été traité avec des antibiotiques et l’autre a nécessité le retrait du dispositif. Aucune hémorragie significative ni perte de signal de télémétrie n’a été observée, et tous les animaux ont survécu jusqu’à la fin de l’étude. Cette nouvelle technique offre une méthode fiable pour implanter des dispositifs de télémétrie chez les porcs, réduisant l’inconfort et le risque d’infection tout en fournissant des données physiologiques de haute qualité. Il est prometteur pour une utilisation plus large dans la recherche cardiovasculaire préclinique, améliorant à la fois le bien-être des animaux et la fiabilité des données.
Introduction
Les appareils de télémétrie jouent un rôle central dans l’avancement de la compréhension de la physiologie cardiovasculaire, en particulier dans les études utilisant un modèle animal d’infarctus du myocarde. En permettant la surveillance continue des signaux physiologiques, y compris les paramètres vitaux et les lectures de l’électrocardiogramme (ECG), ces appareils offrent des informations inestimables sur les changements dynamiques qui se produisent lors d’événements cardiaques. Dans les études précliniques, où les modèles animaux comme les porcs jouent un rôle déterminant dans l’imitation des réponses cardiovasculaires humaines, les dispositifs de télémétrie sont devenus des outils indispensables1. La capacité d’enregistrer l’ECG en continu chez des animaux libres et en mouvement libre offre une perspective nuancée sur l’impact de l’infarctus du myocarde, permettant aux chercheurs de capturer en temps réel les altérations de la fonction cardiaque.
Dans les études impliquant des modèles animaux d’infarctus du myocarde, les dispositifs de télémétrie implantables offrent des avantages distincts. Ils facilitent la mesure de paramètres critiques tels que la fréquence cardiaque avec une perturbation minimale du comportement naturel des animaux, éliminant ainsi les facteurs de confusion potentiels introduits par des dispositifs externes2.
Ces dispositifs sont souvent accompagnés d’un manuel avec des instructions pour leur implantation chirurgicale, mais différentes études et modèles animaux peuvent nécessiter des techniques d’implantation différentes de celles du manuel. Les sites d’implantation télémétriques traditionnels, tels que le placement intra-abdominal ou cervical, présentent des inconvénients dans les modèles porcins utilisés dans des études cardiovasculaires prolongées, notamment une gêne potentielle, une interférence avec l’accès fémoral, des mouvements restreints et un risque d’infection accru 1,2,3. Par conséquent, il fallait adopter une approche alternative compatible avec la surveillance à long terme chez les porcs non attachés.
Par rapport au placement intra-abdominal traditionnel, qui peut causer de l’inconfort, ou au placement du cou, qui a eu des taux de réussite plus faibles chez les porcs dans d’autres études, cette approche dorsale vise à améliorer le bien-être tout en maintenant la qualité des données.
L’objectif principal de cette étude était de développer et de valider une nouvelle technique chirurgicale pour implanter des dispositifs de télémétrie sans fil dans le dos des porcs afin d’assurer le confort et la fiabilité des animaux. L’objectif était d’exploiter les avantages d’une surveillance ECG continue sur une période prolongée (jusqu’à 180 jours). Cette technique a été mise au point en réponse aux limites observées avec les méthodes d’implantation traditionnelles (p. ex., placements intra-abdominaux, inguinaux et du cou), qui chez les porcs sont associés à un risque important d’inconfort, de mobilité limitée, d’interférence avec l’accès vasculaire et d’infection. Nous avons développé cette nouvelle approche dorsale pour améliorer le bien-être des animaux, réduire les complications postopératoires et maintenir une qualité de signal fiable lors de la surveillance à long terme chez les animaux non attachés.
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Protocole
Toutes les procédures sur les animaux ont été approuvées par le comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux (IACUC) du Texas Heart Institute. Les animaux ont été implantés avec le système numérique EMKA easyTEL+L-EEEETA (https://www.emkatech.com/product/easytel-large-animals/).
1. Préparations préopératoires pour animaux de laboratoire
- Utilisez des porcs Yorkshire des deux sexes pesant entre 20 kg et 30 kg. Ne nourrissez pas les porcs 12 à 24 h avant le début de l’anesthésie, mais laissez l’accès à l’eau.
2. Sédation et anesthésie
- Administrer du télazol (tilétamine et zolazépam ; 2-6 mg/kg par voie intramusculaire [IM]) et du sulfate d’atropine (0,02-0,05 mg/kg IM). Attendez 10 à 15 minutes pour que les médicaments induisent une sédation, puis transportez le porc vers la salle de préparation. Confirmer une anesthésie adéquate par l’absence de tonus de la mâchoire et l’absence de réponse au pincement des orteils. Appliquez une pommade ophtalmique sur les deux yeux pour éviter le dessèchement de la cornée pendant l’anesthésie.
- Placez un masque facial pour administrer de l’oxygène et de l’isoflurane à 3 % jusqu’à ce qu’un relâchement adéquat du tonus de la mâchoire permette l’intubation endotrachéale.
- Intubez le porc avec une vision directe des cordes vocales. Connecter le porc à un ventilateur de volume et maintenir l’anesthésie par inhalation d’isoflurane (0,5 % à 3,0 %) dans l’O2 (40 % à 100 %).
- Placez un cathéter intraveineux (IV) dans une veine de l’oreille. Rasez la zone au-dessus de la veine auriculaire latérale et désinfectez-la avec de l’alcool isopropylique à 70 % suivi d’une solution de povidone iodée. Insérez un cathéter de 20 à 22 G dans la veine, en utilisant une technique aseptique, puis fixez le cathéter avec du ruban adhésif médical et rincez-le avec une solution saline stérile pour confirmer la perméabilité.
- Administrer de la buprénorphine (Buprenex ; 0,005-0,015 mg/kg IM), de la flunixine méglumine (1,1-2,2 mg/kg IV ou IM) et du ceftiofur (Naxcel ; 3-5 mg/kg IM).
- Rasez la poitrine, le haut du dos, le bas du dos et les parties distales des quatre membres, en particulier les zones situées sur la face antérieure des sabots, à l’aide d’une tondeuse électrique pour exposer complètement la peau pour le placement des électrodes. Nettoyez toutes les zones rasées avec de la gaze stérile imbibée d’alcool isopropylique à 70 %, en essuyant dans un mouvement circulaire du centre vers l’extérieur pour éliminer les débris et les huiles en préparation du drapage stérile. Placez des électrodes ECG adhésives sur les quatre membres, en assurant un contact ferme avec la peau pour minimiser les artefacts de signal.
3. Intervention chirurgicale
- Dans la salle d’opération, placez le porc sur la table en position ventrale. Maintenir l’anesthésie par inhalation d’isoflurane (0,5 % à 3,0 %). Commencer la perfusion IV de plasmalyte à 10-15 mL/h.
- Préparation du site chirurgical
- Nettoyez le site d’incision chirurgicale prévu sur le haut du dos gauche et la zone rasée environnante (environ 15 cm x 15 cm) avec de la gaze stérile imbibée d’alcool isopropylique à 70 %. Essuyez du centre vers l’extérieur jusqu’à ce qu’il ne reste plus de saleté ou de débris visibles sur la gaze. Laissez l’alcool sécher complètement à l’air.
- Effectuez un gommage chirurgical stérile à l’aide d’une solution de gommage de povidone iodée et de gaze stérile. Appliquez le gommage en effectuant des mouvements circulaires fermes, en commençant par la ligne d’incision et en se déplaçant vers l’extérieur en cercles en expansion. Continuez à frotter pendant au moins 5 min, en utilisant de la gaze fraîche au besoin.
- Appliquez une solution de povidone iodée avec de la gaze stérile ou des bâtonnets éponges, en se déplaçant à nouveau du centre vers l’extérieur. Laissez cette dernière couche de peinture sécher complètement à l’air libre ; Ne l’essuyez pas.
- Isolez la zone chirurgicale préparée à l’aide de champs chirurgicaux stériles.
- Identifiez les repères anatomiques de l’incision. Ces points de repère forment un triangle comprenant la colonne vertébrale (bord supérieur), l’omoplate (bord gauche) et le bord inférieur du muscle trapèze (bord droit ; Figure 1).
- À l’aide d’une lame numéro 10, faites une incision longitudinale de 2 pouces à environ 2 pouces latéralement de la colonne vertébrale.
- Après l’incision de l’épiderme, utilisez un électrocautérisation pour avancer dans le tissu sous-cutané, puis divisez le muscle trapèze. Prenez soin de diviser toutes les couches fasciales.
- Une fois que la couche fasciale interne a été divisée, utilisez une dissection émoussée avec l’index et le majeur pour créer une poche dans cette couche. Vérifiez que l’extrémité de l’omoplate est à portée du bout des doigts. Après dissection, l’extrémité de l’omoplate sera palpable à l’extrémité de la poche (Figure 2).
- Vérifiez que l’appareil de télémétrie peut tenir dans la poche avec une tension minimale sur l’incision cutanée. Retirez l’appareil de la poche.
- Mélangez la vancomycine (1 g) avec 50 ml de solution saline à 0,9 % et placez environ 10 ml du mélange dans la poche pendant 1 à 2 minutes. Retirez l’excès de solution à l’aide d’un tampon de gaze.
- Utilisez un angiocath 14 Fr pour placer les fils comme illustré à la figure 2.
- Insérez l’angiocath, en allant de côté à médial, de l’extérieur à l’intérieur. Dirigez l’aiguille sous le muscle vers la poche. Avancez l’aiguille jusqu’à ce qu’il ne reste visible qu’un tiers de son corps. Retirez l’aiguille et enfilez le fil dans le cathéter, en allant de l’extrémité du cathéter au moyeu du cathéter.
- Laissez entre 1 et 2 pouces de plomb exposés. Une sonde suffisamment exposée l’empêche de se perdre dans le tractus sous-cutané lors de la mise en place d’autres sondes. Retirez le cathéter.
- Insérez une mine colorée (jaune, rouge, verte ou bleue), suivie immédiatement de sa mine transparente controlatérale correspondante sur le côté opposé de la poche. Insérez chaque paire ensemble, une paire à la fois, pour correspondre à leur disposition sur le dispositif de télémétrie et éviter toute confusion lors du placement. Les fils colorés et transparents forment une paire différentielle pour chaque canal ECG, ce qui permet l’acquisition du signal bipolaire et réduit le bruit électrique. Répétez ce processus séquentiellement pour toutes les paires de leads. Insérez le fil de terre noir en dernier. Cette approche garantit une orientation cohérente des fils et une transmission précise du signal (Figure 3).
- Une fois que toutes les sondes sont placées, tirez sur les fils de manière à ce que les pointes des fils soient à peine sous la peau. Assurez-vous qu’aucun fil n’est visible au niveau de la peau (Figure 3).
- Rassemblez tous les fils en une boucle, en utilisant la main comme guide, et attachez-les en un paquet avec des soies épaisses.
- Placez l’appareil et le faisceau de plomb dans la poche. Assurez-vous que l’appareil est à plat et correctement orienté. Un côté de l’appareil est étiqueté avec l’instruction : Ce côté vers l’extérieur.
- Positionnez l’appareil à l’intérieur de la poche de manière à ce que son bord latéral se trouve au moins 1 à 2 cm médial du bord caudal palpable de l’omoplate. Avant de continuer, manipulez doucement le membre antérieur gauche du porc dans son amplitude de mouvement pour confirmer que l’appareil n’empiète pas ou ne frotte pas considérablement contre l’omoplate.
- Assurez-vous que les relevés de l’appareil sont transmis au récepteur et à l’ordinateur (Figure 4).
REMARQUE : Une transmission réussie est définie comme une transmission qui mesure avec précision la fréquence cardiaque, évalue le rythme et identifie les complexes QRS. Le signal brut peut ne pas être parfaitement isoélectrique ou exempt d’artefacts. - Assurez l’hémostase. Fermez la couche musculaire avec du Vicryl 1-0. Appliquez le mélange de vancomycine sur la couche musculaire. Attendez 1 à 2 minutes pour l’absorption.
- Fermez la couche sous-cutanée avec du Vicryl 2-0. Agrafez l’incision et appliquez de la colle à tissu.
4. Soins postopératoires
- Surveiller et enregistrer les signes vitaux (fréquence cardiaque, fréquence respiratoire et température) toutes les heures, à partir du moment de l’admission à l’unité de soins intensifs. Évaluer continuellement le porc jusqu’à ce que les critères d’extubation soient remplis, y compris l’effort respiratoire spontané sous respirateur, la présence d’un réflexe de mastication et la capacité de maintenir une décubitus sternal. L’extubation doit être basée sur ces indicateurs cliniques et étayée par des mesures des gaz du sang artériel.
- Poursuivre la surveillance horaire après l’extubation ; Réduire à toutes les 4 heures une fois que le porc démontre une stabilité physiologique. Assurez-vous que le porc n’est jamais laissé sans surveillance pendant la récupération. Un technicien vétérinaire qualifié doit rester présent en tout temps tout au long de la période de convalescence.
- Hébergez les porcs individuellement dans des enclos adjacents qui permettent un contact visuel, mais non physique avec leurs congénères, et ne retournez pas les porcs dans le logement de groupe tant qu’ils ne sont pas complètement rétablis.
- Administrer une analgésie postopératoire, qui comprend la buprénorphine (0,05 à 0,1 mg/kg IM ou PO) toutes les 6 à 12 h ou selon les directives du vétérinaire traitant, et la flunixine méglumine (1,1 à 2,2 mg/kg IV, IM ou PO) administrée toutes les 6 à 8 h au besoin.
- Administrer une prophylaxie antimicrobienne en commençant par Naxcel (ceftiofur ; 3-5 mg/kg IM) une fois par jour pendant 24 heures, à partir du lendemain de la chirurgie, suivie de Baytril (enrofloxacine ; 2,5-5,0 mg/kg PO, BID) jusqu’à 14 jours.
- Maintenez les soins postopératoires aseptiques en appliquant un spray d’iode sur le site d’incision toutes les 8 h jusqu’à la cicatrisation complète de la plaie et le retrait de l’agrafe au 14e jour postopératoire. Appliquez une pommade antibiotique triple sur le site d’incision au besoin.
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Résultats
Les données présentées dans le tableau 1 montrent la fiabilité et l’innocuité de la technique chirurgicale pour l’implantation dorsale de dispositifs de télémétrie chez les porcs. La transmission réussie de l’ECG a été enregistrée chez les 40 porcs (100 %), ce qui confirme que le positionnement de l’appareil et la configuration de la sonde ont permis une acquisition efficace du signal à long terme. L’absence d’événements hémorragiques majeurs (0 % ; définie comme ≥ 10 mL de perte de sang) indique l’innoc...
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Discussion
Une procédure d’implantation de dispositif est décrite comme une nouvelle méthode télémétrique invasive de surveillance ECG continue. Cette méthode garantit des enregistrements fiables dans les expériences sur les animaux. Bien que le manuel d’utilisation de l’appareil EMKA4 décrit une procédure chirurgicale pour implanter l’appareil dans l’abdomen de grands animaux tels que les chiens et les porcs, le placement intra-abdominal n’a pas été considéré comme souhaita...
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Déclarations de divulgation
Aucun n’a été déclaré.
Remerciements
Stephen N. Palmer, PhD, ELS, du Département des publications scientifiques du Texas Heart Institute, a contribué à l’édition du manuscrit.
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Matériaux
| Nom | Entreprise | Numéro de catalogue | Commentaires |
|---|---|---|---|
| Seringue 1 cc | Vetone | V1 670097 | |
| seringue 10 cc | Medline | SYR110010 | |
| seringue 12 cc | Vetone | V1 670065 | |
| seringue 20 cc | Nipro | JD+20L | |
| 20G aiguille | Medline | SYR100205 | |
| seringue 3 cc | Nipro | JD+03L-NIJ | |
| ACT cartouche | Medtronic | 402-03 | |
| Alcool | Vetone | V1 500205 | |
| Circuit d’anesthésie | Fisher & Paykel | RT210 | |
| Angiocath 14 Fr | BD | 382269 | |
| Sulfate | d’atropine Vetone | V1 510221 | |
| Champ bariatrique | Medline | DYNJP3105 | |
| Blade 10 | Medline | MDS15010 | |
| Blade 11 | Medline | MDS15011 | |
| Buprénorphine | PAR Pharmaceuticals | 3003408B | |
| Cache caméra | Aspen Surgical | LT-C02 | |
| Stylo de cautérisation | Medline | ESPB3000 | |
| Stylo de cautérisation Griffe à gratter | Medline | DYNJ01208 | |
| Coflex 2" | tape Vetwrap | 1404BK | |
| Curos protecteur de capuchon | 3M | CFF1-270 | |
| électrodes | ECG Medline | ||
| EMKA easyTEL+L-EEEETA système numérique | EMKA | ||
| Tube endotrachéal | Jorvet | J0615J | |
| Flunixin méglumine | Merck | 65707 | |
| Bouchon d’injection | ICU Medical | C1000 | |
| Cathéter d’introduction 5F | Abbott | 406101 | |
| Cathéter d’introduction 6F | Abbott | ||
| Isoflurane | Vetone | MWI502017 | |
| Kit d’extension de cathéter IV | Baxter | 2C8612 | |
| Kit de pompe IV SmartSite | BD Alaris ; | 2420-0007 | |
| Couverture légère | Medline | DYNJLHS2 | |
| Naxcel (ceftiofur) | Zoetis | 25434 | |
| Compteur d’aiguilles | Medline | DYNJNC20F | |
| Aiguille d’entrée percutanée | Cook | G00272 | |
| Permahand silk 2-0 | Ethicon | C012D | |
| PlasmaLyte | Baxter | 2B2544 | |
| Bâtons de peinture à la povidone iodée | Aplicare | ORF20025S | |
| Transducteur de surveillance de pression 1x1 | Edwards Lifesciences | PX260 | |
| Tuyau de pression 84" | Edwards Lifesciences | 50P184 | |
| Saline | Baxter | 2F7124 | |
| Couvre-chaussures | Medline | NON29858 | |
| Skin agrafeuse | Covidien | 8886803712 | |
| Tasse à échantillon | Medline | DYND30389 | |
| Éponge, 4"× ; 4", détectable aux rayons X | Covidien | 441002 | |
| Éponge, genoux | Medline | MDS241518 | |
| Bonnet de chirurgien | CardinalHealth | 4359 | |
| Gants chirurgicaux | Medline | MSG9065 | |
| Blouses chirurgicales | Medline | DYNJP2001S | |
| Masque chirurgical | Halyard | 6211580 | |
| Housse de table | Medline | DYNJP2311 | |
| Telazol | Zoetis | 10004135 | |
| Adhésif pour tissus | 3M | 1469SB | |
| Vancomycine | Fresenius Kabi | 402254G | |
| Vicryl 1 | Ethicon | J480H | |
| Vicryl 2-0 | Ethicon | J869H |
Références
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- Horning, M., et al. Best practice recommendations for the use of fully implanted telemetry devices in pinnipeds. Animal Biotele. 5 (1), 13(2017).
- Swindle, M., Smith, A. C., Helke, K. Recommendations for medical device implantation in swine. Israel J Vet Med. 68, 3-11 (2013).
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- Morton, D. B., et al. Refinements in telemetry procedures. Seventh report of the bvaawf/frame/rspca/ufaw joint working group on refinement, part a. Lab Animals. 37 (4), 261-299 (2003).
- Langin, M., et al. Perioperative telemetric monitoring in pig-to-baboon heterotopic thoracic cardiac xenotransplantation. Ann Transplantat. 23, 491-499 (2018).
- Markert, M., et al. A new telemetry-based system for assessing cardiovascular function in group-housed large animals. Taking the 3rs to a new level with the evaluation of remote measurement via cloud data transmission. J Pharmacol Toxicol Meth. 93, 90-97 (2018).
- Prior, H., Mcmahon, N., Schofield, J., Valentin, J. P. Non-invasive telemetric electrocardiogram assessment in conscious beagle dogs. J Pharmacol Toxicol Meth. 60 (2), 167-173 (2009).
- Ruppert, S., Vormberge, T., Igl, B. W., Hoffmann, M. Ecg telemetry in conscious guinea pigs. J Pharmacol Toxicol Meth. 81, 88-98 (2016).
- Shiotani, M., Harada, T., Abe, J., Hamada, Y., Horii, I. Methodological validation of an existing telemetry system for qt evaluation in conscious guinea pigs. J Pharmacold Toxicol Meth. 55 (1), 27-34 (2007).
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Réimpressions et autorisations
