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Technique chirurgicale d’insertion d’un cathéter rachidien lombaire chez le porc permettant un accès continu au sac thécal dans une configuration terminale

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DOI :

10.3791/67907

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28 février 2025

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1Department of Neurosurgery, Aalborg University Hospital, 2Department of Infectious Diseases, Aalborg University Hospital, 3Department of Radiology, Aalborg University Hospital

Dans cet article

Résumé

Nous présentons une technique d’insertion d’un cathéter rachidien lombaire au niveau L4-L5 chez un porc Landrace danois de 3 mois dans le cadre d’un protocole de recherche terminale, permettant une perfusion continue ou un prélèvement de LCR à partir du sac thécal.

Résumé

Les porcs sont de plus en plus utilisés comme grand modèle animal pour la recherche pharmacologique sur le SNC en raison des similitudes anatomiques et physiologiques entre le système nerveux central (SNC) porcin et le système nerveux central (SNC) humain. Cependant, l’accès au liquide céphalo-rachidien (LCR) chez les grandes races porcines par des techniques conventionnelles de ponction lombaire peut être difficile en raison d’une orientation oblique des apophyses épineuses spinales et d’un espace interlaminaire limité. En conséquence, une procédure chirurgicale ouverte pour l’insertion d’un cathéter rachidien lombaire pour un prélèvement continu du LCR au niveau L4/L5 chez les porcs est décrite en détail dans ce travail. Après avoir positionné le porc et identifié les repères anatomiques, une incision chirurgicale dorsale de la ligne médiane est pratiquée pour exposer les apophyses épineuses. En faisant avancer l’aiguille d’introduction, le cathéter rachidien est inséré à l’intérieur du sac thécal du canal rachidien tout en laissant les structures osseuses de la colonne vertébrale intactes. Cette méthode permet une perfusion continue dans le sac thécal porcin ou un échantillonnage à partir de celui-ci avec un minimum de saignement ou de fuite de LCR. La procédure est simple, rapide et reproductible dans différentes configurations expérimentales, offrant un potentiel important pour diverses études précliniques, y compris la recherche pharmacocinétique, la formation chirurgicale et les modèles de lésions de la moelle épinière.

Introduction

Les modèles animaux sont essentiels lorsque des limitations éthiques ou pratiques empêchent l’utilisation de sujets humains pour enquêter sur des maladies ou tester des méthodes chirurgicales. Bien que les rongeurs soient couramment utilisés en raison de leur faible coût, leur pertinence translationnelle est limitée par des différences significatives par rapport aux humains1. Les porcs, cependant, offrent plusieurs avantages par rapport aux rongeurs, notamment des similitudes anatomiques et physiologiques avec les humains, en particulier dans le contexte de la recherche sur le SNC 1,2. Les modèles canins ont historiquement servi de modèles expérimentaux pour la recherche sur le SNC, mais des considérations éthiques ont limité l’utilisation des chiens ces dernières années3. De plus, la taille comparable des organes porcins à celle de l’homme améliore leur utilisation dans la recherche chirurgicale et la formation procédurale4. Le SNC et la colonne vertébrale porcins reflètent étroitement ceux des humains, avec des similitudes dans l’architecture et la fonctionnalité du cerveau et de la moelle épinière 1,5,6. Il est important de noter que les dimensions de la colonne vertébrale et du canal rachidien chez les porcs les rendent adaptés à diverses études précliniques 7,8, y compris la formation aux procédures chirurgicales 9,10, la pénétration du médicament 11,12,13 et les lésions de la moelle épinière 14.

L’accès au LCR dans les modèles porcins est crucial dans de nombreux montages expérimentaux. Alors que la ponction lombaire fournit une méthode pour le prélèvement unique du LCR ou l’administration intrathécale de médicaments, les ponctions lombaires répétées ne sont pas pratiques. Ils présentent un risque potentiel d’hématomes intraspinaux, de lésions nerveuses et de contamination par le sang du LCR. Chez les patients humains, les microcathéters rachidiens sont couramment utilisés pour le drainage continu du LCR lombaire dans les hémorragies sous-arachnoïdiennes anévrismales et devraient, en raison des similitudes de taille, être tout aussi adaptés au prélèvement continu du LCR chez les porcs. Cependant, les différences anatomiques spécifiques à l’espèce chez les porcs présentent des défis uniques pour l’accès au LCR. Par exemple, la présence de lames qui se chevauchent, de ligaments ossifiés et d’un tissu adipeux épidural abondant rend les techniques de ponction lombaire percutanée conventionnelles moins fiables15. Chez les miniporcs de Göttingen, une méthode percutanée peu invasive a été utilisée, qui permet de prélever des échantillons en série de LCR16. Cette méthode repose sur l’identification manuelle des espaces intervertébraux lombaires, et le cathétérisme lui-même est effectué sans visualisation de l’introducteur. Cependant, cette technique est moins adaptée aux porcs de grande taille, car les variations anatomiques de la taille des vertèbres, des apophyses épineuses et de la quantité de tissu adipeux épidural rendent le cathétérisme percutané plus difficile15. Par conséquent, des méthodes plus invasives impliquant l’exposition de la colonne vertébrale peuvent être nécessaires dans les modèles porcins plus grands pour assurer un placement fiable du cathéter.

Le but de ce manuscrit est de décrire l’intervention chirurgicale pour l’insertion d’un cathéter rachidien dans le sac thécal porcin au niveau L4/L5. La procédure consiste à positionner le sujet, à planifier l’incision chirurgicale en fonction des repères anatomiques et à accéder aux structures osseuses postérieures de la colonne vertébrale avant le cathétérisme.

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Protocole

Les sujets ont été logés conformément aux réglementations locales sous l’approbation de l’Inspection danoise de l’expérimentation animale (licence n° 2020-15-0201-00401). Informations sur le sujet : Porc domestique, femelle, environ 40 kg, 3 mois.

1. Logement du sujet et jeûne préopératoire

  1. Hébergez les sujets en groupes à des cycles de 12 h de lumière et d’obscurité dans des enclos d’hébergement approuvés pendant au moins 14 jours avant l’intervention afin d’assurer une bonne acclimatation et de réduire le stress17.
  2. Assurez-vous que les sujets ont suivi un régime de sevrage alimentaire pendant 12 heures avant l’anesthésie planifiée afin de réduire le risque de régurgitation. Si le régime alimentaire des sujets comprend de la luzerne ou d’autres types de foin, cela doit être exclu du régime 2 à 3 jours avant la procédure, car cela peut retarder le temps de vidange gastrique de18 jours.

2. Anesthésie et surveillance

  1. Anesthésier le sujet à l’aide d’une injection intramusculaire de 2 mL/10 kg de poids vif d’un mélange de kétamine 6,25 mg/mL, de zolazépam 6,25 mg/mL, de tiletamine 6,25 mg/mL, de butorphanol 1,25 mg/mL et de xylazine 6,25 mg/mL (Zoletil).
  2. Placez le sujet en position couchée sur une couverture chauffante pour favoriser la thermorégulation.
  3. Intuber le sujet à l’aide d’un tubede taille 6,5 19 et le ventiler mécaniquement avec de l’air non humidifié, un volume courant de 8 à 10 mL/kg et une fréquence respiratoire de 16 à 22 respirations par minute en fonction des concentrations expiratoires de CO2 en fin d’expiration < 6,0 kPa.
    REMARQUE : Les lectures de CO2 confirment l’emplacement intratrachéal correct de la sonde.
  4. Maintenir l’anesthésie par inhalation de 3 à 4 % de sévoflurane18 vaporisé.
  5. Appliquez soigneusement les pommades ophtalmiques bilatéralement pour éviter la sécheresse pendant l’anesthésie.
  6. Assurer un degré d’anesthésie suffisant en vérifiant le relâchement musculaire et l’absence de mouvement palpébral toutes les 10th min18.
  7. Insérez un cathéter vésical avec un thermomètre dans la vessie du sujet à travers l’urètre19 pour surveiller la température et recueillir l’urine dans un sac de cathéter approprié.
  8. Insérez un cathéter veineux périphérique dans une veine superficielle de l’oreille appropriée par ponction percutanée et utilisez-le pour une perfusion saline continue (NaCl, 0,9 %), une perfusion de médicament et l’euthanasie à la fin de l’étude.
  9. Insérez un cathéter de l’artère fémorale (feuille de 6 Fr) dans l’artère fémorale droite par une ponction percutanée. Utilisez cet accès pour la surveillance continue de la pression artérielle invasive.
  10. Surveillez les signes vitaux du sujet toutes les 5 minutes tout au long de la procédure.
    REMARQUE : Les signes vitaux comprennent le pouls, la pression artérielle invasive continue, la température intravésicale et la concentration de CO2 en fin d’expiration.

3. Positionnement de l’animal

  1. Placez le sujet en position couchée au centre de la table d’opération. Assurez-vous que la colonne vertébrale du sujet est droite pour éviter toute scoliose.
  2. Placez un sac de sable sous la face lombaire de la colonne vertébrale pour augmenter l’angulation entre les lames.
  3. Rasez les cheveux du site chirurgical avec une tondeuse.
  4. Appliquez une solution iodée sur le site chirurgical selon des schémas centrifuges. Répétez ce processus jusqu’à ce que tout le site chirurgical soit couvert.
  5. Inclinez légèrement le sujet en position verticale.

4. Préparation du matériel chirurgical

  1. Préparez l’équipement chirurgical indiqué dans la table des matériaux.

5. Identifier les principaux repères anatomiques

  1. Identifiez la crête iliaque de chaque côté de la colonne lombaire du sujet et suivez les contours médialement jusqu’à ce que le sacrum soit identifié (Figure 1).
  2. Identifiez l’espace intervertébral sur la ligne médiane entre la face crânienne du sacrum et l’apophyse épineuse de L6.
  3. Identifiez les apophyses épineuses de L6, L5 et L4 (Figure 1, Figure 2).

6. Exposer les apophyses épineuses

  1. Faites une incision médiane le long des apophyses épineuses L4-L6 à l’aide du scalpel n° 24, en coupant à travers la peau et l’hypoderme.
  2. Utilisez un monopolaire pour cautériser les petits saignements des veines superficielles et des artérioles.
  3. Essuyez le sang avec un marécage chirurgical et vérifiez s’il y a un saignement actif ; Utilisez le monopolaire en conséquence.
    REMARQUE : Il est important d’arrêter même les saignements mineurs pour éviter les hématomes.
  4. Insérez l’écarteur chirurgical et élargissez l’ouverture.
  5. Identifiez le ligament supra-épineux dorsal aux apophyses épineuses.
  6. Élargissez progressivement l’incision avec le monopolaire le long de la face latérale des apophyses épineuses jusqu’à ce qu’environ 1 cm des apophyses épineuses soit visible (Figure 3).
    REMARQUE : Si la personne qui effectue la procédure est droitière, il faut envisager de suivre l’aspect latéral droit du sujet de l’apophyse épineuse pour faciliter l’insertion de l’introducteur plus tard.
  7. Identifier le ligament interépineux entre L4/L5 (Figure 3).
  8. Vérifiez s’il y a un saignement actif et appliquez le monopolaire pour la cautérisation en conséquence.

7. Accès au sac thécal

  1. Identifier l’espace intervertébral L4/L5 entre la lame des apophyses épineuses par palpation manuelle.
  2. Placez l’introducteur avec son biseau et sa lumière orientés dans une direction crânienne inclinée vers l’espace intralaminaire L4/L5 (Figure 2, Figure 4, Figure 5).
  3. Assurez-vous que l’introducteur est maintenu à une inclinaison horizontale de 30° et à une inclinaison crânienne de 45° (figure 5).
    REMARQUE : Visez vers l’espace intralaminaire entre L4 et L5.
  4. Avancez progressivement l’introducteur jusqu’à ce qu’une légère résistance se fasse sentir ; Il s’agit du ligamentum flavum.
    REMARQUE : La sensation de résistance contondante indique que l’introducteur est arrêté par l’apophyse épineuse. Si cela se produit, rétractez l’introducteur de 1 cm et avancez à nouveau avec une inclinaison légèrement différente.
  5. Appliquez une pression ferme mais très prudente et faites avancer l’introducteur millimètre par millilitre à travers le ligament du ligament du lin jusqu’à ce qu’une perte soudaine de résistance se fasse sentir.
    REMARQUE : Si le sujet présente des réflexes moteurs dans la musculature lombaire ou les pattes arrière, cela est dû à un contact direct avec les racines nerveuses et non à une anesthésie insuffisante.
  6. Suivez chaque avancée de l’introducteur en retirant le trocart pour vérifier s’il y a un écoulement visible du LCR.
  7. Confirmez le bon placement de l’introducteur dans le canal rachidien par une confirmation visuelle de l’écoulement du LCR de l’introducteur après qu’il ait pénétré le ligamentum flavum et, par la suite, la dure-mère.
    REMARQUE : L’écoulement spontané du LCR peut être lent. La confirmation peut être accélérée en remplissant l’introducteur d’une solution saline stérile et en observant la pulsation.
  8. Réinsérez le trocart dans l’introducteur pour éviter une perte excessive de LCR lors de la préparation du cathéter.

8. Insertion du cathéter dans le sac thécal

  1. Insérez le fil-guide dans le cathéter.
  2. Retirez le trocart de l’introducteur.
  3. Insérez le cathéter, contenant le fil-guide, dans l’introducteur jusqu’à ce qu’une légère résistance se fasse sentir.
  4. Mesurez 5 cm distalement à partir de l’introducteur et marquez avec le marqueur chirurgical.
  5. Appliquez une pression douce mais ferme pendant que le cathéter avance dans le sac thécal jusqu’à ce que la marque précédemment mesurée atteigne l’introducteur.
    REMARQUE : En raison des réflexes médullaires, le sujet peut se contracter/bouger bien qu’il soit suffisamment anesthésié.
  6. Rétractez l’introducteur avec précaution tout en maintenant le cathéter dans sa position.
    REMARQUE : Appliquez une prise ferme sur le cathéter dès qu’il est visible au-dessus de la peau pour éviter les erreurs de placement lorsque l’introducteur est retiré.
  7. Retirez le fil-guide tout en gardant une prise ferme sur le cathéter au niveau de la peau (Figure 6).
  8. Fixez une seringue en plastique à usage unique de 2 ml au cathéter.
  9. Confirmer l’emplacement dans le canal rachidien par aspiration du LCR à partir du cathéter.
  10. En cas d’absence de LCR dans la seringue, rétractez doucement le cathéter de quelques millimètres pour restaurer la perméabilité.
  11. Fixez le cathéter rachidien à l’écarteur chirurgical et à la peau à l’aide de ruban adhésif pour éviter tout mauvais placement.

9. Administration de lipopolysaccharide

  1. Administrer 400 μg de lipopolysaccharide d’E. coli (LPS) (OH :143) dans le feuillet veineux central.
  2. Démarrez une minuterie.

10. Échantillonnage du LCR

  1. Prélever des échantillons de LCR toutes les heures pendant les 24 heures suivantes pour mesurer le nombre total de leucocytes, l’albumine dans le LCR et les IgG dans le LCR. Prélever un maximum de 0,5 mL de LCR dans chaque échantillon.

11. Euthanasie

  1. Administrer un bolus de pentobarbital (50 mg/kg) par le cathéter veineux périphérique.
  2. Observez les courbes de pouls, de pression artérielle et de concentration deCO2 en fin d’expiration au niveau du respirateur pour détecter une stagnation afin de confirmer l’arrêt cardiaque.

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Résultats

Le positionnement couché du porc optimise l’accès chirurgical aux vertèbres lombaires. L’utilisation de sacs de sable de soutien augmente l’angulation entre les apophyses épineuses lombaires adjacentes, améliorant ainsi l’accès au canal rachidien.

La présente étude visait à étudier la réponse inflammatoire dans le compartiment du LCR après l’inoculation intraventriculaire de lipopolysaccharide d’E. coli . Au total, 10 porcs ont subi l’intervention, et les analyses subséquentes du LCR ...

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Discussion

La procédure démontrée d’insertion d’un cathéter lombaire pour le prélèvement continu de LCR chez les porcs comporte plusieurs étapes cruciales. Tout d’abord, le bon niveau vertébral doit être exposé pour assurer des conditions optimales pour un cathétérisme réussi. La moelle épinière porcine s’étend davantage vers la caudale par rapport aux humains, atteignant le niveau S2-S315, contrairement au cône médullaire humain, qui se termine au niveau L1-L2

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à exprimer leur sincère gratitude pour l’expérience partagée par le personnel du laboratoire biomédical de l’hôpital universitaire d’Aalborg, au Danemark.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Table d’opération ajustableN/AN/A
Bair Hugger chauffage3M  ;
Couverture chauffante B5005241003 Bair Hugger3MB5005241003
Sonde endotrachéale taille 6,5DVMedDVM-107860Sonde endotrachéale à ballonnet  ;
Euthasol Vet  ;Dechra Veterinary Products A/S380019phentobarbital pour l’euthanasie, 400mg/mL  ;
Cathéter de Foley 12F  ;Becton, Dickinson and CompanyD175812Ecathéter avec thermocapteur intégré.
Cathéter périphérique intraveineuxAvantor  ;BDAM381344Taille G18
Gaine intraveineuseCoris AvantiAvanti Cordis gaine fémorale 6F
monopolaire, système ForceTriad Seringueen plastique Medtronic
, 2 mL  ;Becton, Dickinson and Company300928
respirateur Primus.Drä ; ger  ;Respirateur avec vaporisateur intégré pour l’anesthésie supplémentaire au Sevofluran
Enrouleur auto-porteurWorld Precission Instruments501722Enrouleur Weitlander, auto-rétentif, 14 cm émoussé  ;
Cathéter lombaire en silicone avec introducteurIntegraNL8508330
solution saline stérileFresnius Kabi8055411000 mL  ;
Scalpel
chirurgical stérile n° 24Swann Morton5.03396E+12Swann Morton Scalpel stérile jetable n° 24
Zoletil Vet  ;VirbacMélange médical pour l’induction de l’anesthésie

Références

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