Technique de la fenêtre crânienne chronique pour les enregistrements corticaux répétés pendant l’anesthésie chez le porc

Résumé

Cette étude présente une méthode évolutive, fiable et reproductible pour les enregistrements corticaux chroniques répétés dans un modèle porcin. La méthode a des applications dans divers domaines des neurosciences, notamment la recherche sur la douleur et le diagnostic des maladies neurologiques.

Résumé

Les enregistrements corticaux sont essentiels pour extraire des signaux neuronaux afin d’informer diverses applications, notamment les interfaces cerveau-ordinateur et le diagnostic des maladies. Chaque application impose des exigences spécifiques à la technique d’enregistrement, et des solutions invasives sont souvent sélectionnées pour les enregistrements à long terme. Cependant, les méthodes d’enregistrement invasives sont mises à l’épreuve par la défaillance des dispositifs et les réponses tissulaires défavorables, qui compromettent la qualité du signal à long terme.

Pour améliorer la fiabilité et la qualité des enregistrements corticaux chroniques tout en minimisant les risques liés aux défaillances du dispositif et aux réactions tissulaires, nous avons développé une technique de fenêtre crânienne. Dans ce protocole, nous rapportons des méthodes pour implanter et accéder à une fenêtre crânienne chez des porcs landrace juvéniles, ce qui facilite le placement d’un réseau d’électrocorticographie temporaire (ECoG) sur la dure-mère. Nous décrivons plus en détail comment les signaux corticaux peuvent être enregistrés à l’aide de la technique de la fenêtre crânienne. L’accès à la fenêtre crânienne peut être répété plusieurs fois, mais un minimum de 2 semaines entre les chirurgies d’implant et d’accès est conseillé pour faciliter la récupération et la cicatrisation des tissus.

L’approche de la fenêtre crânienne a réussi à minimiser les modes de défaillance des électrodes courants et les réponses tissulaires, ce qui a permis d’obtenir des enregistrements corticaux stables et fiables au fil du temps. Nous avons enregistré les potentiels liés aux événements (ERP) du cortex somatosensoriel primaire à titre d’exemple. La méthode a fourni des enregistrements très fiables, qui ont également permis d’évaluer l’effet d’une intervention (stimulation à haute fréquence) sur les ERP. L’absence de défaillances significatives des dispositifs et le nombre réduit d’électrodes utilisées (deux électrodes, 43 sessions d’enregistrement, 16 animaux) suggèrent une amélioration de l’économie de la recherche. Bien qu’un accès chirurgical mineur soit nécessaire pour la mise en place des électrodes, la méthode offre des avantages tels que la réduction du risque d’infection et l’amélioration du bien-être des animaux.

Cette étude présente une méthode évolutive, fiable et reproductible pour les enregistrements corticaux chroniques, avec des applications potentielles dans divers domaines des neurosciences, y compris la recherche sur la douleur et le diagnostic des maladies neurologiques. Des adaptations futures pourraient étendre son utilisation à d’autres espèces et modalités d’enregistrement, telles que les enregistrements intracorticaux et les techniques d’imagerie.

Introduction

En général, le but des enregistrements corticaux est d’extraire des informations de la signalisation neuronale dans le cerveau. Ces informations peuvent être utilisées de différentes manières : contrôle d’un appareil externe, communication, diagnostic de maladie^ou réadaptation1,2,3,4. Chaque application impose des exigences uniques en matière de contenu d’information et de résolution spatiale requise, ainsi que de degré d’invasivité considéré comme acceptable. Par conséquent, des solutions d’enregistrement avec une gamme d’invasivité et de résolution spatiale ont été développées depuis la découverte de l’électroencéphalogramme en 1929⁵.

Généralement, ceux-ci peuvent être divisés en électroencéphalographie (EEG), électrocorticographie (ECoG) et enregistrements intracorticaux. L’EEG est une méthode d’enregistrement non invasive qui capture les oscillations neuronales et les potentiels liés aux événements (ERP) de l’ensemble du cerveau. Cependant, sa capacité à définir les sources de cette activité est limitée en raison de sa faible résolution spatiale. L’ECoG est une méthode plus invasive où les électrodes sont placées épi- ou sous-durale, couvrant généralement une plus petite partie du cortex. Il a une résolution spatiale plus élevée et peut enregistrer les potentiels de champ local (LFP) de l’ERP et de surface. Par conséquent, il peut localiser plus précisément la source de l’activité cérébrale, ce qui le rend utile, par exemple, pour identifier l’origine de l’épilepsie focale. L’enregistrement intracortical est la méthode d’enregistrement la plus invasive et peut enregistrer l’activité de pointe des neurones individuels situés superficiellement ou profondément à l’intérieur du cerveau et la LFP du volume des neurones autour des électrodes. Ces signaux ont une résolution spatiale et un contenu informatif très élevés, mais sont produits par un sous-ensemble restreint de neurones (1 à 10 neurones par canal)⁶.

Pour extraire des informations du cerveau pendant des périodes prolongées (mois-années), l’interface doit être stable et fiable pour que les signaux acquis continuent à représenter les mêmes informations pendant toute la période. Les enregistrements EEG nécessitent des changements d’électrodes fréquents, ce qui rend leur fiabilité variable de très faible à très élevée 7,8,9,10. Les méthodes ECoG et intracorticales sont donc souvent choisies pour les enregistrements prolongés. Cependant, ces deux méthodes exigent que l’état de l’électrode d’enregistrement, ainsi que du tissu, reste stable dans le temps. Alors que l’électrode reste généralement au même endroit, l’interface électrode-tissu peut changer en raison de réactions tissulaires ou des modes de défaillance de l’électrode 11,12,13,14. Les réactions tissulaires comprennent la mort neuronale, l’hémorragie, l’encrassement biologique, la réaction à un corps étranger, la gliose, l’encapsulation, l’infection, la méningite et l’extrusion de méningées¹⁵. Ces réactions compromettent les capacités d’enregistrement des électrodes^12,13. Les modes de défaillance courants des électrodes sont le délaminage ou la fuite au niveau des pièces isolées, le délaminage ou la fissuration du revêtement de surface de l’électrode, l’endommagement du fil et la dislocation de l’électrode^11,12.

Pour surmonter les modes de défaillance des électrodes, nous avons examiné la viabilité d’une solution de placement temporaire d’électrodes qui répond également à de nombreux défis liés aux réponses tissulaires, à savoir la mort neuronale, la réaction à un corps étranger, la gliose, l’encapsulation et l’extrusion de méninges. De plus, un placement cohérent des électrodes était nécessaire pour obtenir des enregistrements neuronaux fiables et reproductibles. Étant donné que l’électrode a été placée par voie épidurale à quelques millimètres du tissu nerveux, le mouvement de l’électrode ne doit pas dépasser 1 mm. La fenêtre crânienne a été conçue avec des dimensions pour empêcher un mouvement excessif entre les positions d’électrodes. Avec le développement de la technique de la fenêtre crânienne, nous visons à améliorer la fiabilité et la qualité du signal à long terme et à éliminer le risque de défaillance des électrodes.

Protocole

Ce protocole a été approuvé par l’Administration vétérinaire et alimentaire danoise sous l’égide du ministère de l’Alimentation, de l’Agriculture et de la Pêche du Danemark (numéro de protocole 2020-15-0201-00514). Au total, 16 porcs femelles landrace ont subi les procédures. Les animaux pesaient environ 20 kg à leur arrivée dans l’établissement, c’est-à-dire qu’ils étaient âgés d’environ 2 mois. Ils pesaient environ 30 kg lors de l’implantation et 40-60 kg à la fin de l’étude. Les procédures comprennent la chirurgie d’implantation, la chirurgie d’accès et la chirurgie terminale (Figure 1).

Figure 1 : Chronologie des procédures expérimentales. La chirurgie d’accès (phase II) peut être répétée plusieurs fois. Une séparation d’au moins 2 semaines est conseillée entre les chirurgies pour la récupération et la cicatrisation des plaies entre les chirurgies. Abréviation : ERP = event-related potential. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

1. Chirurgie d’implantation (phase I)

REMARQUE : Une fenêtre crânienne d’acide polylactique (PLA) imprimée en 3D (Figure 2) est implantée pour faciliter les enregistrements répétés du cortex somatosensoriel primaire du porc. Les ERP dus à la stimulation électrique du nerf cubital sont enregistrés. L’intervention chirurgicale et la fermeture de la plaie sont effectuées de manière à ce que la fenêtre crânienne puisse être accessible et fermée par la suite.

Figure 2 : Conception de la fenêtre crânienne. (A) Vue latérale de la fenêtre crânienne indiquant la hauteur des parois et la base qui est fixée au crâne. (B) Vue de dessus indiquant le diamètre de la veuve crânienne, les trous de vis, l’espace du capuchon et la fenêtre. Le capuchon de la fenêtre crânienne est un cylindre de 22 mm de diamètre avec une hauteur de 1 mm qui s’adapte précisément à l’espace du bouchon. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

1. Implantation de fenêtres crâniennes
   1. Préparation à l’intervention chirurgicale
      REMARQUE : Le processeur de données (RZ2), le poste de travail (WS8) et le PC sont allumés avant le début de l’opération. Des notes chirurgicales sont prises sur une feuille de calcul au moins toutes les 15 minutes par un chercheur non stérile pour documenter les signes vitaux (fréquence cardiaque, spO₂, CO₂ en fin d’expiration, température centrale), les niveaux d’anesthésie (débit de perfusion de propofol, taux de perfusion de fentanyl, pourcentage de sévoflurane), le stade de la chirurgie et toute irrégularité.
      1. Tranquilliser l’animal à l’aide d’une injection intramusculaire de 5 à 7 mL de mélange de Zoletil (1 mL contenait 8,3 mg de Tiletamine, 8,3 mg de Zolazépam, 8,3 mg de Xylacine et 1,7 mg de Butophanol).
         REMARQUE : Pour cette étude particulière, la kétamine a été omise du mélange Zoletil afin d’éviter de bloquer les récepteurs NMDA.
      2. Transportez l’animal jusqu’à la salle d’opération. Intubez l’animal et connectez-le à un ventilateur mécanique.
      3. Placez un cathéter veineux auriculaire pour administrer du propofol, du fentanyl et du sérum physiologique.
      4. Administrer une anesthésie chirurgicale : Sévoflurane 1-2 %, propofol (10 mg/mL perfusé à 8 mg∙^kg-1∙^h-1), fentanyl (50 μg/mL perfusé à 20 μg∙^kg-1∙^h-1).
      5. Marquez le site d’incision à l’aide d’un marqueur stérile avant le drapage stérile. Identifiez le point de bregma en traçant des lignes droites entre chaque oreille et l’œil controlatéral ; le point de bregma se trouve à l’intersection de ces lignes (figure 3A). Assurez-vous que l’incision est légèrement latérale à la ligne médiane du côté controlatéral au membre antérieur stimulé.
      6. Placez la plaque métallique sous les champs et assurez-vous d’un bon placement et d’une bonne stabilité avant de commencer la chirurgie.
   2. Accès au crâne
      REMARQUE : Dans cette partie et les suivantes du protocole, toutes les procédures sont effectuées par un chirurgien stérile, sauf indication contraire.
      1. Faites l’incision initiale dans le derme à l’aide d’un scalpel légèrement latéral à la ligne médiane, comme indiqué à l’étape 1.1.1.5. Poursuivez l’incision à travers la peau avec un cautérisant.
         REMARQUE : N’étendez pas l’incision trop loin vers l’avant pour éviter les gros sinus frontaux du porc. Si vous avez besoin de plus d’espace, étendez l’incision sur le côté postérieur.
      2. Placez l’écarteur et maintenez la peau à l’aide d’une pince et coupez le tissu conjonctif avasculaire entre le périoste et l’sous-cutané (Figure 3B) pour donner plus de souplesse à la peau et faciliter la suture à l’étape 1.4. Ajustez l’écarteur à la flexibilité obtenue.
      3. Incisez le périoste et détachez-le du crâne à l’aide d’un élévateur de périoste. Tenez le périoste de côté à l’aide de l’écarteur.
   3. Accès à la dure-mère
      1. Percez un trou de 10 mm de diamètre frontal à la ligne de suture sagittale et latéral à la suture médiane (Figure 3C). Commencez à un diamètre de 15 mm pour obtenir un trou de 10 mm de diamètre au niveau de la dure, car le foret arrondi donnera un trou légèrement effilé.
      2. Installez la fenêtre crânienne sur le trou dès le début pour assurer un bon ajustement.
      3. Passez à un foret plus petit lorsque la dure-mère devient visible pour obtenir la largeur maximale du trou au niveau de la dura. Coupez les bords à l’aide de rongeurs.
   4. Implantation de fenêtres crâniennes
      1. Confirmez que la fenêtre crânienne s’insère à l’intérieur et jusqu’au fond du trou et décidez de sa profondeur. Bien que cela dépende de l’animal, assurez-vous que les parois de la fenêtre crânienne atteignent la dure-mère pour un bon ajustement, mais n’exercez aucune pression sur le cerveau à aucun endroit.
      2. Marquez les trous de vis à l’aide de la perceuse à main tout en maintenant la fenêtre crânienne en place.
      3. Retirez la fenêtre crânienne et percez les trous d’au moins 4 mm de profondeur. Pénétrer dans le crâne pour que l’une des vis l’utilise comme masse/référence pour les enregistrements corticaux.
      4. Placez la fenêtre crânienne (Figure 3) et retirez l’aiguille du dispositif de perfusion papillon. Mesurez la profondeur des trous de vis à travers la fenêtre crânienne à l’aide du papillon émoussé. Insérez et fixez une vis de la même longueur dans le trou.
         REMARQUE : Une vis trop longue ne parviendra pas à fixer efficacement le capuchon de la fenêtre crânienne.
      5. Placez un connecteur en U sous une vis qui perfore le crâne et touche la dure-mère.
         REMARQUE : Il est important que la longueur de cette vis soit supérieure à l’épaisseur du crâne afin que la repousse de l’os n’empêche pas le contact avec la dure-mère.
2. Implantation de fil périphérique
   REMARQUE : Cette procédure peut être effectuée en même temps que l’implantation de la fenêtre crânienne. Il s’agit d’une procédure stérile. Pour éviter la contamination du site chirurgical ou du site crânien, des vêtements stériles doivent être portés.
   1. Implanter des fils près du nerf cubital
      1. Appliquer une stimulation électrique à 5 mA sur la peau en touchant la peau au niveau de la partie distale postérieure du membre antérieur avec deux aiguilles (non pénétrantes) ou un autre morceau de métal stérile séparé de 2 cm. Recherchez une flexion nette du sabot, qui indique que le nerf passe entre ces deux points.
         REMARQUE : Le membre peut avoir besoin d’être tourné vers l’arrière afin que la partie postérieure soit plus facile d’accès.
      2. Insérez les deux aiguilles perpendiculairement au trajet du nerf à environ 2 cm l’une de l’autre. Percez à nouveau la peau à environ 3 cm du point d’insertion (Figure 4A).
      3. Vérifier l’emplacement à l’aide d’un stimulus d’essai appliqué sur les aiguilles à 2 mA ; Assurez-vous qu’un mouvement clair du sabot est visible.
      4. Passez les fils Cooner dans les aiguilles et retirez les aiguilles, en laissant les fils Cooner partiellement sous la peau. Assurez-vous que la partie non isolée au milieu du fil se trouve sous la peau des deux fils (Figure 4B).
         REMARQUE : Si le membre a été tourné vers l’arrière, tournez-le soigneusement vers l’avant.
      5. Fixez chaque connecteur crocodile à une extrémité désisolée des deux fils Cooner.
   2. Établissement du seuil moteur
      1. Déterminez le seuil du moteur à l’aide de la méthode haut-bas^16,17 ; commencer à 100 μA, en augmentant par pas de 50 μA, tout en observant et en ressentant une réponse motrice dans la zone du sabot. Un seuil inférieur à 1 mA est généralement réalisable.
      2. Programmez le STG pour fournir 100 stimuli symétriques biphasiques rectangulaires avec une largeur d’impulsion de 200 μs à 2x le seuil du moteur, suivie de 100 stimuli à 10x le seuil du moteur.
3. Enregistrement des signaux corticaux
   1. Demandez à un chercheur non stérile de mettre le préamplificateur en position et de le connecter au processeur de données (RZ2) à l’aide de câbles à fibres optiques.
   2. Réduire le sévoflurane à 0,5-1 % (la moitié de son niveau chirurgical) et surveiller la fréquence cardiaque, le CO₂ expiré et la pression artérielle (si disponible) pour assurer une profondeur d’anesthésie adéquate et stable. Augmentez à la fois le propofol et le fentanyl au besoin.
   3. Demandez à un chercheur non stérile de fixer le foulard au préamplificateur (SI8) et de placer le pavillon (ZIF-clip) dans le support de pavillon, qui est monté sur le micromanipulateur à pied magnétique.
   4. Placez le drapé stérile autour du micromanipulateur et fixez la partie adhésive à la scène de tête et au support de scène de tête (Figure 5A).
   5. Demandez à un chercheur non stérile de fixer le micromanipulateur à l’aide du support magnétique, de tremper l’électrode μECoG dans de l’alcool et de la placer dans la scène de tête (clip ZIF).
      REMARQUE : Laissez l’électrode sécher avant de la placer sur la dure-mère. Assurez-vous de ne toucher que le drapé stérile recouvrant la tête, car l’électrode μECoG n’est pas stérile.
   6. Mettez le μECoG en place à l’aide du micromanipulateur et guidez-le avec un coton-tige. Connectez les fils de terre de l’ECoG à la vis de terre à l’aide d’un connecteur crocodile.
   7. Diminuez le sévoflurane à 0 %, surveillez la fréquence cardiaque, le CO₂ expiré et la pression artérielle (si disponible) pour assurer une profondeur d’anesthésie adéquate et stable, augmentez à la fois le propofol et le fentanyl au besoin.
   8. Prévisualiser les signaux dans synapse ; la plage de signal typique est jusqu’à ±100 μV.
      1. Si le signal apparaît comme une ligne en gras (indiquant un bruit de ligne), demandez à une personne stérile d’effectuer les actions suivantes : examinez le circuit de mise à la terre et gardez la vis de mise à la terre et les connexions sèches et isolées des tissus voisins. Vérifiez si d’autres câbles sont isolés du corps du porc et des instruments chirurgicaux. Si ce n’est pas le cas, utilisez de la gaze stérile pour isoler le câblage du corps ou des instruments chirurgicaux.
      2. Si l’amplitude du signal est supérieure à ±100 μV (indication d’artefacts de mouvement), assurez-vous que l’électrode est suspendue et repose sur le cerveau et que le câblage ne bouge pas lorsque le porc se déplace en raison de la ventilation ou de la stimulation électrique du nerf cubital.
      3. Si l’amplitude du signal est inférieure à ± 20 mV (indiquant un mauvais contact ou une anesthésie profonde), assurez-vous que le μECoG repose sur le cerveau et que la dure-mère et l’électrode sont hydratées ; Si nécessaire, versez un peu de solution saline sur l’électrode. Assurez-vous que le sévoflurane a été désactivé et diminuez le taux de perfusion de propofol (et peut-être de fentanyl). Effectuez un test de stimulation et vérifiez si les réponses évoquées sont visibles. Assurez-vous que la partie non isolée du fil périphérique se trouve entièrement sous la peau.
         REMARQUE : Les réponses évoquées peuvent généralement être distinguées en un seul balayage en ligne, mais il est également possible d’évaluer cela hors ligne, en prenant en moyenne 5 à 10 stimuli. Si un pic est visible au moment du déclenchement, il s’agit d’un artefact de stimulation. L’artefact de stimulation interfère avec l’analyse des données.
   9. Placez de la gaze stérile sur l’électrode pour maintenir un bon contact avec les tissus. Versez une solution saline à température corporelle sur la gaze pour éviter le dessèchement des tissus.
      REMARQUE : Étant donné que ces enregistrements sont périduraux, la température exacte n’est pas essentielle. Avec les enregistrements sous-duraux, c’est plus critique.
   10. Laissez l’électrode se stabiliser (30 min) et documentez l’emplacement de l’électrode et la configuration du connecteur de terre pour assurer des enregistrements ultérieurs similaires (Figure 5B-D). Démarrez l’enregistrement et attendez 30 s avant de commencer le programme de stimulation toutes les 10 min.
       REMARQUE : Vérifiez régulièrement entre les enregistrements que la gaze sur l’électrode reste hydratée et versez une solution saline à température corporelle si nécessaire.
   11. Effectuez une intervention après trois cycles de stimulation (pour servir de référence avant l’intervention). Répétez la stimulation pendant neuf autres tours.
       REMARQUE : Continuez à vérifier régulièrement entre les enregistrements que la gaze sur l’électrode reste hydratée et versez une solution saline si nécessaire.
4. Fermeture du site implantaire
   1. Retirez la gaze de l’électrode et retirez l’électrode à l’aide du micromanipulateur tout en la guidant doucement avec un coton-tige.
   2. Demandez à un chercheur non stérile de retirer et de ranger le micromanipulateur, l’électrode, la tête et le préamplificateur et de nettoyer l’électrode selon les instructions du fabricant à l’aide d’un rinçage rapide à l’eau désionisée pour éliminer les résidus de tissus. Faites tremper l’électrode jusqu’à 4 h dans un nettoyant pour lentille pour éliminer les tissus et les protéines de la surface de l’électrode, suivi d’un deuxième rinçage à l’eau désionisée pour retirer le nettoyant pour lentille de la surface de l’électrode. Avant de la ranger, trempez l’électrode dans de l’alcool isopropylique.
   3. Placez le capuchon de la fenêtre crânienne pour fermer la fenêtre crânienne, en vous assurant qu’il s’adapte précisément à la fenêtre crânienne. Il ne nécessite aucune fixation supplémentaire ; La pression de la peau sur l’implant le maintiendra en place.
   4. Placez le sac antibiotique sur le capuchon de la fenêtre crânienne et fermez la peau par voie sous-cutanée avec des sutures simples résorbables à l’aide de la technique de suture verticale enterrée du matelas (Figure 6A). Placez les sutures à une distance de 5 à 10 mm, ce qui laisse de l’espace pour placer les sutures cutanées. Ne faites pas les trois dernières sutures après les avoir placées. Au lieu de cela, attachez ces trois sutures lorsque toutes les sutures sont placées.
      REMARQUE : Attacher les trois dernières sutures après les avoir placées garantit qu’il y a suffisamment d’espace pour placer les dernières sutures.
   5. Placez des sutures intradermiques continues de manière continue dans la peau. Commencez la suture intradermique à 1 à 2 cm latéralement au site d’incision et creusez un tunnel sous la peau jusqu’à la couche dermique de la peau, mais sous sa surface (Figure 6B) pour éviter de gratter et de desserrer excessivement les sutures. Faites un nœud à l’extrémité latérale de la suture.
      REMARQUE : Le propofol et le fentanyl peuvent être désactivés pendant cette procédure, car ils ont plusieurs minutes de temps de réveil.
   6. Placez la suture continue entre les sutures sous-cutanées jusqu’à ce que l’autre côté de l’incision soit atteint.
      REMARQUE : Il est important que la suture sorte dans le derme mais ne perce pas la peau afin que l’animal soit moins capable de gratter sur les sutures.
   7. Creusez un tunnel de 1 à 2 cm sur le côté de l’incision jusqu’à un site de sortie latérale et faites un nœud (Figure 6B). Appliquez de la colle tissulaire sur le site de l’incision.
5. Retour de l’animal à l’enclos
   1. Retirez les champs stériles de l’animal et sevrez-le du ventilateur dès qu’un mouvement est observé.
   2. Transférez l’animal dans l’enclos domestique et gardez-le séparé de l’enclos pendant une nuit.
      REMARQUE : Les porcs sont séparés après l’opération, car il est normal qu’ils essaient violemment de réveiller le compagnon de l’enclos, ce qui entraîne des morsures. Les porcs doivent pouvoir être en contact avec le museau.

Figure 3 : Implantation de la fenêtre crânienne. (A) L’emplacement prévu du point de bregma est identifié et marqué sur le porc avant le drapage stérile, car il peut être difficile de le distinguer par la suite. (B) Après l’incision cutanée, le sous-cutané avasculaire est desserré à l’aide de ciseaux. (C) Un trou de 15 mm de diamètre est percé dans le crâne, et les bords sont enlevés à l’aide de rongeurs. Les lignes de suture coronaire et sagittale sont mises en évidence. (D) La fenêtre crânienne est implantée et fixée à l’aide de vis. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 4 : Implantation de fils périphériques. (A) Deux aiguilles 23 G sont placées dans la peau et les fils Cooner sont insérés à travers celles-ci. (B) Les aiguilles sont retirées et les fils sont laissés dans la peau reliée au stimulateur à l’aide de pinces crocodiles. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 5 : Configuration de l’enregistrement cortical. (A) Le réseau d’électrodes est placé sur la dure-mère, et le support de tête et le micromanipulateur sont dans un manchon stérile lors d’une chirurgie d’implantation, où l’incision est plus longue et plus latérale. (B) Gros plan de l’ECoG dans la configuration d’enregistrement lors d’une chirurgie d’accès, où l’incision est plus médiale. (C) La configuration de mise à la terre, où tous les fils de mise à la terre et de référence de l’ECoG sont court-circuités et connectés via le connecteur en U à la vis péricrânienne. (D) Gros plan de l’étage de tête et du support de l’étage pendant une chirurgie d’accès. Le μECoG est placé sur la dure-mère. Abréviations : ECoG = électrocorticographie ; μECoG = microECoG. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Figure 6 : Technique de suture. (A) Schéma de la technique du matelas vertical enterré sous-cutané. (B) Schéma de la technique de suture intradermique continue. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

2. Chirurgie d’accès (phase II)

REMARQUE : Après 2 à 4 semaines, la fenêtre crânienne est ouverte pour effectuer des enregistrements de suivi des signaux corticaux du S1. L’opération et la fermeture de la plaie sont à nouveau effectuées de manière à ce que la fenêtre crânienne puisse être accessible et fermée à nouveau.

1. Préparation à l’intervention chirurgicale
   REMARQUE : Les étapes 2.1.1 à 2.1.6 sont similaires aux étapes 1.1.1.1 à 1.1.1.6.
   1. tranquilliser l’animal à l’aide d’un mélange de zolétil (5 mL de zoletil [tilétamine 25 mg/mL et zolazépam 25 mg/mL], 6,25 mL de xylazine (20 mg/mL) et 2,5 mL de butorphanol (10 mg/mL)).
      REMARQUE : Pour cette étude particulière, la kétamine a été omise du mélange de zoletil afin d’éviter le blocage des récepteurs NMDA.
   2. Transportez l’animal jusqu’à la salle d’opération, intubez-le et aérez-le.
   3. Placez un cathéter veineux auriculaire. Administrez du propofol, du fentanyl et de la solution saline via le cathéter.
   4. Administrer une anesthésie chirurgicale : Sévoflurane 1-2 %, propofol (10 mg/mL perfusé à 8 mg∙^kg-1∙^h-1), fentanyl (50 μg/mL perfusé à 20 μg∙^kg-1∙^h-1).
   5. Si nécessaire, marquez le site d’incision à l’aide d’un marqueur stérile avant le drapage stérile. Identifiez le point de bregma en traçant des lignes droites entre chaque oreille et l’œil controlatéral ; bregma se trouve à l’intersection de ces lignes (figure 3A).
      REMARQUE : L’incision initiale est généralement encore visible. La nouvelle incision doit être placée à au moins 30 mm de l’incision initiale pour éviter la majeure partie du tissu cicatriciel et faciliter la fermeture de la plaie.
   6. Placez la plaque métallique sous les champs et assurez-vous d’un bon placement et d’une bonne stabilité avant de commencer la chirurgie.
2. Accès à la fenêtre crânienne
   REMARQUE : Les étapes 2.2.1 à 2.2.3 sont similaires aux étapes 1.1.2.1 à 1.1.2.3.
   1. Faites l’incision initiale dans le derme à l’aide d’un scalpel légèrement latéral à la ligne médiane, comme indiqué à l’étape 2.1.5. Poursuivez l’incision à travers la peau avec un cautérisant.
      REMARQUE : Dans le cas d’une expérience terminale, l’incision peut être faite au même endroit que l’incision d’origine.
   2. Placez l’écarteur et maintenez la peau à l’aide d’une pince et coupez le tissu conjonctif avasculaire entre le périoste et l’sous-cutané (Figure 3B) pour donner plus de souplesse à la peau et faciliter la suture à l’étape 1.4. Ajustez l’écarteur à la flexibilité obtenue.
      REMARQUE : S’il s’agit d’une expérience terminale, cette étape peut être omise.
   3. Incisez le périoste et détarez-le du crâne à l’aide de l’élévateur de périoste. Tenez le périoste de côté à l’aide de l’écarteur.
   4. Retirez le capuchon de la fenêtre crânienne et retirez tout conjonctif de l’ouverture en effectuant de légers mouvements circulaires avec un coton-tige jusqu’à ce que la dure-mère soit atteinte.
3. Implantation de fil périphérique
   1. Répétez l’étape 1.2.
4. Enregistrement des signaux corticaux
   1. Répétez l’étape 1.3.
5. Fermeture du site implantaire
   1. Répétez l’étape 1.4.
      REMARQUE : S’il s’agit d’une expérience terminale, cette étape peut être omise.

3. Chirurgie terminale (phase III)

REMARQUE : Après 2 à 4 semaines, la fenêtre crânienne est ouverte pour effectuer des enregistrements de suivi des signaux corticaux du S1. Les étapes 2.2 à 2.5 sont répétées, comme décrit ci-dessus, suivies de l’étape 3.1.

1. Euthanasie
   REMARQUE : Le tube du cathéter veineux de l’oreille doit être rincé avec une solution saline pour éviter l’oxydation du barbiturique.
   1. Rincer le cathéter veineux de l’oreille avec une solution saline.
   2. Fixez une seringue avec la surdose de pentobarbital (10 mL, 400 mg/mL) et injectez le pentobarbital par le cathéter veineux de l’oreille.

Résultats

En utilisant la technique de la fenêtre crânienne, les signaux corticaux ont été enregistrés en 43 séances chez 16 animaux. Les animaux ont guéri de manière appropriée après l’opération et ont été logés par paires tout au long de l’étude et surveillés quotidiennement à l’aide du programme de bien-être du tableau supplémentaire S1. Tous les animaux ont reçu un score de 0 en tout temps, ce qui indique un excellent bien-être. La figure 7 montre que les fenêtres ont effectivemen...

Discussion

L’importance du développement de cette technique réside dans l’élimination des modes de défaillance des électrodes, la réduction des réponses tissulaires et l’amélioration ainsi de la fiabilité des techniques d’enregistrement corticale invasives. Aucun mode de défaillance des électrodes ne s’est produit au cours de l’étude, et un total de deux réseaux ECoG ont été utilisés tout au long de l’étude, y compris 16 animaux et 43 sessions d’enregistrement. Cela a un impact positif supplémentai...

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Implantation de fenêtres crâniennes
Scalpel			jetable, lame 10
Brucelles
Gaze
Cautériseur
Élévateur périoste			plat, largeur 10 mm
Enrouleur Weitlaner			3x4 griffes, émoussées, 16,5 cm
Système de foret chirurgical Midas Rex Legend EHS	Solutions chirurgicales alimentées par Medtronic, Fort Worth, États-Unis
Legend Ball Mèches fines  ;	Solutions chirurgicales alimentées par Medtronic, Fort Worth, États-Unis	7BA40F-MN et 7BA60F-MN	MedNext type 4 et 6 mm de diamètre de tête
Couvercle stérile pour la perceuse
Seringue			5 ml
Salin
Succion
Règle
Cotons-tiges
Rongeur			Mors droit, 15 cm, taille de l’embout 3 x 20 mm
Perceuse à main de 2,5 mm et poignée
Set d’infusion papillon
Six vis M3 de 6 à 14 mm de longueur
Tournevis  ;
Trois tailles de fenêtre crânienne imprimée en 3D (4, 5 et 6 mm de profondeur) et de capuchon
Connecteur en forme de U isolé
Connecteur crocodile
Éponge antibiotique résorbable Genta-coll
Suture résorbable VYCRIL  ;	Éthicon		2-0 26 mm corps rond
Suture monocryl non résorbable	Éthicon		3-0 24 mm coupe inversée
Porte-aiguille
Ciseaux
Colle à tissu adhésive topique	Leukosan
Implantation de fil périphérique
Deux fils Cooner partiellement non isolés
REMARQUE : 1-2 cm des fils n’est pas isolé au milieu et à l’une des extrémités
Deux aiguilles de calibre 23
Gaze
Stimulateur programmable contrôlé par un PC exécutant MC_stimulus	Systèmes multicanaux, Reutlingen, Allemagne	STG4008
Deux connecteurs crocodiles
Enregistrements corticaux
Plaque métallique pour le micromanipulateur magnétique  ;
Support de micromanipulateur magnétique
Micromanipulateur
Support de foulard
Scène de tête à clip ZIF 32 canaux	TDT, Alachua, Floride, États-Unis
Micro-électrocorticographie à 32 canaux (µ ; ECoG) array  ;	Neuronexus, Ann Arbor, États-Unis	Référence E32-1000-30-200
Équipement d’enregistrement TDT comprenant le préamplificateur SI8, le processeur de données RZ2 et le poste de travail WS8.	TDT, Alachua, Floride, États-Unis
Anesthésie & Analgésie
Zoletil 50 Vétérinaire	Virbac, Carros, France
Rompun (Zxylacin)	Elanco Animal Health Monheim ; Allemagne
Torbugesic (Butorphanol)	Intervet International, Boxmeer, Pays-Bas		Aujourd’hui, une formulation différente (dolorex) est utilisée
Kétaminol	Intervet International, Boxmeer, Pays-Bas
Le propofol	Baxter Holding, Utrecht, Pays-Bas
Fentanyl	B. Braun, Melsungen, Allemagne
Métacam	Borhringer Ingelheim Vetmedica, Ingelheim, Allemagne
Noromox	Scanvet Animal Health, Fredensborg, Danemark
Pentobarbe	LeVet, Oudewater, Pays-Bas