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Article de méthode

Modèle murin de lésion utérine chirurgicale et d’issues de grossesse ultérieures

1.8K vues

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DOI :

10.3791/67977

⸱

27 juin 2025

 , 
1Department of Physiology and Membrane Biology, University of California, Davis, 2Department of Obstetrics and Gynecology, University of California, Davis

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une procédure d’induction de lésions utérines dans un modèle murin, suivie d’analyses en aval lors d’une grossesse ultérieure.

Résumé

Les lésions utérines dues aux césariennes (césariennes) et à d’autres procédures (dilatation et curetage, myomectomies, etc.) peuvent entraîner plusieurs morbidités lors de grossesses ultérieures, notamment le placenta praevia, le spectre du placenta accreta (PAS), la grossesse par césarienne et la rupture utérine. Les césariennes représentent environ 30 % des accouchements aux États-Unis, et les taux devraient augmenter. Par conséquent, il est essentiel de mieux comprendre les mécanismes par lesquels les troubles de la grossesse associés aux blessures se produisent et de disposer d’une plate-forme pour tester les interventions possibles. Pour atteindre ces objectifs, il est essentiel de disposer de modèles animaux de lésions utérines, en particulier ceux qui traitent de l’impact des lésions sur les résultats in utero ultérieurs. Ce protocole décrit une nouvelle procédure chirurgicale pour un modèle de lésion utérine induite mécaniquement chez la souris de laboratoire (Mus musculus). Les étapes prises en préparation à la chirurgie, à l’induction de la lésion utérine elle-même et aux procédures de récupération post-chirurgicale sont démontrées. Des renseignements supplémentaires sont fournis concernant la dissection en aval chez les souris non gravides et les souris gravides. Dans l’ensemble, en détaillant un ensemble de procédures pour induire des lésions utérines dans un modèle in vivo , ce protocole présente une méthode flexible pour élucider les événements moléculaires et cellulaires de la cicatrisation des plaies utérines et ses effets sur la grossesse ultérieure.

Introduction

Bien qu’aux États-Unis, 1 accouchement sur 3 soit effectué par césarienne, on sait peu de choses sur la façon dont l’utérus guérit et comment un utérus blessé entraîne des complications lors des grossesses ultérieures 1,2,3,4,5,6,7,8,9,10,11,12, 13. Planche à billets Ces complications comprennent la rupture utérine, le placenta praevia, le PAS et la grossesse par césarienne, qui affectent ensemble ~2,5 % des patientes ayant eu une ou plusieurs césariennes 1,2,6,8,12,14,15,16,17. Le placenta praevia se caractérise par le placement anormal du placenta dans la partie inférieure de l’utérus 4,16. Cela provoque non seulement une obstruction physique du col de l’utérus et un risque élevé de saignement pendant la grossesse, mais constitue également un facteur de risque important pour la maladie invasive plus grave du PAS 8,12. Le SAP est défini par une invasion excessive du placenta trop profondément dans les tissus maternels, même jusqu’à la vessie ou le rectum, et nécessite souvent une hystérectomie par césarienne pour éviter une hémorragie maternelle potentiellement mortelle12,17. Les grossesses par césarienne, bien que rares, entraînent un taux élevé de morbidités associées, notamment les fausses couches, la mort fœtale et les naissances prématurées18,19. En plus des complications associées à des antécédents de césariennes, d’autres procédures utérines telles que la myomectomie ou la dilatation et le curetage (D&C) entraînent également des morbidités chez les patientes. Par exemple, ~30 % des patientes subissant une D&C après un avortement spontané tardif et jusqu’à 46 % des patientes subissant une deuxième résection hystéroscopique pour un léiomyome développent des adhérences intra-utérines caractéristiques du syndrome d’Asherman (SA)20,21. Le SA affecte ~2 % des femmes, provoquant une aménorrhée, une dysménorrhée, un échec d’implantation embryonnaire, une perte de grossesse récurrente, un travail prématuré et/ou PAS21,22. Par conséquent, compte tenu des morbidités et des mortalités majeures importantes associées à un traumatisme utérin antérieur, un modèle animal expérimental est essentiel non seulement pour élucider les mécanismes par lesquels les plaies utérines guérissent et comment les lésions utérines affectent les résultats ultérieurs de la grossesse, mais aussi comme plate-forme pour le développement de nouveaux diagnostics et thérapies23,24.

Plusieurs études ont ainsi développé des modèles murins de lésions utérines. Cependant, les premières études n’ont pas examiné les conséquences des lésions utérines sur les grossesses ultérieures25 ou ont limité les dommages à la surface luminale utérine pour étudier l’implantation de l’embryon en dehors de la fenêtre de réceptivité endométriale chez les souris ovariectomisées26. Pour combler ces lacunes dans les connaissances, le modèle décrit dans ce protocole, ainsi que d’autres études récentes, présente une nouvelle méthodologie chirurgicale pour introduire des lésions utérines chez la souris27,28. Ce protocole utilise la souris de laboratoire commune comme organisme modèle en raison de sa grande accessibilité, de sa traçabilité génétique, de sa courte gestation, de son temps rapide de la naissance à la puberté, de ses portées de grande taille et de son rapport coût-efficacité. De plus, la caractéristique anatomique de deux cornes utérines chez la souris permet un contrôle interne avec une corne non blessée chez chaque animal de laboratoire, ainsi que la capacité de séparer les défauts locaux directement au niveau de la cicatrice vs. Défauts globaux dans tout l’environnement utérin. L’approche décrite dans ce protocole implique une simple laparotomie dorsale, suivie de l’utilisation d’une aiguille bavure pour créer une incision à travers les couches endométriale et myométriale d’une seule corne utérine. Cette méthodologie imite le plus fidèlement les lésions observées lors des césariennes et des myomectomies, bien qu’elle puisse facilement être modifiée pour étudier des blessures non incisionnelles telles que les D&C, qui précèdent AS29,30. Après une blessure, les animaux sont autorisés à se rétablir, puis accouplés avec des mâles étalons pour des grossesses programmées afin d’examiner les conséquences de la blessure sur les résultats in utero ultérieurs27,28.

Bien que sa stratégie globale soit similaire à celle d’autres études récentes, certains aspects de ce protocole offrent des avantages distincts. Par exemple, Li et al. et Burke et al. ont accédé à l’utérus par l’abdomen plutôt que par le dos comme décrit ici 31,32. Une approche dorsale est à la fois plus simple à réaliser et plus propice à une récupération postopératoire rapide de l’animal. Pour les souris non enceintes de l’étude de Burke et al., des aiguilles ou des curettes courbées ont été utilisées pour gratter l’endomètre, imitant ainsi plus étroitement les D&C, par opposition aux lésions incisionnelles de pleine épaisseur dans ce protocole qui modélisent plus étroitement les césariennes et les myomectomies32. Chez les souris en péripartum, Burke et al. ont introduit des incisions sur la surface mésométriale par opposition à la surface anti-mésométriale où les embryons s’implantent, comme décrit ici. En utilisant une aiguille bavée plutôt que des ciseaux utilisés par Li et al.31, cette approche peut être plus facilement modifiée des lésions de pleine épaisseur aux lésions restreintes à l’endomètre pour modéliser à la fois les D&C ainsi que les césariennes et les myomectomies. Li et al. et Burke et al. ont tous deux fermé les plaies utérines avec des sutures, ce qui, bien que plus fidèle aux événements d’une césarienne, introduit une variabilité supplémentaire dans le processus de guérison ainsi que le potentiel d’effets de corps étrangers 31,32,33,34,35,36. Des études similaires chez le rat ont utilisé des voies abdominales pour générer des plaies utérines incisionnelles37,38 ou excisionnelles39 de pleine épaisseur qui sont fermées à l’aide de sutures 37,38,39 chez des animaux non gravides 38,39 et37 enceintes. Par conséquent, le protocole présenté ici est particulièrement adapté aux chercheurs intéressés par une approche facile et reproductible qui nécessite une expérience chirurgicale minimale, aborde les événements liés à l’implantation et à la placentation de l’embryon à la suite d’une lésion utérine de pleine épaisseur, et est facilement adaptable à une grande variété de questions, y compris les lésions de type D&C à l’endomètre27,28.

L’étape 1 de ce protocole décrit les étapes préopératoires. L’étape 2 décrit l’intervention chirurgicale pour induire une lésion d’une corne utérine. Enfin, l’étape 3 détaille la dissection d’une mère enceinte pour étudier les effets de la chirurgie utérine sur une grossesse ultérieure. Dans l’ensemble, cette étude présente un modèle chirurgical unique de cicatrisation des plaies utérines et des résultats de grossesse associés, rapide à réaliser et facile à adopter.

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Protocole

Toutes les procédures démontrées dans ce protocole ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université de Californie à Davis (IACUC Protocol #23985). Les procédures décrites dans ce protocole sont généralement effectuées sur des femelles C3H âgées de 7 à 10 semaines et pesant entre 19 et 25 g, bien que ce protocole convienne aux souris femelles de toutes les souches, de tous les âges et de tous les poids, selon la question du chercheur. Surveiller les animaux avant l’intervention chirurgicale pour s’assurer que seuls des animaux en bonne santé ne présentant aucun signe de blessure ou de détresse sont utilisés pour les études. Les détails des réactifs et de l’équipement utilisé sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Préparation de la zone chirurgicale

  1. Avant le jour de l’opération, placez tous les instruments chirurgicaux (pinces fines (#5 ou #55), porte-aiguille, ciseaux à iris incurvés et applicateur de pince cutanée (chargé de clips)) dans les poches de stérilisation et l’autoclave.
  2. Si vous utilisez un anesthésique injectable, préparez une dilution de 10 mg/mL de kétamine et de 1 mg/mL de xylazine dans une solution saline de chlorure de sodium à 0,9 %.
    REMARQUE : Alternativement, l’isoflurane administré par le cône de nez est une forme acceptable d’anesthésie40.
  3. Immédiatement avant l’opération, enfilez un équipement de protection individuelle (EPI) : blouse de laboratoire, bonnet chirurgical, masque chirurgical et gants.
  4. Préparez la zone préopératoire.
    REMARQUE : Il peut s’agir d’un coussin de paillasse absorbant doublé d’essuie-tout et d’une cage dans laquelle l’animal peut se reposer après avoir reçu une anesthésie avant la chirurgie. Tapissez la cage de l’animal avec du papier absorbant et placez-la à côté du coussin de paillasse préopératoire.
  5. Pesez l’animal destiné à la chirurgie dans un bécher en plastique taré ou un récipient similaire au sommet d’une balance (figure 1A). Notez le poids pour calculer les quantités appropriées d’anesthésique, d’analgésique et de solution saline.
  6. Administrez l’anesthésie injectable à l’animal en suivant les étapes suivantes :
    1. Remplissez une seringue à insuline avec le volume approprié de dilution de travail de kétamine/xylazine (voir l’étape 1.1) pour obtenir une dose de 100 mg/kg de kétamine et de 10 mg/kg de xylazine (figure 1B).
      REMARQUE : Par exemple, un animal pesant 22 g aurait besoin de 0,22 mL de kétamine à 10 mg/mL et de 1 mg/mL de solution anesthésique de xylazine.
    2. Injecter la dose appropriée de kétamine/xylazine par voie intrapéritonéale (I.P.) après avoir éraflé et inversé solidement l’animal en position couchée41 (figure 1C).
      REMARQUE : Une protection anti-éraflure peut être utilisée au besoin.
  7. Surveiller l’animal pendant environ 3 min. Injecter 0,02 mL supplémentaire de la solution de kétamine/xylazine I.P.41 si un mouvement est observé pendant cette période de temps.
  8. Vérifiez la sédation adéquate en effectuant un pincement de l’orteil avant ~10 min après l’anesthésie40,42.
    REMARQUE : Les animaux atteignent généralement un plan chirurgical d’anesthésie en 10 à 15 minutes. Les souris C3H nécessitent généralement ~20 % plus d’anesthésique que les animaux C57BL/6 ou BALB/c (par exemple, 0,24 mL de solution de kétamine/xylazine pour un animal de 20 g). Il peut être nécessaire de déterminer empiriquement la posologie en fonction de chaque souche individuelle.
  9. Après l’arrêt du mouvement, injecter par voie sous-cutanée (S.C.) à l’animal 0,5 mg/kg de buprénorphine à libération prolongée (figure 1D).
    REMARQUE : Étant donné le petit volume et la nature visqueuse de la buprénorphine à libération prolongée, il est recommandé de l’injecter près de l’omoplate tout en tentant la peau avec l’autre main.
  10. Pour protéger les yeux de l’animal, appliquez une pommade ophtalmique à l’aide d’un coton-tige stérile (figure 2A).
  11. Placez l’animal anesthésié sur le tampon absorbant préopératoire recouvert d’essuie-tout.
  12. Rasez soigneusement le site d’incision du bas au milieu du dos à l’aide d’une tondeuse à fourrure (figure 2B). Enlevez l’excédent de fourrure à l’aide d’essuie-tout, puis d’un rouleau anti-peluches (figure 2C).1.12
    REMARQUE : La crème dépilatoire peut être appliquée à l’aide d’un coton-tige stérile pour une épilation complète de la fourrure.
  13. Désinfectez le site de l’incision à l’aide de tampons de préparation à l’alcool et de bâtonnets d’écouvillon à la povidone iodée de la manière suivante :
    1. En commençant par le centre du site d’incision prévu, essuyez vers l’extérieur avec le tampon de préparation à l’alcool dans un mouvement circulaire (Figure 2D).
    2. Ensuite, essuyez le site de l’incision avec un écouvillon à la povidone iodée de la même manière (Figure 2E).
    3. Alternez entre des tampons de préparation à l’alcool frais et des tampons de povidone iodé pour un total de 3 tours.
  14. Préparez la zone chirurgicale comme suit (voir Figure 3A) :
    1. Placez un deuxième tampon absorbant sous un illuminateur, suivi d’un champ chirurgical stérile sur le tampon absorbant.
    2. Stérilisez les gants et l’illuminateur avec de l’éthanol à 70 %.
    3. Placez des outils chirurgicaux stériles sur les bords du champ chirurgical et placez l’animal au centre de la zone chirurgicale.
  15. Créez un champ stérile en plaçant un champ stérile (p. ex. Glad Press 'n Seal) sur l’animal, en ne laissant que le museau exposé (figure 3B).
    REMARQUE : Pendant l’utilisation, des outils chirurgicaux propres peuvent être placés sur des surfaces stériles telles que le champ stérile dans la zone chirurgicale.
  16. Coupez un petit carré sur la région rasée en vue de générer une incision à cet endroit (figures 3C et D). Voir la REMARQUE de l’étape 2.1 (ci-dessous) pour l’emplacement spécifique du site d’incision.

2. Induction chirurgicale d’une lésion utérine

REMARQUE : Cette section décrit la chirurgie et la procédure d’introduction d’une blessure dans une seule corne utérine d’une souris femelle non enceinte. Tout d’abord, une laparotomie dorsale est pratiquée pour exposer le haut de la corne utérine. Ensuite, une aiguille de 25 G est insérée dans la lumière utérine pour endommager l’endomètre utérin et, si vous le souhaitez, pour couper le myomètre. Cela crée une plaie longitudinale dans la corne utérine blessée, ce qui permet d’autres expériences pour répondre à des questions telles que la guérison de l’utérus et l’impact de la blessure sur une grossesse ultérieure. Il est important que l’animal soit correctement sédaté avant d’effectuer la chirurgie. Comme décrit à l’étape 1, plusieurs paramètres indiquent qu’un animal est adéquatement anesthésié. Il s’agit notamment de l’arrêt du mouvement, d’une réduction de la fréquence respiratoire et de l’absence de réflexe des membres antérieurs. De plus, le réflexe des membres postérieurs lors d’un toucher léger doit être absent, bien que ce réflexe reste parfois présent malgré une anesthésie adéquate si une pression suffisante est appliquée40,42.

  1. Découpez une incision de 2 à 3 mm dans la peau dorsale de la souris à l’aide d’une paire de ciseaux (ciseaux à iris droits ou courbés) tout en tenant la peau avec des pinces fines (#5 ou #55).
    REMARQUE : Coupez ~1/3 de distance entre la base de la queue et le cou et ~0,5 cm de la ligne médiane. Voir la figure 4A.
  2. Faites une incision de 2 à 3 mm dans le fascia en recouvrant immédiatement le coussinet adipeux ovarien (Figure 4B).
  3. Saisissez doucement le coussinet adipeux ovarien à l’aide d’une pince et extrayez-le des incisions du fascia et de la peau (Figure 4C).
    REMARQUE : Certaines parties du coussinet adipeux peuvent avoir besoin d’être coupées afin que l’ovaire et l’utérus puissent être retirés de la cavité corporelle. Évitez de blesser une partie de l’appareil reproducteur féminin lui-même, ainsi que la rate et tout gros vaisseau sanguin près du coussinet adipeux.
  4. Après avoir exposé le tiers supérieur de l’utérus, effectuez les opérations suivantes (Figure 4D) :
    1. Fixez doucement la ligature utérotubaire à l’aide d’une pince (Figure 5A,B).
    2. Utilisez l’extrémité pointue d’une aiguille ébréchée pour créer un petit trou dans le haut de l’utérus (Figure 5A,B).
    3. Insérez l’aiguille avec précaution et commencez à gratter la surface anti-mésométriale de la corne utérine (Figure 5C).
    4. Continuer à gratter jusqu’à ce que la perforation complète des couches endométriale et myométriale ait été obtenue (Figure 5D).
      REMARQUE : Une pression excessive avec une pince et/ou l’insertion d’une aiguille peut déchirer l’utérus lors de la ligature utérotubaire, ce qui entraîne la séparation de la corne utérine de l’oviducte et de l’ovaire. S’il est difficile de créer un trou d’entrée dans l’utérus avec l’aiguille ébavurée sans endommager la ligature utérotubaire, une aiguille non ébavurée de 25 G ou 27 G peut être utilisée comme alternative. L’aiguille ébavurée peut ensuite être insérée dans ce trou pour générer l’incision comme décrit ci-dessus. Dans l’approche décrite ici, des incisions de pleine épaisseur sont introduites dans la corne utérine. Cependant, si des lésions utérines moins étendues sont souhaitées, l’aiguille 25 G ébavurée peut être utilisée pour gratter uniquement les couches les plus internes de l’utérus, telles que l’endomètre. De plus, cette procédure n’utilise pas de sutures pour fermer l’utérus afin d’éviter d’introduire des réponses de corps étrangers comme variable supplémentaire ; Cependant, la suture utérine est une alternative acceptable pour cette procédure.
  5. Remettez doucement la corne utérine blessée dans la cavité corporelle à l’aide d’une pince (Figure 6A,B).
  6. Suture43 : le fascia se ferme avec une suture de taille 4-0 et enlève tout excès de fil (Figure 6C-E).
    REMARQUE : Une seule suture est généralement suffisante pour fermer l’incision dans le fascia.
  7. Fermez l’incision cutanée à l’aide de pinces à l’aide de l’applicateur de pince cutanée (Figure 6F).
    REMARQUE : Un à deux clips sont nécessaires pour fermer l’incision.
  8. Injecter par voie sous-cutanée41 10 mg/kg de carprofène comme analgésie et 0,5 mL de solution saline (0,9 % de NaCl) pour les soins de soutien postopératoires. Voir la figure 7A.
  9. Utilisez un poinçon d’oreille ou des étiquettes d’oreille en métal numérotées pour identifier l’animal44.
  10. Placez l’animal dans une cage chauffée pour la récupération postopératoire (figure 7B).
    REMARQUE : Une fois que l’animal est capable de lever la tête, retournez-le dans une cage de logement ordinaire avec de la litière. Voir l’étape 2.12 ci-dessous.
  11. Si vous effectuez d’autres interventions chirurgicales avec les mêmes outils chirurgicaux, effectuez les étapes suivantes :
    1. Tout d’abord, nettoyez avec de l’éthanol à 70 % et des serviettes en papier.
    2. Ensuite, restérilisez les outils en les plaçant dans un stérilisateur à billes de verre sec pendant 30 s.
    3. Laissez les outils refroidir à température ambiante avant de les utiliser ultérieurement.
  12. Retour de l’animal à l’animalerie après la reprise du mouvement, ~1 à 2 heures après la récupération de l’intervention chirurgicale si de la kétamine/xylazine a été utilisée ou ~5 minutes après l’anesthésie à l’isoflurane.
  13. Surveiller quotidiennement les animaux pour détecter tout signe de douleur et de détresse et administrer des injections quotidiennes de 10 mg/kg de carprofène au besoin jusqu’à 3 jours après la chirurgie.
    REMARQUE : L’échelle de grimace45 et la note d’état corporel46 sont des évaluations vétérinaires standard du bien-être animal.

3. Accouplement et dissection de souris gravides pour évaluer les conséquences des lésions utérines

REMARQUE : Selon la question de recherche spécifique, diverses analyses de paramètres peuvent être effectuées après une lésion utérine. Par exemple, les animaux non gravides peuvent être disséqués à différents moments après la blessure pour examiner la cinétique de la cicatrisation des plaies27. De plus, les animaux blessés peuvent être fécondés par accouplement naturel ou transfert d’embryons afin d’examiner l’impact des blessures sur les grossesses ultérieures27. Cette étape décrit l’évaluation du développement embryonnaire et placentaire dans un environnement utérin endommagé. En particulier, cette étape fournit des détails sur la mise en place d’accouplements programmés et la dissection des animaux au 12.5e jour embryonnaire de la gestation (E12.5, le matin du prélèvement vaginal étant défini comme E0.5 ; plus d’informations sur l’identification des bouchons vaginaux à l’étape 3.2 ci-dessous). Dans l’ensemble, l’étape 3 fournit un exemple d’analyses en aval qui peuvent être effectuées après la blessure pour examiner un ensemble précis de questions expérimentales.

  1. Après la récupération postopératoire, effectuez des accouplements chronométrés47 en co-logeant la femelle blessée avec un mâle étalon âgé de 11 semaines ou plus.
    REMARQUE : La durée de la récupération après une blessure sera déterminée par la question de recherche spécifique. Les études utilisant ce protocole permettent généralement une récupération de 30 jours (avec une plage de 5 à 105 jours testés) avant de commencer les accouplements programmés. Les accouplements en trio ou en harem réduisent le coût de l’hébergement et augmentent l’efficacité de cette approche expérimentale. Cependant, veuillez noter que de telles configurations d’accouplement nécessitent l’approbation de l’établissement et sont destinées uniquement à des fins de dissection pendant la grossesse ; Les naissances vivantes issues d’accouplements en trio ou en harem causent du stress aux animaux et ne sont généralement ni conseillées ni autorisées.
  2. Effectuez des contrôles vaginaux chaque matin jusqu’à ce qu’un bouchon soit identifié (voir la figure 8), après quoi la femelle peut être logée séparément du mâle étalon.
    REMARQUE : Les bouchons apparaîtront soit sous la forme d’une masse blanche dans le canal vaginal (Figure 8A), soit d’un renflement de toute la zone vaginale. Si aucun signe d’un bouchon n’est visible de l’extérieur, un chercheur de sonde peut être inséré lentement dans le canal vaginal (Figure 8C, D). Toute résistance avant l’insertion complète de la pointe jusqu’à la courbure dans le chercheur de sonde est une indication d’un bouchon. Les contrôles des prises doivent être effectués à ~7 heures du matin ou le plus tôt possible le matin, car les prises tombent au cours de la journée. Pour plus de détails sur la vérification des bouchons vaginaux, voir Behringer et al.48. Pour une confirmation supplémentaire et plus fiable de la grossesse, l’échographie à haute fréquence peut être utilisée49,50. Si l’échographie n’est pas disponible ou n’est pas souhaitée, il a été démontré que la prise de poids permet de prédire la grossesse avec une précision raisonnable par E7.7551.
  3. Sacrifiez l’animal (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement) à l’âge gestationnel souhaité. Voir la REMARQUE ci-dessous pour plus de détails sur la façon de pratiquer l’euthanasie animale et comment choisir un âge gestationnel pour la dissection.
    REMARQUE : La date de prise est désignée E0.5. Choisissez un âge gestationnel au moment du sacrifice en fonction de la question expérimentale abordée. Par exemple, E4.5-E5.5 est approprié pour l’étude de la biologie périimplantatoire. E11.5-E14.5 est conseillé pour l’étude des anomalies placentaires en milieu de gestation, y compris la présence de placentas fusionnés. Suivre les directives institutionnelles pour l’euthanasie des animaux. Une procédure acceptable est une période d’incubation de CO2 de 8 minutes, suivie d’une période d’attente et d’observation de 2 minutes, et enfin, d’une confirmation secondaire de l’euthanasie par luxation cervicale.
  4. Après l’euthanasie, préparez-vous à la dissection comme suit (voir Figure 9A) :
    1. Placez l’animal en position couchée sur une surface de dissection.
    2. Procurez-vous les outils de dissection nécessaires (pinces, ciseaux), ainsi que des boîtes de Pétri remplies de 1× PBS.
    3. Pour empêcher les brins de fourrure d’adhérer au site de dissection, mouillez d’abord la fourrure abdominale avec de l’éthanol à 70 %, de l’eau ou 1× de PBS avant la dissection.
  5. Faites une incision dans le bas-ventre en tenant la peau de l’abdomen avec des pinces et en coupant une forme en V sur toute la longueur de l’abdomen avec des ciseaux jusqu’à atteindre le bas de la cage thoracique (incision de ~2 cm pour chaque coup de la lettre « V »). Voir la figure 9B-D.
  6. Créez une incision en forme de V dans la paroi musculaire abdominale sous-jacente (incision de ~2 cm pour chaque trait de la lettre « V ») tout en la tenant avec une pince et en coupant en forme de V jusqu’à ce que la cavité abdominale soit visible. Voir Figure 9E,F.
  7. Exposez l’utérus en écartant doucement les intestins et les autres contenus abdominaux. Retirez l’utérus contenant les embryons de la cavité abdominale et mettez-le en vue. Voir la figure 9G.
  8. Retirez l’utérus ainsi que les embryons enfermés de la cavité abdominale. Placez l’utérus dans une boîte de Pétri préremplie de 1× PBS. Voir la figure 9H.
    REMARQUE : Utilisez une pince pour saisir d’abord le coussinet adipeux ovarien. Ensuite, utilisez des ciseaux pour séparer l’utérus du reste de la cavité corporelle en sectionnant d’abord la graisse ovarienne, puis les artères mésométriales, le vagin, les artères mésométriales le long de l’autre corne utérine, et enfin, le deuxième coussinet adipeux ovarien. D’autres dissections peuvent être effectuées au besoin pour l’analyse en aval souhaitée, comme la microscopie ou l’histologie. Voir la figure 10 pour des exemples de données.

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Résultats

Après une intervention chirurgicale avec l’utilisation de kétamine/xylazine comme anesthésique, les animaux sont généralement partiellement mobiles en ~1 h. et complètement mobiles en ~4-6 h. La récupération de l’anesthésie à l’isoflurane se produit généralement en quelques minutes. Toutes les complications qui peuvent survenir, telles que la déhiscence de la plaie ou la douleur, sont généralement évidentes dans les 1 à 3 jours suivant la chirurgie. Effectuez des contrôles quotidiens du bien-être pour surveiller la doule...

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Discussion

Les césariennes représentent ~33 % des accouchements aux États-Unis, et jusqu’à 55 % à 65 % des accouchements dans des pays tels que le Brésil et l’Égypte12,52, et pourtant on sait peu de choses sur la façon dont l’utérus guérit après une blessure ou sur l’impact de ces blessures sur les grossesses ultérieures. Bien que la césarienne antérieure soit un facteur de risque majeur pour les troubles de la grossesse tels que le spectre...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Nous remercions les services d’enseignement et de recherche en soins aux animaux de l’UC Davis (TRACS) pour leur soutien continu en matière d’élevage, de procédure et de logistique. Nous remercions le Dr Yi-Je (Jay) Chen, D.V.M., Ph.D., pour ses conseils et son soutien techniques, ainsi que l’utilisation de la salle d’opération pour le tournage. Nous remercions tous les membres du laboratoire Zhang pour leur soutien à ce travail. La figure 5A a été créée avec BioRender.com (https://BioRender.com/ig9sfon).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,9 % NaCl pour injection, stérileFresenius Kabi63323-186-10
25 g x 5/8 po BD PrecisionGlide&trade ; AiguilleBD305122
70 % d’éthanolFisher ScientificBP82031GAL
Suture résorbable 4-0 en vicrylÉthiconJ214
Cages pour animauxVWR10712-110 et 10715-323Les cages fournies par l’animalerie du chercheur sont acceptables
Poinçon d’oreille animalFisher Scientific13-812-201
Système de fermeture de l’enroulement AutoClipOutils scientifiques fins12020-00
Seringue à insuline U-100Fisher Scientific14-826-79Marque BD
Écouvillons à la bétadineMedlineMDS093901
Buprénorphine à libération prolongée, 1,3 mg/ml (Ethiqa XR)Fidelis Pharmaceuticals099114D’autres médicaments à libération prolongée de buprénorphine ou de chlorhydrate de buprénorphine sont acceptables
Carprofène (RIMADYL) 50 mg/ml  ;ZoetisRIM-00284R1
Ciseaux à iris incurvésInstruments de précision mondiauxRéférence 501759G
Stérilisateur d’outils chirurgicaux à billes de verre sèchesVWR INTERNATIONAL75999-324
Recharge de billes de verre sèchesVWR INTERNATIONAL75999-332
Souris femelles, généralement âgées de 8 à 12 semaines, p. ex. souche C3HRivière Charles025
Ciseaux fins - courbés 10,5cmOutils scientifiques fins14370-23
Tondeuse à fourrureFisher Scientific50-195-4544
Presse heureuse ' n SceauFisher ScientificNC1089054
Gants, nitrileFisher Scientific19-130-1597C
H2O, distillé stérileOutils scientifiques fins15230170
Illuminateur pour les chirurgiesAmScopeHL150-AY
Kétamine, 100 mg/mL (zétamine)Dechra501072
BlouseUlineS-15376W-50
Microscope optiqueFisher ScientificS13039
Rouleau à charpieFisher Scientific17-018-329
Crème dépilatoire NairCible049-06-3304
Porte-aiguilleOutils scientifiques fins12500-12
Essuie-toutScott1804
PétriFisher Scientific08-757-100
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS)Thermo Fisher Scientific10010023
Bécher en plastiqueThermo Fisher Scientific12010250
Chercheur de sonde avec extrémité courbéeFisher Scientific08-995
Fisherbrand&commerce ; Sachets de stérilisation à fermeture instantanée 9 cm (L) x 13,3 cm (H)Fisher Scientific181250
Fisherbrand&commerce ; Sachets de stérilisation à fermeture instantanée 9 cm (L) x 23 cm (H)Fisher Scientific181251
Forceps, fine, #5Outils scientifiques fins11254-20
Pinces, fines, #55  ;Outils scientifiques fins11295-51
ÉcailleFisher ScientificRéf. S93805
Ciseaux chirurgicauxOutils scientifiques fins14060-09
VaporisateurFisher ScientificS413505P
Tampons de préparation à l’alcool stérilesFisher Scientific22-363-750
Pommade vétérinaire ophtalmique stérilePuralubePH-PURALUBE-VET
Écouvillons stériles pour l’application d’une pommade oculaireFisher Scientific18-366-472
Sachets de stérilisationFisher Scientific19-910-673
Champ chirurgicalFisher Scientific50-209-1792
Bonnet chirurgicalUlineS-10480BLU
Masques chirurgicauxFisher Scientific18-048-010
Thomas Scientific Sous-matelas absorbant pour banc, Coussins de banc, 16,5 x 23 po/42 x 58 cmFisher ScientificNC1588452
Chambre de réchauffement/induction avec chauffage par le solFisher Scientific14-370-302
Recharges de clip de plaieOutils scientifiques fins12022-09
100mg/ml de xylazineDechraRompun 100 mg/mL Xylazine

Références

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