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Article de méthode

Analyse différentielle des gènes et validation de la disulfideptose dans un modèle de lésion d’ischémie-reperfusion myocardique chez le rat

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DOI :

10.3791/68019

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18 avril 2025

 , 
1Department of Cardiovascular Medicine, The Affiliated Hospital of Guizhou Medical University

Dans cet article

Résumé

Le protocole décrit l’identification de plusieurs nouveaux gènes différentiels liés à la disulfideptose associés à des lésions d’ischémie-reperfusion myocardique par analyse bioinformatique et validation expérimentale.

Résumé

L’ischémie-reperfusion myocardique (MIRI) est une lésion supplémentaire qui se produit lors du processus de rétablissement du flux sanguin du tissu cardiaque après une lésion induite par l’ischémie. L’IRM affecte gravement l’efficacité et le pronostic à court et à long terme de la reperfusion après un infarctus du myocarde. À l’heure actuelle, le mécanisme du MIRI n’est pas tout à fait clair. La disulfideptose est un nouveau mode de mort cellulaire, et la relation entre MIRI et l’expression des gènes liés à la disulfideptose (DRG) n’est pas encore claire. Tout d’abord, cette étude explore les gènes exprimés de manière différentielle associés à la disulfideptose dans MIRI par le biais d’une analyse bioinformatique. Deuxièmement, en construisant un modèle de rat de MIRI, les DRG ont été détectés. Cette étude a identifié 12 gènes apparentés, dont Myh9, SLC7A11, SLC3A2, Myh7b, ACTB, FLNB, Actn1, Actn4, Flnc, Dbn1 et Pdlim1. Le tissu myocardique de rats atteints d’IRIM présente des lésions pathologiques évidentes et des événements d’apoptose. Les résultats de l’immunohistochimie ont indiqué que la stimulation MIRI augmentait l’expression de la protéine GLUT1 dans le tissu myocardique, mais limitait l’expression de la protéine F-actine. De plus, des différences significatives dans l’expression de trois protéines ont été validées à l’aide d’ensembles de données externes et de modèles de rats MIRI. Cette étude a démontré que les DRG avaient une valeur prédictive significative dans l’IRMI, offrant de nouvelles perspectives pour l’exploration des biomarqueurs et des cibles thérapeutiques potentielles de l’IRMI.

Introduction

L’infarctus aigu du myocarde (IAM) est une maladie cardiovasculaire grave et reste l’une des principales causes de mortalité dans le monde. L’intervention coronarienne percutanée a considérablement réduit les taux de mortalité chez les patients atteints d’IAM1. Cependant, la thérapie de reperfusion visant à rétablir l’apport sanguin myocardique s’accompagne d’une série de réponses pathologiques et physiologiques indésirables. Ces processus peuvent entraîner une augmentation de la taille de l’infarctus, la mort des cellules myocardiques, des arythmies ventriculaires soutenues et une mort subite2. L’ischémie-reperfusion myocardique (MIRI) est une maladie cardiovasculaire complexe influencée par des facteurs tels que les cytokines, les chimiokines, les facteurs de croissance, le stress oxydatif et la surcharge calcique3. L’atténuation de l’IRIM reste un défi de taille.

Récemment, la disulfideptose est apparue comme une nouvelle forme de mort cellulaire caractérisée par un effondrement rapide du réseau d’actine cytosquelettique dû à une accumulation excessive de disulfures, y compris la cystéine, dans les cellules, résultant de la déplétion en NADPH+. Une accumulation excessive de disulfure perturbe les liaisons disulfure entre les protéines du cytosquelette, entraînant la migration de l’actine et la mort cellulaire 4,5. Contrairement aux formes de mort cellulaire précédemment rapportées telles que l’apoptose, la nécrose, la pyroptose et la ferroptose, la disulfideptose est initiée par l’agrégation excessive de disulfures intracellulaires et n’est pas antagonisée par des inhibiteurs spécifiques d’autres voies de mort cellulaire. En tant que mort cellulaire distinctive, des preuves ont indiqué que la déficience cellulaire provoquée par la SLC7A11-surexpression peut déclencher la disulfidptose4. Après MIRI, une sécrétion insuffisante d’insuline peut induire une hypoglycémie et une disulfidptose ultérieure, ce qui peut causer d’autres dommages aux cellules myocardiques et peut être l’un des nouveaux mécanismes de MIRI5.

Dans cette étude, l’objectif principal était d’utiliser des bases de données complètes sur l’expression génique, telles que le Gene Expression Omnibus (GEO), pour analyser l’expression différentielle des gènes entre les échantillons normaux et MIRI. Nous avons effectué une analyse référentielle entre les gènes exprimés de manière différentielle et les gènes associés à la disulfideptose, dans le but d’identifier les gènes liés à la disulfidectose (DRG) qui présentent une expression différentielle dans MIRI. Des algorithmes d’apprentissage automatique ont été utilisés pour identifier les gènes clés, et nous avons validé les modèles d’expression des gènes différentiels d’intérêt sélectionnés à l’aide d’un modèle animal. Cette approche offre une nouvelle perspective vers une compréhension plus profonde des mécanismes potentiels sous-jacents à l’apparition et à la progression de l’IRMI. L’objectif principal de cette recherche était d’étudier un nouveau mécanisme de mort cellulaire au sein de MIRI, de découvrir les gènes différentiels associés et de mener des expériences préliminaires pour valider ces résultats. L’objectif ultime était d’identifier de nouvelles cibles thérapeutiques pour atténuer l’IRM en fonction de ce mécanisme de mort cellulaire émergent.

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Protocole

Pour cette étude, neuf rats mâles Sprague-Dawley (SD), âgés de 6 à 8 semaines et pesant de 180 à 220 g, ont été sélectionnés au Centre de recherche sur les animaux expérimentaux du Hubei [SCXK (Hubei) 20200018]. Les rats ont été gardés dans des bâtiments exempts d’agents pathogènes spécifiques pour s’acclimater pendant 1 semaine, avec un cycle clair et sombre de 12 h/12 h, en buvant et en mangeant librement. L’étude actuelle a été menée avec l’approbation du Comité d’éthique animale du troisième hôpital affilié de l’Université de médecine de Zunyi (numéro d’approbation : (2016)-1-56). Toutes les procédures ont été effectuées conformément aux recommandations décrites dans le Guide pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire publié par les National Institutes of Health des États-Unis. Des mesures rigoureuses ont été mises en œuvre pour minimiser le nombre d’animaux utilisés et atténuer leurs souffrances.

1. Analyse de l’expression différentielle des gènes liés à l’IRIM et à la disulfideptose

REMARQUE : Les données de séquençage de l’ARN de MIRI nommées GSE214122 ont été sélectionnées pour cribler les gènes associés à la disulfideptose selon le rapport de littérature6.

  1. Ouvrez la base de données GEO, tapez GSE214122 dans la zone de recherche, puis cliquez sur Entrée. Téléchargez le(s) fichier(s) de matrice de série généré(s) au format TXT dans la section Télécharger.
    REMARQUE : Avant d’effectuer l’analyse des données, il est généralement nécessaire de prétraiter les données téléchargées. Cela comprend la vérification des valeurs manquantes, l’élimination des échantillons et des gènes de mauvaise qualité et la normalisation ou la normalisation des données. L’ensemble de données GSE214122 récupéré contenait des échantillons des groupes simulés et MIRI.
  2. Effectuer une analyse différentielle de l’expression génique des échantillons à l’aide du package DESeq27. Considérer les gènes avec |log2FC|>1 (changement de pli supérieur à 2) et FDR<0,05 comme statistiquement significatifs, ce qui permet d’identifier les gènes exprimés de manière différentielle associés à MIRI. Générez une carte thermique de l’expression différentielle des gènes à l’étape 1.2 à l’aide du packagepheatmap 7 de R.
  3. Construisez un diagramme de Venn à l’aide du package7 du VennDiagram de R (voir la Table des matériaux). Générez des graphiques Volcano pour visualiser les gènes liés à la disulfideptose à l’aide d’un package EnhancedVolcano dans R7.
  4. Construire un réseau PPI reliant les gènes exprimés différentiellement MIRI aux gènes de la disulfideptose à l’aide de la base de données STRING7 (voir Tableau des matériaux).

2. Construction du modèle MIRI du rat

  1. Faites jeûner les rats pendant la nuit avant d’effectuer l’anesthésie. Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale de pentobarbital sodique à 2 % (40 mg/kg) et fixer les membres à une planche à rats en position couchée. Confirmer la profondeur de l’anesthésie par l’absence de réponse au pincement des orteils, à la perte du réflexe de redressement et au réflexe de clin d’œil. Utilisez une pommade vétérinaire pour prévenir la sécheresse sous anesthésie.
  2. Désinfectez la peau du cou et du décolleté avec de l’iodophore et déiodinez avec de l’alcool à 75 %. Rasez la fourrure du cou et de la poitrine gauche avec un rasoir électrique et faites une incision médiane du cou d’environ 2,5 cm de long avec un scalpel (voir le tableau des matériaux).
  3. Séparez la trachée à l’aide d’une pince et effectuez une intubation endotrachéale avec une connexion à un ventilateur pour petits animaux3 (voir tableau des matériaux).
  4. Coupez longitudinalement 4 cm le long du côté gauche du sternum avec des ciseaux ophtalmiques et séparez brusquement les muscles sous-cutanés avec une pince pour exposer la plèvre entre la troisième et la quatrième côte.
  5. Faites une incision de 4 à 5 cm de l’apophyse xiphoïde au milieu du deuxième espace intercostal gauche tout en tenant le scalpel à un angle de 45°. Séparez doucement et lentement les muscles pectoraux majeurs et dentelés antérieurs à l’aide d’une pince ophtalmique pour accéder à l’espace intercostal.
  6. Faites une incision transversale de 1,5 cm entre la troisième et la quatrième côte gauche à l’aide de ciseaux ophtalmiques. Après avoir disséqué le péricarde à l’aide d’une pince ophtalmique, soulevez l’appendice auriculaire gauche à l’aide d’une pince pour identifier l’ostium coronaire à la racine aortique.
  7. Ligature de l’artère coronaire descendante antérieure gauche entre le cône pulmonaire et l’appendice auriculaire gauche à l’aide d’une suture 6-0 (voir le tableau des matériaux).
  8. Après 30 min, desserrez la suture pour permettre la reperfusion pendant 120 min, puis fermez les couches musculaires et cutanées à l’aide d’une suture 6-0. Appliquer la pénicilline (voir le tableau des matières) par injection intrapéritonéale de 80 000 à 100 000 unités.
  9. Dans le groupe fictif, effectuez toutes les procédures comme pour le groupe modèle, mais n’enfilez que l’artère coronaire descendante antérieure gauche sans ligature ni reperfusion.
  10. Une fois que les rats ont repris conscience, retirez les tubes endotrachéaux. Renvoyez les rats à l’animalerie pour qu’ils se rétablissent, où ils auront libre accès à de la nourriture et à de l’eau. Hébergez le rat subi une intervention chirurgicale dans une seule cage avec un système de ventilation indépendant dans un laboratoire stérile.
  11. Pendant 30 min d’ischémie et 120 min de reperfusion, effectuez une échocardiographie. La modélisation a été considérée comme réussie si la fraction d’éjection ventriculaire gauche était inférieure à 50 %1,6.

3. Récolter du tissu cardiaque3

  1. Après 120 min de reperfusion, placez les rats dans le récipient d’euthanasie pour mettre en œuvre l’euthanasie par inhalation de dioxyde de carbone. Prélevez immédiatement les tissus cardiaques du rat.
  2. Retirez les poils abdominaux des rats à l’aide d’un appareil de rasage et stérilisez la partie antérieure de la poitrine avec de l’iode et de l’alcool à 75 %. Disséquez la cavité abdominale du rat le long de la ligne médiane de l’abdomen avec un scalpel.
  3. Coupez la peau de l’apophyse xiphoïde vers le haut jusqu’à l’espace sous-mandibulaire avec des ciseaux chirurgicaux et décollez brutalement la peau et le tissu sous-cutané avec des pinces des deux côtés pour exposer la cage thoracique et la couche musculaire cervicale superficielle (voir le tableau des matériaux).
  4. Ouvrez le thorax et la plèvre le long de la ligne médiane avec des ciseaux chirurgicaux pour exposer le cœur, clampez l’aorte avec un clip vasculaire et coupez l’artère avec des ciseaux ophtalmiques. Retirer le cœur et le disséquer en bloc detissu de 1 mm 3 dans une solution saline froide sur un bain de glace et fixer avec du paraformaldéhyde à 4 % pendant 48 h (voir le tableau des matériaux).

4. Coloration à l’hématoxyline-éosine (H&E)

  1. Déshydratation et enrobage : Déshydrater le bloc de tissu cardiaque en le trempant successivement dans de l’alcool à 75 %, à 85 %, à 95 % d’alcool (I), à 95 % d’alcool (II), à 100 % d’alcool (I) et à 100 % d’alcool (II) pendant 1 h dans chaque solution. Transparentiser avec du xylène (I) et du xylène (II) en les trempant 15 min dans chaque solution. Placez le bloc de tissu cardiaque dans de la paraffine liquide (I), de la paraffine (II) et de la paraffine (III) pendant 20 à 30 minutes en séquence. Laissez le bloc de paraffine refroidir naturellement jusqu’à ce qu’il se solidifie.
  2. Coupez le bloc de tissu cardiaque inclus dans la paraffine en sections de 4 μm à l’aide d’une machine à trancher la paraffine (voir le tableau des matériaux). Posez les sections à plat avec une brosse douce dans un bain-marie à 45 °C, puis ramassez les sections complètement expansées avec une lame.
  3. Déparaffinage : Faites cuire les tranches au four pendant 30 à 60 minutes à 55 °C, puis déparaffinez avec du xylène (I) pendant 5 à 10 minutes et du xylène (II) pendant 5 à 10 minutes. Ensuite, lavez le xylène avec de l’éthanol absolu pendant 1 à 5 min, de l’éthanol à 95 % pendant 1 à 5 min et de l’éthanol à 75 % pendant 1 à 5 min, et rincez à l’eau du robinet pendant 1 à 5 min.
  4. Coloration : Teindre avec une solution d’hématoxyline pendant 5 à 20 min, rincer à l’eau du robinet pendant 5 à 10 s, teindre avec une solution d’éosine pendant 15 à 30 s et laver avec de l’éthanol à 75 % à 85 % pendant 30 s.
  5. Déshydratation, transparence et scellement : Déshydrater avec de l’éthanol à 95 % (I) pendant 0,5 à 2 min et de l’éthanol à 95 % (II) pendant 2 à 5 min, puis de l’éthanol absolu (I) pendant 2 à 5 min et de l’éthanol absolu (II) pendant 2 à 5 min. Transparent avec du xylène (I) pendant 1 min et du xylène (II) pendant 1 min, puis scellez la tranche en ajoutant deux gouttes de résine neutre sur la tranche et placez un verre de protection. Appuyez légèrement sur le verre de protection pour remplir la tranche de résine neutre (voir tableau des matériaux).
  6. Observez chaque tranche sous un microscope optique à un grossissement de 200x en double aveugle par deux techniciens indépendants.
    1. Sélectionnez trois champs visuels aléatoires pour évaluer la congestion myocardique, l’hémorragie, la fibrose, la nécrose et la dégénérescence. Utilisez les critères de pointage suivants : 0 n’indique aucune lésion ; 0-1 indiquait que les lésions étaient inférieures à 1/4 de la zone désignée ; 1 à 2 lésions indiquées variaient d’environ 1/4 à 1/2 de la zone désignée ; 2-3 lésions indiquées variaient d’environ 1/2 à 3/4 de la zone désignée ; et 3-4 lésions indiquaient que c’était plus de 3/4 de la zone désignée.

5. Dosage TUNEL

  1. Diluer la protéinase K avec une solution tampon de phosphate (PBS) à 40 μg/mL et ajouter 100 μL de protéinase K à 4 μm de coupes préparées à l’étape 4.3 pour couvrir toute la surface de l’échantillon et incuber pendant 10 min à température ambiante.
    REMARQUE : La protéinase K est incluse dans le kit de détection de l’apoptose TUNEL (voir le tableau des matériaux).
  2. Lavez la section 2x avec du PBS pendant 5 minutes chacune, retirez l’excès de liquide par aspiration avec du papier filtre et gardez la section humide dans une boîte humide.
    REMARQUE : La protéinase K doit être lavée pour ne pas interférer avec les réactions d’étiquetage ultérieures.
  3. Ajouter uniformément 50 μL de solution réactionnelle TUNEL contenant 2 μL d’enzyme TdT et 48 μL de tampon réactionnel TUNEL et placer la section dans une boîte humide pour incuber à 37 °C dans l’obscurité pendant 2 h.
    REMARQUE : L’enzyme TdT et le tampon de réaction TUNEL sont inclus dans le kit de détection de l’apoptose TUNEL.
  4. Jetez la solution réactionnelle TUNEL et rincez 2 fois avec du PBS pendant 5 minutes chacune. Lavez la section 3 fois pendant 5 minutes chacune avec du PBS contenant 0,1 % de Triton X-100 et 5 mg/mL de BSA.
  5. Ajouter uniformément 50 μL de solution de coloration DAPI et incuber pendant 10 min à température ambiante dans l’obscurité. Jetez la solution de coloration DAPI et trempez la section dans du PBS, 3x, 5 min à chaque fois.
  6. Obtenez des signaux TUNEL rouge et DAPI bleu à des longueurs d’onde d’excitation et d’émission de 593/614 nm et 364/454 nm, respectivement. Capturez des images sous un microscope à fluorescence à un grossissement de 200x (voir le tableau des matériaux).

6. Coloration immunohistochimique

  1. Ajouter 200 μL de tampon de blocage de la peroxydase endogène amélioré dans la section de l’étape 4.3 et incuber pendant 10 minutes à température ambiante dans l’obscurité. Lavez la section 2x avec de l’eau distillée pendant 5 minutes chacune.
  2. Ajouter 1 mL de solution améliorée de récupération de l’antigène citrate et 49 mL d’eau doublement distillée dans la boîte d’incubation des anticorps et mélanger délicatement. Immerger la section dans la solution de récupération de l’antigène et chauffer à 95 °C pendant 20 min avant de refroidir à température ambiante (voir le tableau des matériaux).
  3. Lavez la section 2x avec du PBS pendant 5 min chacune. Placez la section dans la boîte d’incubation d’anticorps à incuber avec 100 μL d’anticorps primaires contre l’actine F (1:100), GLUT1 (1:200), Myh9 (1:200), SLC7A11 (1:200) et SLC3A2 (1:200) pendant la nuit à 4 °C.
  4. Lavez la section 2x avec du PBS pendant 5 min chacune. Ajouter 100 μL d’anticorps secondaires dans la section et incuber pendant 20 min à température ambiante.
  5. Lavez la section 2x avec du PBS pendant 5 min chacune. Colorer avec 100 μL de solution de travail DAB pendant 5 min à température ambiante et arrêter la réaction de couleur en rinçant à l’eau purifiée.
    REMARQUE : La solution de travail DAB a été préparée en mélangeant la solution chromogène DAB A et la solution chromogène DAB B dans un rapport de 1:1, qui est inclus dans le kit de développement de la couleur de la peroxydase de raifort DAB (voir le tableau des matériaux).
  6. Teindre la section avec 100 μL de solution de coloration à l’hématoxyline pendant 3 min et laver à l’eau courante pendant 3 min (voir tableau des matériaux).
    REMARQUE : Le kit de coloration à l’hématoxyline et à l’éosine comprend une solution de coloration à l’hématoxyline.
  7. Immergez la section dans 75 % d’éthanol, 95 % d’éthanol et 100 % d’éthanol pendant 2 minutes chacune.
  8. Scellez la section avec de la résine neutre, recouvrez d’une lamelle et examinez la section au microscope optique à un grossissement de 200x (voir le tableau des matériaux). Les tissus présentant une couleur brune sont des réactions positives. Calculez le taux d’expression positif comme le rapport entre la zone colorée et la surface totale du champ de vision. Effectuer une analyse quantitative à l’aide du logiciel Image J.

7. Détection par transfert Western

REMARQUE : Le tampon de lyse et l’inhibiteur de protéase ont été inclus dans un kit de quantification des protéines BCA (voir la table des matériaux).

  1. Peser 0,1 g d’échantillons myocardiques frais de l’étape 3.5 et mélanger avec 1 mL de tampon de lyse et 10 μL d’inhibiteur de protéase, puis broyer dans un récipient en verre et centrifuger à 10 304 x g pendant 10 min à 4 °C.
  2. Prélever le surnageant et effectuer la quantification des protéines à l’aide de la méthode BCA selon les instructions du fabricant8. Faites bouillir le surnageant à 95 °C pendant 5 min.
  3. Séparez les protéines de différents poids moléculaires à l’aide d’un gel de séparation à 10 % en chargeant un échantillon de 10 μL pour l’électrophorèse des protéines à 80/120 V.
  4. Transférez les protéines sur le gel dans une membrane PVDF9. Par la suite, bloquer la membrane avec 5 % de lait écrémé en poudre pendant 1 h et incuber toute la nuit à 4 °C avec des anticorps primaires Myh9, SLC7A11, SLC3A2 et β-tubuline à une dilution de 1:1000 (voir le tableau des matières).
  5. Après un lavage avec du PBS 3x pendant 5 min chacun, incuber la membrane avec l’anticorps secondaire (1:5000 ; voir le tableau des matériaux) à température ambiante pendant 2 h, puis le lavage avec du PBS 3x pendant 5 min chacun avant de visualiser avec un instrument de visualisation des protéines (voir le tableau des matériaux).
  6. Calculez le rapport entre les niveaux de gris et la β-tubuline à l’aide du logiciel Image J 8,9.

8. Analyse statistique

  1. Exprimez les données sous forme de moyenne ± d’écart-type. Analysez les données à l’aide d’une analyse de variance à un facteur suivie du test post-hoc de la différence la moins significative. Effectuer une analyse statistique à l’aide d’un outil d’analyse statistique commercial (voir la Table des matériaux) et considérer p < 0,05 comme statistiquement significatif.

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Résultats

Dépistage des DRG dans MIRI
Le GSE214122 ensemble de données de Gene Expression Omnibus comprenait trois échantillons fictifs et trois échantillons MIRI. À l’aide du package DESeq2 dans R, 1233 gènes exprimés différentiellement (DEG) ont été identifiés entre les échantillons MIRI et les échantillons fictifs. Sur la base de |log2FC|>2 et FDR<0,05, 417 gènes significativement différents ont été sélectionnés à l’aide du package pheatmap de R (Figure 1A). Ensuite, 15 gè...

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Discussion

La disulfideptose est étroitement associée au cytosquelette d’actine, une structure cellulaire essentielle au maintien de la forme et de la viabilité des cellules. Composé de filaments d’actine, le cytosquelette d’actine confère la forme et la structure cellulaires globales. L’actine F sert de marqueur pour le cytosquelette cellulaire et, dans des conditions de privation de glucose, les liaisons disulfure augmentent considérablement, entraînant une régulation négative de l’actine F. Ce p...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Cette recherche a été soutenue par le Bureau provincial des sciences et de la technologie du Guizhou (Qiankehe [2022]-583) et l’Administration provinciale de la médecine traditionnelle chinoise du Guizhou (QZYY-2016-019).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
75 % d’alcoolHunan Tongruijian Pharmaceutical Co. Ltd., Hunan, Chine85026
6-0 suture en nylon ShanghaiPudong Jinhuan Medical Supplies Co. Ltd., Shanghai, ChineCS002
Kit de quantification des protéines BCABeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineP0011
Bull serum albumineBeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineST2254
CentrifugeuseHunan Kaida Scientific Instrument Co. Ltd., Hunan, ChineKH19A
DAB kit de développement de la couleur de la peroxydase de raifortBeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineP0203
Solution de coloration DAPIBeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineC1006
DESeq2 packageVersion 4.1
Rasoir électriqueKelmerpp235376
Tampon de blocage de la peroxydase endogène amélioréBeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineP0100B  ;
Papier filtreNanjing Keruicai Equipment Co., Ltd., Nanjing, Chine1.00049E+11
Microscope à fluorescenceNikonECLIPSE Ci
GEO base de donnéeshttps://www.ncbi.nlm.nih.gov/geo/
Broyeur de verreShanghai Leigu Instrument Co. Ltd., Shanghai, ChineB-013002
GraphPadPrism GraphPad LogicielV8.0
Kit de coloration à l’hématoxyline et à l’éosineBeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineC0105M
Image J softwareNational Institutes of Health, Bethesda, États-Unisv1.8.0
Solution améliorée de récupération de l’antigène citrate (50X)Beyotime Biotechnology, Shanghai, ChineP0083
IodophorFolca, Shenzhen, Chine1.00077E+11
Microscope optiqueNikonECLIPSE Ci
Solution tampon de phosphateBeyotime Biotechnology, Shanghai, ChineC0221A
Anticorps primaires contre GLUT1Proteintech Group, Inc, Wuhan, Chine21829-1-AP
Anticorps primaires contre MYH9Proteintech Group, Inc, Wuhan, Chine11128-1-AP
Anticorps primaires contre SLC3A2Wuhan Lingsi Biotechnology Co., Ltd., Wuhan, ChineLJS-D-7468
Anticorps primaires contre SLC7A11Proteintech Group, Inc, Wuhan, Chine26864-1-AP
Instrument de visualisation des protéinesThermo Fisher Scientific Inc.iBright CL750
Rat boardZhengzhou Haopai Biotechnology Co. Ltd., Zhengzhou, ChineJPB-E
ScalpelShanghai Lianhui Medical Supplies Co., Ltd., Shanghai, Chine1.00471E+13
Anticorps secondaireWuhan Boster Biological Technology, Ltd., Wuhan, ChineBA1054
Base de données STRINGhttps://cn.string-db.org/Version 12.0
Triton X-100Beyotime Biotechnology, Shanghai, ChineST1722
TUNEL kit de détection d’apoptoseProteintech Group, Inc., Wuhan, ChinePF00009

Références

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