Article de méthode

Modèle animal d’infections associées à des implants chez la souris

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DOI :

10.3791/68041

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27 juin 2025

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1Department of Orthopedics, Centre for Leading Medicine and Advanced Technologies of IHM, The First Affiliated Hospital of USTC, Division of Life Sciences and Medicine, University of Science and Technology of China

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Le présent protocole décrit un modèle murin utilisant l’implantation dorsale sous-cutanée pour étudier les infections associées aux implants, permettant une investigation complète des mécanismes physiopathologiques et soutenant le développement de critères de diagnostic avec des stratégies thérapeutiques ciblées.

Résumé

Les infections associées aux implants représentent un défi clinique important, car elles surviennent lorsque des micro-organismes pathogènes s’infiltrent sur le site d’implants médicaux, tels que des remplacements articulaires, des cathéters ou des stimulateurs cardiaques. Ces infections peuvent entraîner de graves complications, notamment l’échec de l’implant, une hospitalisation prolongée et la nécessité d’interventions chirurgicales supplémentaires. Pour étudier ces problèmes critiques, les modèles murins fournissent une plate-forme inestimable pour étudier les infections associées aux implants et évaluer les stratégies thérapeutiques contre les biofilms bactériens, ce qui permet d’obtenir des informations susceptibles d’améliorer les résultats cliniques pour les patients atteints d’implants infectés. Les matériaux couramment utilisés dans ces études comprennent le titane, le polyéthylène et l’acier inoxydable, qui imitent étroitement ceux utilisés dans la pratique clinique. La conception expérimentale implique généralement une intervention chirurgicale pour implanter le dispositif, qui est souvent réalisée par voie sous-cutanée pour simuler des infections articulaires ou cutanées. Après l’implantation, une souche bactérienne formant un biofilm, telle que Staphylococcus aureus ou Escherichia coli, est inoculée sur le site pour initier l’infection, établissant ainsi un modèle qui reflète la physiopathologie des infections humaines. Les chercheurs ont rigoureusement évalué l’efficacité de divers régimes antibiotiques contre les infections à biofilm établies, en utilisant des méthodes d’administration systémiques et localisées. Les recherches se sont concentrées sur de nouveaux agents antimicrobiens, des composés perturbateurs du biofilm et des approches thérapeutiques innovantes visant à augmenter la réponse immunitaire de l’hôte. L’évaluation de l’efficacité comprend la quantification des charges bactériennes sur l’implant et les tissus environnants, ainsi que l’évaluation des réductions de l’épaisseur et de la densité du biofilm après le traitement. La symptomatologie clinique, y compris les changements dans l’enflure et la douleur, sert d’indicateur supplémentaire du succès thérapeutique. De plus, les taux de survie globale et de morbidité chez les sujets murins fournissent des informations essentielles sur l’innocuité et l’efficacité des traitements évalués. Il est impératif que toutes les études respectent des directives éthiques rigoureuses et obtiennent les approbations institutionnelles nécessaires, afin que les résultats puissent être reproduits de manière fiable dans différents laboratoires. Cette rigueur méthodologique est essentielle pour valider les résultats et faire progresser notre compréhension des traitements efficaces contre les infections associées aux implants.

Introduction

Les modèles animaux d’infections associées aux implants sont des outils essentiels qui font le lien entre la recherche fondamentale et les applications cliniques 1,2. Ces résultats fournissent un soutien pratique à la recherche scientifique et facilitent le développement et le perfectionnement de nouvelles approches thérapeutiques et diagnostiques, améliorant ainsi les résultats et la qualité de vie des patients 3,4,5,6. Ces modèles offrent une plate-forme d’observation à long terme, qui aide à comprendre les changements physiopathologiques associés aux infections associées aux implants 7,8. Par exemple, en observant les effets de l’infection sur les tissus et les os environnants, les chercheurs peuvent élucider comment les infections entraînent des lésions tissulaires, l’ostéolyse et d’autres complications, guidant ainsi l’amélioration des stratégies de traitement clinique.

Les études réussies sur des modèles animaux fournissent des données fondamentales pour les essais cliniques et aident à optimiser les stratégies thérapeutiques 9,10. Grâce à ces expériences, les chercheurs peuvent déterminer la posologie la plus efficace, la durée du traitement et la voie d’administration, ce qui peut éclairer la recherche clinique11,12. De plus, les modèles animaux permettent d’évaluer les limites du traitement, ce qui permet les ajustements nécessaires avant de passer aux essais sur l’homme. Les modèles animaux d’infections associées aux implants, également appelées infections associées aux dispositifs, sont inestimables pour étudier les mécanismes, les méthodes de détection et les approches de traitement de ces infections13,14. Les infections implantaires se produisent souvent dans des domaines tels que l’orthopédie et la dentisterie, où des dispositifs tels que les remplacements articulaires ou les fixations de fractures sont couramment utilisés 15,16,17,18. En raison de la présence d’implants, les infections sont difficiles à éradiquer et entraînent souvent une inflammation chronique et des lésions tissulaires, ce qui peut entraver le rétablissement du patient et nécessiter le retrait de l’implant pour un traitement supplémentaire.

L’objectif de l’établissement de modèles animaux est de simuler l’apparition et la progression d’infections associées aux implants dans des conditions contrôlées, ce qui permet une exploration approfondie des processus physiopathologiques, le développement de nouvelles méthodes de diagnostic et l’évaluation de stratégies thérapeutiques potentielles 19,20,21,22,23. Un modèle animal idéal devrait imiter étroitement les caractéristiques pathologiques et les réponses immunitaires observées dans les infections humaines, avec une reproductibilité cohérente dans les expériences 24,25,26. Les animaux couramment utilisés comprennent les rats, les souris et les lapins, chaque modèle étant adapté à des objectifs de recherche spécifiques, tels que le choix du type d’implant, des souches bactériennes et des méthodes d’infection. Grâce à ces modèles, les chercheurs peuvent surveiller la propagation de l’infection, les réponses immunitaires et les comportements de colonisation des agents pathogènes, y compris la formation de biofilm sur l’implant 11,23,27. De plus, ces modèles jouent un rôle déterminant dans l’évaluation de l’efficacité des thérapies antimicrobiennes, telles que les antibiotiques, les revêtements antimicrobiens et la thérapie photodynamique, dans le contrôle des infections 4,12,28. L’application de nouvelles méthodes de diagnostic et de technologies d’imagerie dans des modèles animaux améliore également le potentiel de diagnostic précoce et de gestion efficace des infections associées aux implants en milieu clinique.

L’objectif à long terme est d’établir un modèle animal qui reproduit avec précision les microenvironnements physiques et physiologiques des infections associées aux implants chez l’homme. Bien que cette entreprise implique une grande complexité, des coûts substantiels et des défis permanents, le développement d’un modèle animal très réaliste pour les infections associées aux implants fournit une plate-forme de test critique à un stade précoce pour les agents et les stratégies thérapeutiques. Dans cette étude, un modèle d’infection associée à un implant de souris et un modèle d’infection sous-cutanée de souris ont été construits. En comparant les indicateurs pertinents, le degré d’appariement entre le modèle animal et les infections périprothétiques cliniques a été exploré.

Protocole

Toutes les procédures expérimentales sur les animaux ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut de la santé et de la médecine, Hefei Comprehensive National Science Center (numéro d’approbation : IHM-AP-2024-080). Toutes les souris utilisées étaient des souris mâles C57BL/6J de grade spécifique exempt d’agents pathogènes (SPF), âgées de 6 semaines, avec un poids corporel de 20 à 30 g. Les animaux étaient logés à raison de cinq souris par cage et avaient un accès libre à la nourriture et à l’eau. L’environnement a été maintenu à 22-26 °C avec une humidité relative de 50 à 60 % sous un cycle lumière/obscurité de 12 heures (Lumière : 7h00-19h00 ; Obscurité : 19h00-7h00). Les détails des réactifs et de l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation bactérienne pour l’infection sous-cutanée du biofilm de l’implant

  1. Prélever une boucle (10 μL) de culture de Staphylococcus aureus (S. aureus, ATCC 43300) du tube mère à -80 °C. Fixez la suspension sur une plaque de gélose au sang en utilisant la technique de la plaque striée. Incuber à 37 °C pendant 24 h dans des conditions aérobies sans secouer.
    REMARQUE : Les méthodes à plaques stries à trois ou quatre secteurs sont autorisées, à condition que les secteurs initial et terminal ne soient pas confluents. Le streaking intersectoriel nécessite l’utilisation d’une nouvelle boucle d’inoculation. Des traînées parallèles et équidistantes doivent être exécutées pour faciliter une distribution microbienne uniforme. Le strict respect des protocoles d’asepsie est obligatoire pour éviter la contamination croisée.
  2. Examiner la morphologie des colonies typiques de S. aureus et la présence de zones hémolytiques claires.
    REMARQUE : La morphologie typique d’une colonie comprend une pigmentation jaune doré, une forme ronde et une surface lisse. Une zone claire d’au moins 2 mm de diamètre est considérée comme positive pour la β-hémolyse.
  3. Effectuer une coloration de Gram et une analyse par spectrométrie de masse microbienne pour confirmer l’identité de S. aureus .
    REMARQUE : L’identification de la souche doit être effectuée par les chercheurs à l’aide de critères de sélection établis.
  4. Sélectionnez une colonie typique indépendante (comme décrit à l’étape 1.2). Inoculez-le dans un tube à centrifuger stérile de 15 mL contenant 5 mL de bouillon de soja tryptique stérile (BST). Incuber à 37 °C pendant 12 h avec agitation à 200 tr/min.
  5. Diluer la suspension bactérienne à partir de l’étape 1.4 avec du TSB dans un rapport de 1:50. Incuber à 37 °C avec agitation à 200 tr/min.
  6. Surveiller et enregistrer la densité optique (DO) à 600 nm à l’aide d’un spectrophotomètre pour identifier la phase de croissance logarithmique.
  7. Établir une corrélation entre les valeurs de DO 600 et les unités formant colonies par millilitre (UFC/mL) à l’aide de la méthode de la plaque d’épandage (voir les étapes 4.1.7 à 4.1.10).
    REMARQUE : Dans cette expérience, la DO idéale 600 est de 0,700-0,750, ce qui correspond à environ 4 × 105 UFC/mL. La détermination de la relation entre OD600 et UFC/mL garantit la précision expérimentale.
  8. Diluer 3 mL de suspension bactérienne (à partir de l’étape 1.7, 4 × 10 à5 UFC/mL) avec 3 mL de solution saline tamponnée au phosphate (PBS) stérile et froide. Centrifugez à 3 000 × g pendant 10 min à 4 °C et remettez la pastille en suspension. Concentration bactérienne finale : 2 × 105 UFC /mL.
    REMARQUE : Le rapport 1:1 équilibre la dilution efficace des impuretés du milieu de culture avec le maintien de l’intégrité cellulaire et de la stabilité osmotique. Il assure un lavage efficace tout en minimisant les dommages cellulaires dus au stress osmotique et favorise la formation uniforme de granulés cellulaires pendant la centrifugation, ce qui est essentiel pour le traitement en aval.
  9. Répétez l’étape 1.8 en double.
  10. Remettre la pastille bactérienne en suspension dans le PBS pour une expérimentation plus approfondie.

2. Préparation de la souris et de l’implant

  1. Divisez au hasard 20 souris de type sauvage C57BL/6J en deux groupes (10 souris/groupe) : le groupe Infection associée à l’implant et le groupe Abcès sous-cutané29.
    REMARQUE : Chaque groupe doit être logé dans deux cages ventilées individuellement (CVI), avec cinq souris par cage.
  2. Appliquez des marques de queue sur chaque souris pour l’identification.
  3. Stériliser les plaques circulaires en titane (TA1, 1 cm de diamètre, 0,5 mm d’épaisseur) par autoclave à 121 °C, 0,1 MPa pendant 30 min.

3. Chirurgie animale

  1. Placez les souris dans une chambre d’induction de gaz isoflurane (2 %) avec des anesthésiques généraux de gaz d’origine animale pendant environ 5 minutes pour induire l’anesthésie (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement).
  2. Surveillez la respiration pour vous assurer que la profondeur de l’anesthésie est appropriée.
    REMARQUE : La respiration doit être régulière et plus lente que lorsque vous êtes éveillé et ne doit pas changer en réponse à des stimuli nocifs, tels que des interventions chirurgicales ou un pincement des orteils.
  3. Maintenir l’anesthésie à l’aide du système d’administration du cône nasal en utilisant l’inhalation continue d’isoflurane à 2 % et un débit d’oxygène de 2 L/min (figure 1A).
    REMARQUE : Effectuez toutes les procédures sous anesthésie pour éviter les difficultés induites par le stress et assurer le respect des réglementations sur le bien-être animal.
  4. Transférez les souris anesthésiées dans la zone de préparation de l’enceinte de biosécurité.
    REMARQUE : Divisez l’enceinte de biosécurité en trois compartiments : zone de préparation, de désinfection et de fonctionnement. Placez des tapis jetables stériles dans chaque compartiment. Effectuer toutes les procédures à l’intérieur de l’armoire pour maintenir des conditions aseptiques.
  5. Rasez les poils sur le dos (zone de 3 cm × 4 cm) et appliquez la crème dépilatoire pendant environ 1 min.
  6. Désinfectez la peau avec une solution d’iode et d’éthanol à 75 % trois fois (Figure 1B).
  7. Faites une incision d’environ 1 cm dans la région dorsale à l’aide de lames chirurgicales stériles. Insérez les implants stériles en titane (préparés à l’étape 2.3) dans la poche sous-cutanée (Figure 1D).
    REMARQUE : Élevez la peau distale de l’incision à l’aide d’une pince stérile pour former la poche sous-cutanée.
  8. Injecter 100 μL de suspension bactérienne de S. aureus (2 × 10 à5 UFC/mL) directement sur la surface du titane à l’aide d’une seringue stérile de 1 mL (figure 1E).
  9. Désinfectez la peau avec de l’éthanol à 75 % et appliquez des sutures non résorbables 3-0 pour fermer l’incision (Figure 1F).
  10. Pour le groupe d’abcès sous-cutané, créez, désinfectez et suturez l’incision directement sans insérer d’implant.
  11. Injecter 100 μL de suspension de S. aureus (2 × 105 UFC /mL) par l’incision à l’aide d’une seringue stérile de 1 mL.
    REMARQUE : L’injection continue à faible débit a été maintenue tout au long de l’administration afin d’atténuer l’accumulation rapide de liquide et d’éviter les fuites de suspension bactérienne.
  12. Surveiller la fonction respiratoire jusqu’à ce que la respiration spontanée reprenne avant de transférer les animaux vers de nouvelles VCI.
  13. Administrer du méloxicam (0,02 mL/10 g/jour) par voie sous-cutanée pendant trois jours consécutifs pour soulager la douleur post-chirurgicale.
  14. Assurez-vous que toutes les souris peuvent porter tout le poids sur leurs membres, se déplacer sans restriction et accéder librement à la nourriture et à l’eau.
    REMARQUE : Hébergez toutes les souris traitées dans de nouvelles VCI pour éviter la contamination croisée avec des souris non traitées ou d’anciennes IVC.

4. Observations et évaluation postopératoires

  1. Évaluation des infections des tissus périphériques
    1. Observez quotidiennement l’état de l’incision dorsale sur chaque souris et notez les observations les jours 1, 3, 5, 7, 10 et 14.
      REMARQUE : Surveiller le déplacement de l’implant ; s’il est détecté, récupérez rapidement l’implant pour une analyse ultérieure en microscopie électronique à balayage (MEB).
    2. Euthanasier les souris par asphyxie au CO2 suivie d’une luxation cervicale aux jours 3, 7 et 14. Prélevez les implants et le tissu périphérique pour une analyse plus approfondie (Figure 2).
    3. Rasez les poils dorsaux et désinfectez la peau à l’aide d’iodophor et d’éthanol à 75 % trois fois avant le prélèvement des tissus.
      REMARQUE : Le rasage des poils dorsaux et la désinfection de la surface de la plaie minimisent la contamination par les bactéries de surface.
    4. Excise la peau, le tissu sous-cutané et le muscle dans une marge de 0,5 cm autour de l’implant ou de la plaie à l’aide de ciseaux chirurgicaux stériles.
      REMARQUE : Prélever des échantillons de tissus sans restriction de taille pour maximiser le rendement. Pesez et homogénéisez chaque échantillon avec une masse égale de PBS stérile pour maintenir des unités g/mL constantes. Divisez chaque échantillon de tissu longitudinalement et également en segments proximaux et distaux pour la quantification bactérienne (proximale) et l’évaluation histopathologique (distale).
    5. Placez le tissu prélevé dans des tubes stériles. Ajoutez une masse égale de PBS stérile et trois billes de broyage en acier stériles dans chaque tube.
    6. Homogénéiser les tissus en trois cycles (70 Hz, 60 s de temps de broyage, 20 s de pause), puis agiter pendant 5 min.
    7. Effectuer des dilutions en série de l’homogénat (à partir de l’étape 4.1.6) avec du PBS de 101 à 105.
    8. Déposez 15 μL de chaque homogénat dilué sur les zones désignées des plaques de gélose au sang.
    9. Incuber les plaques à 37 °C sans agiter pendant 24 h.
      REMARQUE : Divisez chaque plaque de gélose au sang en six secteurs égaux et appliquez des dilutions en série sur leurs zones respectives.
    10. Enregistrez les colonies bactériennes à l’aide d’un appareil photo numérique et comptez-les manuellement.
  2. Observation de S. aureus sur les implants
    1. Les jours 3, 7 et 14, récoltez les implants à l’aide de ciseaux et d’une pince à épiler stériles.
    2. Immerger les implants dans du glutaraldéhyde à 2,5 % à 4 °C pendant 48 h pour la fixation.
    3. Rincez les implants avec du PBS stérile trois fois, puis déshydratez-les à l’aide de solutions d’éthanol (50 %, 70 %, 80 %, 90 % et 100 %) pendant 10 minutes chacun.
    4. Lyophiliser les implants dans un lyophilisateur à -85 °C avec une pression de vide maintenue en dessous de 20 Pa.
    5. Montez les implants sur une platine d’échantillonnage à l’aide de ruban conducteur et enduisez-les d’une couche d’or de 10 nm.
    6. Observez les échantillons sous MEB à vide poussé et à 1,5 kV. Ajustez le grossissement à au moins 2500×, si nécessaire.
  3. Analyse pathologique du tissu périphérique
    1. Les jours 3, 7 et 14, prélevez les tissus périphériques ou les principaux organes à l’aide de ciseaux stériles après avoir désinfecté la peau.
    2. Immerger le tissu collecté dans du paraformaldéhyde à 4 % à 4 °C pendant 48 h pour la fixation.
    3. Déshydratez le tissu en l’immergeant dans des solutions d’éthanol graduées (50 %, 70 %, 80 %, 90 %, 100 %) pendant 15 minutes chacune.
    4. Incorporez le tissu déshydraté dans de la paraffine et coupez-le en tranches de 4 μm à l’aide d’un microtome.
    5. Teindre les sections avec de l’hématoxyline et de l’éosine (H&E) ou du Giemsa en utilisant les protocoles standard30.
    6. Observez les tranches colorées à l’aide du système d’analyse quantitative des cellules tissulaires.

Résultats

Un modèle d’infection sous-cutanée associée à un implant chez la souris a été établi à l’aide de la méthodologie décrite dans cette étude (Figure 1). Toutes les souris étaient en bon état dans les 3 heures suivant l’opération chirurgicale, tandis que leur alimentation, leur sommeil et leur activité sont revenus à la normale le même jour.

Après l’opération, nous avons continué à observer les zones de plaie à l’arrière des deux groupes et avons constaté que la gamme d’abcès sous-cutanés dans le groupe d’infection associée à l’implant était supérieure à celle dans le groupe d’abcès sous-cutané jusqu’à la fin de l’expérience (Figure 3). Par rapport au groupe d’abcès sous-cutané, le groupe d’infection associée à l’implant a développé une rupture le jour 3, ce qui s’est produit 4 jours plus tôt. Le 10e jour, les deux groupes de souris ont montré des signes de récupération de la plaie, le groupe d’abcès sous-cutané montrant une récupération plus prononcée le 14e jour. En revanche, la plaie n’a pas encore cicatrisé dans le groupe d’infection associée à l’implant, dans lequel certaines souris avaient perdu des feuilles de titane dans les 14 jours, indiquant un degré d’infection plus grave.

Pour distinguer plus visuellement la différence d’étendue de l’infection entre les deux groupes, nous avons prélevé du tissu du site d’infection chez chaque souris. Les dilutions d’homogénat tissulaire du site d’infection des deux groupes ont été analysées pour la charge bactérienne sur des plaques de gélose au sang (Figure 4A). Il est frappant de constater que la quantité de tissu infecté dans le groupe infecté associé à l’implant n’avait pas tendance à diminuer les jours 7 et 14, tandis que la quantité de bactéries tissulaires infectées dans le groupe d’abcès sous-cutané a diminué successivement les jours 3, 7 et 14 (Figure 4B). Les observations MEB de feuilles de titane retirées de souris dans le groupe d’infection associée à l’implant ont confirmé les résultats ci-dessus, à savoir qu’il y avait une augmentation progressive du nombre de bactéries sur les feuilles de titane chez les souris sur une période de 14 jours (Figure 5). La coloration à Giemsa a également révélé que le nombre de bactéries des tissus infectés dans le groupe d’abcès sous-cutané était significativement plus faible au jour 7 par rapport à celui du jour 3 et qu’il diminuait encore plus au jour 14, période au cours de laquelle il n’y avait aucun signe de diminution du nombre de bactéries dans le groupe d’infection associée à l’implant (Figure 6). Ainsi, le modèle d’infection associée à l’implant a montré une infection plus grave et persistante que le modèle d’abcès sous-cutané sous une dose d’infection équivalente.

Une analyse plus approfondie de l’intensité de l’infiltration des cellules inflammatoires dans les tissus infectés des souris via la coloration H&E a révélé que le groupe des abcès sous-cutanés présentait un degré plus faible d’infiltration cellulaire inflammatoire le jour 7 par rapport à celui du jour 3 et une diminution remarquable le jour 14 (Figure 7). L’infiltration de cellules inflammatoires dans le groupe infecté par l’implant est restée élevée tout au long de la période de 14 jours. Enfin, l’analyse histopathologique des principaux organes du groupe d’infection associée à l’implant a révélé que tous les organes principaux étaient essentiellement normaux en utilisant notre méthode de modélisation et qu’il n’y avait pas de manifestation évidente de lésions dans le résultat par rapport aux souris normales (Figure 8). Ces résultats suggèrent que notre méthode de modélisation est très sûre et fiable et qu’elle convient à l’étude des infections associées aux implants.

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Figure 1 : Protocole du modèle d’infection associée à l’implant. (A) L’anesthésie a été maintenue à l’aide d’un système d’anesthésie par inhalation avec administration par cône nasal ; Encadré : Anesthésie par induction via une chambre à induction de gaz. (B) La préparation de la peau a été effectuée par rasage et désinfection du site chirurgical. (C) Une incision dorsale transversale a été pratiquée à l’aide d’une lame stérile. (D) Un implant stérile en titane a été inséré par voie sous-cutanée à travers l’incision. (E) Une suspension bactérienne (2 × 10 à5 UFC/mL) a été appliquée sur la surface du titane pour induire l’infection. (F) Le site d’incision a été stérilisé et suturé. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Schéma des procédures de regroupement expérimental, de collecte d’échantillons et d’analyse. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Images représentatives des sites d’incision dans les deux modèles aux jours 1, 3, 5, 7, 10 et 14. Barre d’échelle : 1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version plus grande de cette figure.

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Figure 4 : Analyse de la charge bactérienne des tissus périphériques. (A) Images représentatives des colonies bactériennes des cultures de plaques étalées aux jours 3, 7 et 14. Rangée du haut : modèle d’abcès sous-cutané ; Rangée du bas : Modèle d’infection associée à l’implant. (B) Changements quantitatifs de la charge bactérienne au fil du temps dans les deux groupes. (C) Schéma de la méthode de dilution en série utilisée pour la quantification bactérienne. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Images de microscopie électronique à balayage (MEB) de la surface de l’implant en titane aux jours 3, 7 et 14. Les sphères jaunes indiquent S. aureus ; Le fond bleu représente la surface en titane. Barre d’échelle : 20 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Coloration Giemsa des tissus périphériques aux jours 3, 7 et 14 dans les deux modèles. Les flèches rouges indiquent la présence de colonies bactériennes. Barre d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 7 : Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) des tissus périphériques aux jours 3, 7 et 14 dans les deux modèles. Barre d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 8 : Coloration H&E des principaux organes au jour 14 dans le modèle d’infection associée à l’implant et chez des souris témoins saines. Barre d’échelle : 50 μm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Comme pour tous les modèles animaux, les divergences immunologiques intrinsèques entre les réponses murines et humaines31 nécessitent une interprétation prudente des résultats concernant l’application clinique. Le modèle d’infection implantaire représente une simulation contrôlée qui ne récapitule pas entièrement la complexité des scénarios cliniques. De plus, l’hétérogénéité clinique des biomatériaux (p. ex., variance de composition) peut moduler de manière significative la pathogenèse bactérienne, un paramètre normalisé dans ce cadre expérimental32.

Bien que le modèle murin offre des avantages pratiques pour les investigations préliminaires, ses limites translationnelles doivent être reconnues. L’incorporation d’animaux âgés (18 mois) ou génétiquement obèses permettrait de mieux récapituler les conditions métaboliques et immunologiques des patients les plus vulnérables aux infections associées aux implants33,34. De plus, les paradigmes de charge mécanique contrôlée pourraient combler le fossé entre les modèles d’implants statiques et l’environnement articulaire dynamique35.

Le modèle actuel d’infections sous-cutanées associées aux implants, bien qu’il démontre son utilité dans l’étude de la formation précoce du biofilm, présente plusieurs défis techniques qui méritent d’être discutés. En ce qui concerne la variabilité du taux d’infection, le spectre observé, de la clairance spontanée à la dissémination incontrôlée, reflète probablement l’hétérogénéité des réponses immunitaires de l’hôte. Pour y remédier, un prétraitement immunosuppresseur (par exemple, la dexaméthasone ou le cyclophosphamide) pourrait mieux simuler l’immunité compromise caractéristique des patients atteints d’une infection associée aux implants36, en particulier ceux atteints de diabète ou d’un âge avancé. De plus, la mise en œuvre de conditions ischémiques locales pendant la chirurgie par une occlusion vasculaire brève peut favoriser une colonisation bactérienne plus cohérente en créant un microenvironnement hypoxique transitoire favorable à l’adhérence microbienne.

Les défis techniques liés à la visualisation de biofilms, en particulier la perturbation de matrices extracellulaires délicates lors du traitement MEB conventionnel, nécessitent des améliorations méthodologiques. L’adoption de techniques de séchage au point critique représente une alternative supérieure à la lyophilisation standard pour la préservation structurelle. Des approches complémentaires telles que la microscopie confocale avec coloration fluorescente des lectines permettent une caractérisation tridimensionnelle du biofilm sans les artefacts introduits par les protocoles de déshydratation37.

Les avantages de l’évaluation de l’infection associée aux implants sont la simplicité de la procédure, le taux de réussite élevé et la large applicabilité. Comparativement, la méthode d’infection sous-cutanée à SARM élaborée par Ching-Wen Tseng et al. est plus simple, mais ne s’applique pas aux modèles d’infection associée aux implants38. Les modèles d’infection articulaire périprothétique de souris construits par39 et le modèle d’infection associée aux implants rachidiens construit par Benjamin V. Kelley et al. sont plus proches de situations cliniques réelles40. Cependant, leur procédure d’insertion d’implant nécessite plus de pratique pour un chercheur débutant. Cette méthode de modélisation est hautement sûre et fiable, permet une investigation complète des mécanismes physiopathologiques et soutient le développement de critères de diagnostic avec des stratégies thérapeutiques ciblées.

À l’avenir, ce système modèle offre des possibilités intéressantes d’innovation technologique. L’intégration d’un suivi bactérien bioluminescent (via des souches marquées lux) permettrait un suivi longitudinal de la progression de l’infection chez les animaux vivants41. La plateforme est particulièrement bien adaptée à l’évaluation de nouvelles stratégies antimicrobiennes, y compris les revêtements d’implants fonctionnalisés par des antibiotiques. Les approches de manipulation génétique, telles que l’inactivation ciblée des voies de signalisation immunitaire (par exemple, le déficit en MyD88), pourraient fournir des informations importantes sur les déterminants de l’hôte de la persistance du biofilm. Ces avancées méthodologiques promettent d’améliorer à la fois la fiabilité des modèles précliniques d’infection associée aux implants et leur valeur prédictive pour l’application clinique.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier la Fondation nationale des sciences naturelles de Chine (82102586 à Z.S., 82272512 à C.Z., 82472463 à C.Z.), le Programme provincial de recherche sur la santé de l’Anhui (AHWJ2024Aa20445 à Z.S., AHWJ2024Aa10144 à C.Z.), la Fondation des sciences naturelles de la province d’Anhui, le projet de distinction pour la jeunesse (2108085J40 à C.Z.), le programme clé de recherche et de développement de la province de l’Anhui - Spécialisation en traduction de la recherche médicale clinique (202304295107020020 à C.Z.), la China Postdoctoral Science Foundation (2020M671893 à Z.S.), les fonds de recherche fondamentale pour les universités centrales de Chine (WK9110000155 à Z.S., YD9110002053 à C.Z.), le projet de compilation de la recherche scientifique provinciale de l’Anhui (2022AH051251 à Z.S., 2022AH010076 à C.Z.), et les Fonds de recherche du Centre de médecine de pointe et de technologies avancées de l’IHM (2023IHM01070 à C.Z., 2023IHM01074 à C.Z.). Nous sommes également reconnaissants du soutien du Core Facility Center for Medical Sciences, le premier hôpital affilié de l’USTC (Anhui Provincial Hospital). Ce travail a été partiellement réalisé au Centre d’instruments pour les sciences physiques de l’Université des sciences et technologies de Chine. Nous sommes également reconnaissants du soutien du laboratoire de biosécurité de niveau 2 de l’installation centrale de l’Institut de la santé et de la médecine du Centre national complet des sciences de Hefei.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution de tétroxyde d’osmium à 1 %N’importe quelle marque
Solution de glutaraldéhyde à 2,5 %N’importe quelle marque
Solution de paraformaldéhyde à 4 %N’importe quelle marque
75 % d’éthanolN’importe quelle marque
Système automatisé de coloration de GramBIOMÉRIEUXPrécédent Gramme de couleur
Cabinet de biosécuritéThermo Fisher Scientific1500
Plaque de gélose au sangSHIGOUYIKLCP002
Crème dépilatoireVétérinaire
LyophilisateurEYELAFDU-2110
L’isofluraneRingpuL’isoflurane
Centrifugeuse à basse température et à grande vitesseSCILOGEXCF1524R
Analyse par spectrométrie de masse microbienne  ;BIOMÉRIEUXVITEK MS
Sutures non résorbables avec aiguillesShanghai JinhuanF308
Section en paraffinette  ; systèmeLeica
Solution saline tamponnée au phosphate (PBS)BiosharpBL302A
Microscope électronique à balayageHITACHISU8010
Appareil d’anesthésie pour petits animauxRWDR500
SpectrophotomètreJINGHUA721
Tert-butanolN’importe quelle marque
Système d’analyse quantitative de cellules tissulaires panoramiques TGTissueGnosticsTISSUEFAXS PLUS
Homogénéisateur de tissusL’IKAT10 basic ULTRA-TURRAX
Bouillon de soja tryptique (TSB)SolarbioLA0110
Incubateur oscillant vertical à porte uniqueSakeziESCI-1020

Références

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