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Article de méthode

Prévention de l’allodynie et de l’hyperalgésie par le cannabidiol dans un modèle de rat de neuropathie périphérique induite par la chimiothérapie

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DOI :

10.3791/68079

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20 juin 2025

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1Center for Substance Abuse Research, Department of Neural Sciences, Temple University, 2Department of Psychology, Program in Neuroscience Temple University

Dans cet article

Résumé

L’administration concomitante de CBD et de paclitaxel empêche le développement de la neuropathie périphérique induite par la chimiothérapie chez les rats. Ce protocole décrit la manipulation des cannabinoïdes, l’induction d’un phénotype allodynique chez le rat par l’administration chimiothérapeutique, l’évaluation de l’allodynie mécanique et thermique, et l’utilisation de la vidéographie à grande vitesse pour distinguer l’allodynie et l’hyperalgésie.

Résumé

Cette étude démontre l’utilité d’un modèle de neuropathie périphérique induite par la chimiothérapie (CIPN) chez le rat pour évaluer la capacité du cannabinoïde non psychoactif cannabidiol (CBD) à moduler le développement de ce syndrome in vivo. La méthode utilise l’agent chimiothérapeutique paclitaxel pour générer un phénotype allodynique chez les animaux. Cette étude décrit comment manipuler et solubiliser le CBD, administrer l’agent chimiothérapeutique, évaluer la sensibilité mécanique et au froid, et appliquer une vidéographie à haute vitesse pour mesurer le comportement nocifensif chez les animaux. En utilisant les procédures décrites, les données soutiennent que le CBD empêche le phénotype allodynique de se développer chez les animaux traités. Aucune différence n’a été observée chez les animaux traités au CBD entre le jour 0 (pré-paclitaxel de référence) et le jour 7 (post-sensibilisation) en ce qui concerne la sensibilité mécanique ou thermique, tandis que les animaux traités avec le véhicule sont devenus significativement plus sensibles. Cette réponse au traitement est durable jusqu’au dernier moment où les données ont été collectées (7 semaines). L’ajout de la vidéographie à grande vitesse permet une évaluation plus granulaire et impartiale de ce phénotype comportemental (par exemple, la classification de l’analgésie et de l’anti-allodynie). Cela démontre à la fois l’utilité de ce modèle pour la caractérisation des médicaments cannabinoïdes et le rôle potentiel du CBD dans l’atténuation de la douleur neuropathique.

Introduction

La neuropathie périphérique induite par la chimiothérapie (CIPN) est un type de neuropathie sensorielle. Il s’agit d’un effet secondaire courant du traitement de chimiothérapie et il est particulièrement répandu avec les taxanes et les médicaments à base de platine 1,2. Certains symptômes de la CIPN comprennent la douleur chronique, l’engourdissement, les picotements et une sensibilité extrême au toucher et à la température 1,2. Ces symptômes douloureux interfèrent non seulement avec la vie quotidienne d’un patient, mais aussi avec son traitement contre le cancer. Certains patients atteints de cancer recherchent une réduction de la posologie ou un arrêt complet de la chimiothérapie pour pouvoir gérer la diminution de la qualité de vie associée à ce syndrome3. À l’heure actuelle, les traitements cliniques courants de la CIPN ne sont pas totalement efficaces pour soulager les symptômes et comprennent les opioïdes, qui présentent un potentiel d’abus important4. Il n’existe pas de remède pour la NPIC à ce jour, il est donc essentiel de trouver une alternative sûre et efficace 5,6.

Il a déjà été démontré que le cannabidiol (CBD) est efficace pour prévenir le développement de la CIPN, comme modélisé chez la souris 7,8. Il s’agit d’une voie prometteuse pour éviter les symptômes allodyniques potentiellement à long terme de la NPIC pour les patients sans qu’il soit nécessaire de les soulager par des médicaments équivoquement efficaces ou des opioïdes potentiellement nocifs. La majorité des personnes qui utilisent le CBD, en particulier à des fins thérapeutiques comme la gestion des crises, ressentent des effets secondaires bénins, et le médicament est généralement bien toléré9. La plupart des effets indésirables sont dose-dépendants et s’améliorent souvent à mesure que le corps s’adapte.

Dans ce modèle largement utilisé de CIPN10, des rats reçoivent du paclitaxel pour induire une neuropathie, qui récapitule le phénotype allodynique observé chez certains patients après une intervention chimiothérapeutique, comme indiqué précédemment11. L’objectif de cette induction est de disposer d’une plate-forme translationnelle pertinente pour évaluer ce type de neuropathie sensorielle in vivo, qui convient aux chercheurs qui étudient les mécanismes ou les interventions pour ce syndrome. La sensibilité mécanique est mesurée à l’aide du test de von Frey, et les défis à basse température sont utilisés pour mesurer la sensibilité thermique10,11. Cela permet de quantifier le potentiel prophylactique du CBD dans l’atténuation de la CIPN aux deux critères d’évaluation de la qualité de vie les plus importants sur le plan clinique pour les patients. Une évaluation plus poussée comprenait une analyse assistée par vidéographie à grande vitesse des comportements nocifensifs12,13. Cette analyse élargie des réponses comportementales à des stimuli inoffensifs et nocifs permet de différencier les effets allodyniques et hyperalgésiques de l’administration de la chimiothérapie, ainsi que la capacité du CBD à moduler ces effets.

Ce protocole décrit comment induire le phénotype CIPN, évaluer et quantifier l’hypersensibilité mécanique et thermique chez le rat, et appliquer la vidéographie pour une évaluation non biaisée et plus granulaire de l’allodynie et de l’hyperalgésie.

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Protocole

Ce protocole a été approuvé et suit les directives du Comité de protection et d’utilisation des animaux de l’Université Temple dans le cadre des protocoles approuvés pour la recherche sur les animaux. Des rats Sprague-Dawley mâles adultes (250-300 g) ont été utilisés dans cette étude. Les détails concernant les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Préparation des cannabinoïdes et des agents chimiothérapeutiques pour l’induction de la CIPN

REMARQUE : La figure 1 montre le processus de solubilisation du cannabidiol.

  1. Assemblez les matériaux suivants pour la solubilisation du CBD et la dilution du paclitaxel.
    1. 100 % éthanol (EtOH), chrémophore (huile de ricin éthoxylée), solution saline normale, flacons en verre ambré (x2), tube conique de 50 ml (x2), stock de poudre de CBD, stock clinique de paclitaxel (6 mg/mL).
  2. Ajouter un volume approprié d’EtOH dans chaque tube conique de 50 mL pour une préparation finale de solvant de 1:1:18 EtOH : huile de ricin éthoxylée : solution saline normale.
  3. Massez la quantité appropriée de CBD pour créer une concentration de 5 mg/kg pour le nombre d’animaux à tester.
  4. Dissoudre le CBD dans de l’EtOH dans l’un des deux tubes coniques de 50 ml préparés.
  5. Vortex CBD-EtOH mélange à grande vitesse jusqu’à ce que le CBD soit complètement dissous.
  6. Ajouter un volume équivalent d’huile de ricin éthoxylée dans chaque tube conique de 50 ml.
  7. Agitez chaque tube à grande vitesse jusqu’à ce que l’huile de ricin éthoxylée soit en solution avec l’EtOH.
  8. Ajouter un volume approprié de solution saline normale à chaque tube conique de 50 mL pour obtenir un rapport final de 1:1:18.
  9. Vortex jusqu’à ce que la solution saline soit en solution.
  10. Transférez la solution de contrôle du véhicule et la solution de CBD dans des flacons en verre ambré.
  11. Diluer une solution mère de paclitaxel 1:6 dans une solution saline normale pour porter la concentration finale à 1 mg/mL dans des flacons ambrés au volume approprié pour le nombre d’animaux à tester.
  12. Scellez les flacons ambrés avec des bouchons en caoutchouc à collerette en aluminium.
    REMARQUE : S’ils sont préparés avant le début de l’expérience, les flacons de véhicule, de véhicule + CBD et de paclitaxel peuvent être conservés à 4-8 °C jusqu’à 7 jours. Laisser les flacons réfrigérés s’équilibrer à la température ambiante avant l’injection. Notez également qu’il est extrêmement important de stocker les réactifs cannabinoïdes préparés dans du verre, si ce n’est pour une utilisation immédiate, afin d’éviter l’adhérence au récipient ou la précipitation hors de la solution.

2. Induire un phénotype allodynique chez le rat

  1. Rassemblez le matériel nécessaire à l’injection de paclitaxel comme mentionné ci-dessous :
    1. Préparation d’une solution mère de paclitaxel de 1 mg/mL, de seringues jetables de 1 mL (x n rats), d’aiguilles de seringue de 25 g (x n rats), d’un contenant de déchets chimiothérapeutiques pour objets tranchants et d’une balance pour recueillir le poids des animaux.
  2. Numérotez ou étiquetez les rats avec des identifiants uniques.
    REMARQUE : Les animaux doivent s’être acclimatés à leur logement pendant au moins 1 semaine avant le début de l’expérience.
  3. Collectez les poids de chaque animal.
  4. Préparez des seringues avec le volume approprié de paclitaxel (tous les animaux) et de véhicule ou de CBD (par groupe de traitement). Dans ce cas, le volume d’injection correspond à 1 μL/g de poids des animaux.
  5. Injectez du paclitaxel et du véhicule ou du paclitaxel et du CBD par interpéritoné.
    1. Pour retenir le rat pour l’injection, saisissez le rat avec non dominant par l’arrière, avec l’index rencontrant le pouce autour du cou et le majeur rencontrant le pouce sous l’épaule, en utilisant l’annulaire et l’auriculaire pour saisir le corps.
    2. Stabilisez les pattes arrière du rat contre le corps.
    3. Faites attention de ne pas appliquer un niveau de pression inconfortable sur l’animal pour éviter de le blesser.
      REMARQUE : Il y a toujours un risque de morsure ou de griffure lors de la manipulation de rats. Pour atténuer ce risque, l’expérimentateur peut porter un EPI supplémentaire sous la forme de gants anti-morsures.
    4. Pendant qu’il est retenu et stabilisé manuellement, inclinez l’animal de manière à ce que son abdomen soit facilement accessible à la seringue.
    5. Injecter 1 mg/mL de paclitaxel dans le quadrant inférieur droit de l’animal et jeter la seringue dans le contenant des déchets de chimiothérapie.
    6. Injectez le véhicule ou le CBD à 1 μL/g de poids dans le quadrant inférieur gauche de l’animal et jetez la seringue dans le récipient pour objets tranchants ordinaires.
      REMARQUE : L’alternance des sites d’injection atténue la détresse de l’animal et l’irritation potentielle du site d’injection.
    7. Il s’agit du jour 1 expérimental. Répétez ce processus les jours 2 à 4 pour induire le phénotype allodynique. Suivre les protocoles de manipulation de l’établissement pour les cages contaminées en chimiothérapie pendant cette période.
    8. Prenez des mesures mécaniques et thermiques de base de l’allodynie le jour 0, comme décrit à l’étape 3. Incluez des stimuli supplémentaires dans la génération de la ligne de base, comme décrit à l’étape 4. L’analyse des valeurs du jour 0 pour ces stimuli sera nécessaire pour générer des scores de douleur.
    9. Répéter l’étape 2.5.8 jusqu’à ce que les animaux présentent une base de référence stable et reproductible afin d’éviter l’hétérogénéité de la réponse causée par une manipulation insuffisante.
      REMARQUE : N’interrompez pas le processus d’induction du phénotype allodynique. Si l’expérimentateur n’est pas en mesure d’effectuer des injections pendant 4 jours consécutifs, des schémas posologiques alternatifs peuvent permettre d’obtenir une induction similaire du phénotype. Il est également possible et peut-être recommandé de combiner l’injection de paclitaxel et de véhicule ou de CBD en une seule injection plutôt que 2 en ajustant le volume de la solution initiale de véhicule ou de CBD de manière appropriée pour tenir compte de la dilution du paclitaxel dans ces mélanges tout en maintenant une concentration finale de 5 mg/mL de CBD et une concentration de 1 mg/mL de paclitaxel. Prenez les précautions appropriées lors de la manipulation des objets tranchants de chimiothérapie pour éviter une exposition accidentelle à l’expérimentateur.

3. Évaluation de la sensibilité mécanique et thermique post-sensibilisation

REMARQUE : La figure 2 montre l’appareil schématique utilisé pour cette étude.

  1. Assemblez les matériaux suivants pour les tests mécaniques et de sensibilité au froid :
    1. Filaments Von Frey (4-100 g), glace sèche, tube conique de 15 ml, chambres d’isolement, grille de sol en fil, panneau de verre de 1/4 de pouce et chronomètre.
  2. Commencer l’évaluation le 7e jour expérimental (p. ex., 3 jours après l’injection finale de chimiothérapie/traitement).
  3. Assemblage des chambres von Frey et d’isolation thermique.
    1. Placez les chambres d’isolement pour la sensibilité mécanique (6 chambres séparées par des cloisons en plastique) sur une grille de sol en fil de fer à 20 cm au-dessus de la paillasse.
    2. Placez les chambres d’isolement pour les tests de sensibilité thermique (chambre unique) sur une surface en verre de 1/4 de pouce à 20 cm au-dessus de la paillasse.
  4. Placez les animaux individuellement dans des chambres d’isolement pour l’allodynie mécanique.
  5. Laisser l’acclimatation aux chambres d’isolement pendant 15 minutes avant le début des essais.
  6. Effectuer des tests manuels de von Frey pour la sensibilité mécanique. Cette méthode décrit les essais manuels de von Frey, mais les essais électroniques de von Frey peuvent être substitués aux essais manuels14.
    1. Commencez par le filament correspondant au gramme de force le plus bas (par exemple, 4 g) et appliquez une pression sur la surface médio-plantaire de la patte arrière droite de sorte que le filament soit maintenu en forme de C pendant 6 s.
      REMARQUE : Les chercheurs rapportent peu de différence entre les pattes arrière droite et gauche, mais les expérimentateurs doivent être cohérents entre les animaux). Répétez 5 essais par stimulus.
    2. Répétez l’opération pour chaque animal à tester.
    3. Augmentez la taille du filament de manière séquentielle et répétez les étapes 3.5.1 à 3.5.2 jusqu’à ce qu’une réponse à la douleur soit observée (p. ex., retrait de la patte) dans au moins 2 des 5 essais.
    4. Enregistrez le gramme de force du filament qui a évoqué la réponse observée de la patte.
    5. Testez à nouveau le filament inférieur suivant pour voir si le retrait de la patte est observé. Si aucune réponse n’est observée, le gramme de force enregistré est définitif.
    6. Si l’animal réagit à cette étape, notez un nouveau gramme de force de filament et testez à nouveau le filament inférieur suivant. Répétez l’opération jusqu’à ce que les filaments inférieurs ne suscitent plus de réponse. Des données représentatives sont présentées dans les figures 3A et C.
  7. Effectuez des tests de sensibilité au froid.
    1. Retirez l’animal de la chambre d’isolement de sensibilité mécanique et placez-le dans une chambre d’isolement de sensibilité thermique.
    2. Emballez le tube conique de 15 ml avec de la glace sèche de manière à ce que la pastille finale s’étende du haut du tube.
    3. Placez la glace sèche sur le verre à proximité de la patte arrière droite de l’animal.
    4. À l’aide d’un chronomètre, notez le temps jusqu’à ce que l’animal démontre le retrait de la patte en réponse à la température. Des données représentatives sont présentées à la figure 3B.
    5. Relogez le rat dans sa cage domestique.
    6. Répétez toutes les étapes de la section 3.7 jusqu’à ce que tous les animaux aient été testés et soient de retour dans leur cage d’origine.
      REMARQUE : Il est également important de noter que le comportement et le poids des animaux doivent être surveillés pour tout signe de détresse à ce stade. Si les animaux développent un comportement douloureux de base ou perdent du poids corporel pendant des cycles prolongés, l’étude doit être terminée et les animaux doivent être euthanasiés selon une technique de manipulation appropriée des animaux. Si les animaux ne montrent pas de détresse au cours de l’expérience, ils doivent être euthanasiés après le dernier jour de l’essai.

4. Évaluation de la sensibilité mécanique par vidéographie à grande vitesse

  1. Assemblez les matériaux suivants, comme mentionné ci-dessous, pour le dosage de sensibilité mécanique et la vidéographie :
    1. Chambres d’isolement, grille de sol en fil métallique, coton-tige, pinceau de maquillage, épingles, caméra haute vitesse, lumières infrarouges, ordinateur portable avec logiciel d’analyse compatible.
  2. Évaluer en conjonction avec l’essai de sensibilité mécanique décrit précédemment11ou en tant qu’essai autonome, comme décrit ci-dessous.
  3. Assemblez les chambres d’isolation pour la sensibilité mécanique (chambre unique) en les plaçant sur une grille de sol en fil de fer à 20 cm au-dessus de la paillasse.
  4. Placez l’appareil photo sur un trépied à un angle d’environ 45 degrés entre 1 et 2 pieds de la chambre d’isolation.
  5. Positionnez les lumières infrarouges sur des trépieds pour éclairer la chambre pour l’expérimentation et le marquage ultérieur.
  6. Placez les animaux individuellement dans la chambre d’isolement pour l’évaluation des stimuli mécaniques.
  7. Laisser l’acclimatation aux chambres d’isolement pendant 15 m avant le début de l’essai.
  8. Effectuer des tests somatosensoriels de sensibilité mécanique avec différents stimuli (Figure 4).
    1. Utilisez un ordinateur portable avec le logiciel d’analyse Photron FastCAM pour enregistrer la chambre d’isolement à 2000 images/s pour chaque stimulus (appuyez sur le bouton correspondant pour démarrer l’enregistrement).
    2. Utilisez le coton-tige pour établir un contact doux entre l’embout du coton et la patte arrière du rat pendant l’enregistrement, et arrêtez-vous une fois l’enregistrement terminé.
    3. Utilisez le pinceau de maquillage pour essuyer la patte arrière de l’arrière vers l’avant et arrêtez-vous une fois terminé.
    4. Utilisez la goupille pour effectuer des piqûres d’épingle à basse et haute pression sur la patte arrière du rat. Pour les piqûres à basse pression, touchez doucement la goupille à la patte arrière, retirez-vous après le contact pendant l’enregistrement et arrêtez-vous une fois terminé.
    5. Pour les piqûres d’épingle à haute pression, appuyez brusquement sur la goupille dans la patte arrière, retirez-vous après le contact pendant l’enregistrement et arrêtez-vous une fois terminé.
    6. Remettez l’animal dans la cage de la maison.
    7. Répétez l’opération pour chaque animal à tester.
  9. Évaluer manuellement les comportements nocifensifs enregistrés via vidéographie à grande vitesse à l’aide de vidéos traitées avec le logiciel FastCAM15, comme le démontre l’arrêt Graphique 5A,B.
    1. Mesurez la hauteur de la patte (en cm) à partir du sol en maille jusqu’à son point le plus élevé après la stimulation de la patte. Pour ce faire dans le logiciel, accédez à Dimensions > Mesures et sélectionnez Deux points.
      1. Diffusez la vidéo tout au long du mouvement de la patte pour déterminer le moment où la patte atteint son apogée lors du mouvement initial vers le haut. Sélectionnez une région clairement identifiable de la patte (par exemple, le centre de la surface plantaire, l’intersection d’un doigt avec la patte, le talon, etc.) et définissez-la comme point initial.
      2. Rembobinez la vidéo pour localiser la position de cette région avant la stimulation et marquez le deuxième point à cet endroit le long de l’axe des y. Assurez-vous que la ligne de mesure reste parallèle à l’axe y et non inclinée. La hauteur sera affichée dans le coin supérieur gauche de l’écran15.
    2. Déterminez la vitesse de la patte en calculant la distance (en cm) entre la levée initiale et le point le plus élevé, divisée par le temps (en secondes) entre ces deux points. Cette mesure peut être effectuée dans le logiciel en sélectionnant Dimensions > Mesures et en choisissant Deux points.
    3. Diffusez la vidéo tout au long du mouvement de la patte pour identifier les images où la patte initie son premier mouvement vers le haut. Mesurez la vitesse de la patte en sélectionnant deux points sur des images différentes dans ce mouvement et en calculant la distance divisée par le nombre d’images ou le temps écoulé entre le début et la fin des images15.
    4. Évaluez les vidéos pour le resserrement orbital, le tremblement de la patte, le protège-patte et les comportements de saut. Par exemple, si un animal devait afficher l’un de ces comportements lors de l’application d’un stimulus, son score de comportement nocifensif serait de 1.
      REMARQUE : Le resserrement orbital a été noté lorsque les yeux sont passés de complètement ouverts à partiellement ou complètement fermés pendant l’application du stimulus. Les tremblements de la patte ont été notés lorsque des tressaillements de patte à haute fréquence ont été observés pendant l’application du stimulus. Le saut a été noté lorsque trois pattes ou plus étaient hors du sol de la grille métallique pendant l’application du stimulus.
    5. Utilisez les données de base des stimuli pour générer des estimations de distribution et d’erreur pour cette cohorte d’animaux, comme décrit précédemment15. Brièvement, enregistrez des vidéos de chaque animal utilisé dans les études en réponse au toucher statique, au toucher dynamique, à la piqûre d’épingle légère et à la piqûre d’épingle lourde au début du prétraitement afin de saisir toute la gamme des caractéristiques comportementales possibles.
      1. Calculez la moyenne et l’écart-type de chaque caractéristique comportementale (vitesse, taille, score de douleur) pour le groupe à travers tous les stimuli (toucher statique, coton-tige, piqûre d’épingle légère, piqûre d’épingle lourde).
    6. Générez des scores z à partir des données brutes observées dans chaque vidéo à l’aide des variables générées à l’étape 4.9.4 et des procédures décrites précédemment16.
    7. Combinez tous les scores z en une valeur propre unidimensionnelle à l’aide de l’analyse en composantes principales à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique17. Cela permet de calculer la combinaison des scores z transformés à partir de l’ensemble de données tridimensionnelles sous la forme d’une seule valeur totale pondérée16.
    8. Tracez les scores de douleur générés par l’ACP englobant ces multiples dimensions comportementales pour séparer les comportements associés à des stimuli nocifs et inoffensifs (Figure 5C) à l’aide d’un logiciel d’analyse statistique.
      REMARQUE : Les essais mécaniques assistés par vidéographie itérent sur les essais de von Frey en incorporant une dimensionnalité accrue. Dans le contexte de la CIPN, elle permet de décrire et de distinguer l’antiallodynie et l’analgésie. La notation vidéo peut également être effectuée par des parties indépendantes de l’expérimentateur qui a effectué les tests sensoriels. Il s’agit d’un outil puissant qui peut à la fois réduire le biais de l’expérimentateur et augmenter la profondeur des informations recueillies. Il est important de noter que cette méthode repose sur du matériel, des logiciels et des techniques statistiques spécialisés. Il s’agit d’un complément à la méthode plus accessible décrite dans les sections précédentes. De plus, il convient de noter que la collecte de données prend du temps en raison de la taille des fichiers générés par l’appareil photo et que l’espace de stockage des fichiers peut être un facteur limitant. Ces facteurs doivent être pris en compte dès le début de l’expérience.

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Résultats

Les résultats comportementaux obtenus par ce modèle CIPN chez le rat sont hautement reproductibles et cohérents. La figure 3A montre les résultats de sensibilité mécanique de la sensibilisation initiale et post-paclitaxel chez les animaux témoins et traités au CBD. Au départ, les rats Sprague-Dawley commencent généralement à présenter un retrait de la patte à une force de 26 à 60 g appliquée par les filaments de von Frey. Ceci est observable dans les deux groupes de traitement au jour zéro. ...

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Discussion

Le modèle de rat de neuropathie périphérique induite par la chimiothérapie récapitule deux des problèmes de qualité de vie les plus signalés chez les patients recevant certains types de chimiothérapie en termes de sensibilité mécanique et thermique. Avec ce modèle, des méthodes relativement peu coûteuses et efficaces peuvent quantifier ces sensibilités via des tests de filament von Frey et la sensibilité thermique par exposition à la glace sèche. Cette méthode fournit également ...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Les auteurs tiennent à remercier les laboratoires Ward et Wimmer pour leur soutien dans ce projet. Ce travail a été soutenu par le National Institutes of Health National Institute of Neurological Disorders and Stroke [Grant R42 NS120548-02].

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
CannabidiolCaymen Chemical90080Ann Arbor, MI
ChremophorMillipore-Sigma238470St. Lous, MO
ÉthanolMillipore-SigmaE7023St. Lous, MO
Logiciel d’analyse FastCAM  ;Photonhttps://photron.com, caméra haute vitesse open-source
Photron  ;AX 50  ;
Lumières infrarouges  ;CMVision  ;Indice de protection IP65  ;
Normal SalineMillipore-SigmaS0817St. Lous, MO
PaclitaxelTemple University Hospital Pharmacy N/APhiladelphia, PA
Rats Sprague-Dawley (250&ndash ; 300 g)  ;Taconic Laboratories, Cranbury, NJ

Références

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