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Article de méthode

Caractérisation comportementale des crises induites par le pentylènetétrazole : au-delà de l’échelle de Racine

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DOI :

10.3791/68112

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8 juillet 2025

 ,  , 
1Brain Institute, Universidade Federal do Rio Grande do Norte - UFRN

Dans cet article

Résumé

Le protocole introduit une méthode innovante d’analyse et de visualisation des comportements associés aux crises induites par le pentylènetétrazole chez la souris. Cette approche s’étend au-delà des scores traditionnels de Racine, fournissant une évaluation plus complète de la diversité et de la dynamique temporelle des comportements ictaliques.

Résumé

La caractérisation comportementale détaillée des crises est essentielle dans les modèles animaux d’épilepsie. Bien qu’il existe divers protocoles pour induire des crises, l’échelle de Racine reste la méthode la plus largement adoptée pour sa quantification. Initialement développée pour noter le recrutement progressif des comportements lors de l’allumage électrique des structures limbiques, l’échelle est depuis devenue la norme pour classer les crises à travers des modèles d’étiologies variables.

Cependant, un examen minutieux du comportement après l’administration de pentylènetétrazole (PTZ), un modèle de crise couramment utilisé, révèle que l’échelle de Racine ne peut pas capturer tout le spectre des altérations comportementales induites par cet antagoniste GABAergique. Après une seule injection sous-cutanée de PTZ à forte dose, les souris présentent d’abord des comportements non convulsifs tels que l’hypotonie, une déambulation réduite, un arrêt comportemental et des tremblements. Ceux-ci sont suivis de comportements ictaux, y compris des spasmes, des secousses myocloniques et des convulsions limbiques, bien que seule cette dernière soit quantifiée par l’échelle de Racine.

Pour surmonter ces limitations, une approche raffinée est utilisée qui combine le marquage vidéo avec le suivi des animaux pour distinguer les spasmes et les myoclonies en tant qu’expressions comportementales distinctes des crises limbiques. Ces comportements précoces peuvent faciliter le recrutement des structures limbiques, déclenchant éventuellement des crises limbiques. La méthode est simple à mettre en œuvre et permet une évaluation plus complète des crises aiguës induites par le PTZ. Son utilité est encore plus évidente dans le protocole d’allumage PTZ, dans lequel de faibles doses répétées de PTZ entraînent des changements temporels dans les spasmes, la myoclonie et la gravité des crises limbiques. Cette approche a le potentiel d’améliorer la reproductibilité de la recherche sur les crises d’épilepsie et l’épilepsie.

Introduction

La caractérisation comportementale des crises est la lecture la plus utilisée dans les études sur la physiopathologie de l’épilepsie et l’activité des crises, et elle est largement utilisée pour le dépistage de nouveaux médicaments anticonvulsivants 1,2. La plupart des travaux publiés au cours des 50 dernières années ont utilisé le système de score progressif développé par Ronald J. Racine pour décrire la gravité des crises comportementales pendant l’allumage de l’amygdale et de l’hippocampe3. L’échelle de Racine a montré une forte corrélation entre le comportement et l’activité paroxystique électrophysiologique chez le rat3 et le chat4. Il classe l’expression comportementale de la crise en cinq stades progressifs : « (i) mouvements de la bouche et du visage, (ii) hochement de tête, (iii) clonus des membres antérieurs, (iv) cabrage et (v) cabrage et chute »3. En raison de sa simplicité, de sa facilité d’utilisation et d’interprétation, de sa rapidité de notation et de sa reproductibilité, l’utilisation de l’échelle de Racine dans les études sur l’épilepsie et les crises continue de croître même de nos jours (Figure 1).

figure-introduction-1
Figure 1 : Nombre de citations annuelles reçues par l’étude de Racine en 1972. Notez l’augmentation constante du nombre de citations au cours des 50 dernières années. Une recherche sur le Web of Science effectuée le 27 novembre 2024 a révélé 6 040 citations, et 91 enregistrements ne contenaient pas d’informations dans le champ « année de publication ». Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

L’échelle a ensuite été appliquée à d’autres modèles animaux d’épilepsie et de convulsions, y compris ceux utilisant des médicaments pour provoquer des convulsions. Les premières descriptions des crisesinduites par l’acide kaïnique 5 et de l’état de mal épileptique (SE)6, ainsi que des crises locales7 et systémiques induites par la pilocarppine8, ont utilisé l’échelle de Racine pour quantifier les crises induites et spontanées. Il est intéressant de noter que ces médicaments n’ont pas seulement provoqué des crises limbiques, comme observé chez les animaux stimulés électriquement et décrits par Racine, mais ils ont également provoqué un ensemble différent de comportements qui ont été mal ou moins souvent décrits9.

Les limites de l’échelle de Racine pour saisir la diversité des comportements ictaux ont été identifiées tôt par les chercheurs à l’aide de modèles de crises dans lesquels le foyer de la crise se trouve dans d’autres régions du cerveau que le système limbique. Par exemple, Garcia-Cairasco a été l’un des premiers à utiliser des outils éthologiques pour évaluer le comportement dans les crises audiogéniques10, révélant la complexité et la progression temporelle des comportements ictaux 10,11. Récemment, Ivan Soltesz a utilisé une analyse vidéo sophistiquée de profondeur et un codage temporel détaillé pour révéler des « empreintes comportementales cachées » chez des rats12 allumés électriquement. S’appuyant sur ces approches, un nouveau système de codage est introduit ici pour les crises aiguës induites par le pentylènetétrazole chez la souris.

Le pentylènetétrazole (PTZ) provoque des convulsions en inhibant la neurotransmission GABAergique13, ce qui entraîne une augmentation de l’excitabilité neuronale et une activation synchrone des populations neuronales 14,15. Après une dose unique élevée (40-80 mg/kg) de PTZ systémique, les rongeurs présentent une mobilité réduite, des mouvements de moustaches non spécifiques, des spasmes du corps entier et des secousses myocloniques, un clonus orofacial et de la patte, et des convulsions limbiques à part entière16. Contrairement aux modèles d’état de mal épileptique, le comportement anormal après PTZ dure jusqu’à 1 h et se résinite spontanément 16,17,18. Des auteurs précédents ont proposé une version révisée de l’échelle de Racine pour les rats17 et les souris18. Malgré leur tentative de fournir de nouvelles informations sur la diversité des comportements ictaliques, leur nouvelle échelle intègre un ou deux nouveaux niveaux, associés à la course sauvage et/ou au saut (niveau 6, van Erum et al.18) et à l’extension tonique conduisant à l’arrêt respiratoire (niveau 7, van Erum et al.18).

Ce protocole présente une nouvelle approche pour quantifier et représenter les comportements ictaux induits par PTZ, avec un accent particulier sur les spasmes et les myoclonies. Ces comportements sont parmi les plus répandus après l’administration systémique de PTZ, mais ils sont souvent négligés dans les études sur les crises et l’épilepsie. Ainsi, cette approche comble une lacune méthodologique critique en fournissant des critères spécifiques pour identifier les spasmes et les myoclonies et les distinguer comportementalement des crises limbiques. Il démontre que les spasmes et les myoclonies présentent une dynamique temporelle distincte après des administrations uniques et répétées de PTZ. Ce système de codage est facile à mettre en œuvre, intègre de nouveaux paramètres d’activité anormale dans les méthodologies existantes et offre de nouvelles perspectives sur les mécanismes de génération de crises. Enfin, cette nouvelle stratégie a le potentiel de normaliser la quantification du comportement ictal dans les laboratoires, d’améliorer la reproductibilité et d’élargir les perspectives sur les mécanismes de crise.

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Protocole

Toutes les procédures expérimentales ont été approuvées par le comité d’éthique local de l’Université fédérale de Rio Grande do Norte (numéro de protocole 043/2022, numéro de licence 307.043/2022). Des souris C57BL/6 mâles âgées de 3 à 4 mois ont été utilisées dans ce protocole, avec une taille d’échantillon recommandée de 6 à 10 animaux selon les protocoles d’induction PTZ établis16.

1. Préparation de l’arène d’observation

  1. Utilisez un manège carré ou circulaire d’une surface d’au moins 10 x 10 cm et d’une hauteur de mur de 30 cm. Assurez-vous que l’arène est bien éclairée. Si nécessaire, utilisez un éclairage infrarouge pour garantir une acquisition d’image saturée (Figure 2A).
  2. Placez au moins une caméra vidéo au-dessus de l’arène, avec une vue de haut en bas de l’ensemble du sol de l’arène et d’au moins 10 cm du mur (pour capturer le comportement cabré sans recadrer la tête de la souris, Figure 2B).
  3. Si vous le souhaitez, placez une deuxième caméra vidéo avec une vue frontale de l’arène. Dans ce cas, assurez-vous que l’un des murs de l’arène est transparent.
  4. Assurez-vous que la température (21-24 °C) et l’humidité (50-70 %) correspondent aux conditions de l’animalerie, en les surveillant avec un thermo-hygromètre et en les ajustant si nécessaire.
  5. Placez la litière nécessaire pour couvrir le fond de l’arène et assurez-vous que l’animal est visible de l’arrière-plan. Mettez de l’eau et des granulés de nourriture à disposition gratuitement pendant toute la durée de l’expérience.
  6. Commencer les expériences de préférence au début de la phase lumineuse (par exemple, entre 7h00 et 10h00). Maintenir un éclairage constant dans la salle d’expérimentation (900-1 100 lux) avec un cycle lumière/obscurité de 12/12 h, avec lumières allumées à 6 h. À l’aide d’un luxmètre, vérifiez les conditions d’éclairage à proximité de l’arène d’enregistrement, ce qui garantit une qualité d’enregistrement vidéo uniforme.
  7. Connectez l’appareil photo à l’appareil d’enregistrement vidéo pour acquérir la vidéo avec au moins 24 images par seconde (ips).

2. Préparation de la solution PTZ

REMARQUE : Les comportements ictaux (c’est-à-dire les spasmes) peuvent être induits avec des doses commençant à 40 mg / kg. Des convulsions limbiques sont observées à des doses de 60 mg/kg et plus. Des convulsions toniques associées à un arrêt respiratoire et à la mort sont fréquemment observées à partir d’une dose de 80 mg/kg ou plus. Pour le protocole d’allumage, une dose de 40 mg/kg a été utilisée.

La dose peut varier selon les souches de souris. Il est recommandé de mener une expérience pilote pour définir la dose PTZ qui s’applique le mieux à la question de recherche.

  1. Administrer 10 mL/kg par injections systémiques aux souris. Par conséquent, dissoudre la poudre PTZ dans de l’eau déminéralisée pour atteindre la concentration finale de 4 ou 6 mg/mL (pour les doses de 40 et 60 mg/kg, respectivement).
    REMARQUE : Pour réduire la variabilité, préparez une seule solution PTZ pour l’ensemble du lot expérimental.

3. Administration du PTZ

  1. Avant de placer l’animal dans l’arène, mesurez son poids corporel à l’aide d’une balance.
  2. Calculez le volume de solution PTZ nécessaire pour chaque animal en fonction de son poids corporel.
    REMARQUE : Pour une dose de 60 mg/kg et un poids corporel de 30 g, injecter à l’animal 0,3 mL d’une solution PTZ à 6 mg/mL.
  3. Enregistrez le comportement pendant au moins 1 h avant l’injection PTZ.
    REMARQUE : Cette période d’accoutumance diminue la déambulation et l’anxiété induites par la nouveauté, tout en pouvant également être utilisée pour extraire l’activité de base.
  4. Administrer le PTZ par voie intrapéritonéale (i.p.) ou sous-cutanée (s.c.)15,16. Pour l’administration s.c., fixez l’animal d’une main, en pinçant doucement la peau entre ses omoplates (figure 2C).
  5. À l’aide d’une seringue de 1 mL fixée à une aiguille de 26 1/2 G, insérez l’aiguille à l’intérieur de l’espace sous-cutané, parallèlement à l’orientation du corps, et injectez lentement la solution dans l’espace sous-cutané. Retirez délicatement l’aiguille lorsque l’injection est terminée, en tenant la peau à la sortie de l’aiguille pour éviter que la solution ne se renverse en raison de la pression de la cavité (figure 2C).
    REMARQUE : Les injections ne doivent pas être administrées trop rapidement, car une accumulation rapide de la solution peut entraîner un déversement du site d’injection ou une fuite lors du retrait de l’aiguille.
  6. Notez toute fuite, car elle affectera l’expression des comportements ictaliques. Envisager la possibilité d’une injection immédiate de 50 μL supplémentaires de la même solution PTZ.
  7. Repositionnez l’animal dans l’arène pour 1 h d’enregistrement vidéo en continu.
  8. Une heure après l’injection PTZ (ou plus), arrêtez les enregistrements et copiez le fichier pour le post-traitement (suivi vidéo et codage comportemental).

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Figure 2 : Installation expérimentale et procédure d’injection. (A) Quatre arènes carrées transparentes avec des caméras de vue descendante placées au centre ont été utilisées pour enregistrer les comportements et suivre les positions des animaux avant et après l’administration du PTZ. (B) Instantané d’une vidéo représentative obtenu avec la configuration décrite en A. (C) Exemple de l’injection sous-cutanée de PTZ. L’aiguille est placée entre les omoplates de l’animal dans l’espace sous-cutané. (D) Représentation schématique de l’acquisition et de l’analyse des données comportementales utilisées dans la présente étude. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

4. Bien-être animal

  1. Retirez et euthanasiez les animaux si une crise dure plus de 5 minutes pour prévenir la mort cellulaire et les lésions des tissus cérébraux, en particulier lors des protocoles d’injections répétées.
  2. Surveiller quotidiennement le poids des animaux pendant toute la durée de l’expérience.
  3. Surveiller l’état général des animaux, y compris l’apport alimentaire, la locomotion, la posture, le toilettage et les signes de douleur ou de détresse.
  4. Administrer un traitement anti-inflammatoire (ibuprofène, 5 mg/kg) et une gestion de la douleur si nécessaire. Fournissez de la nourriture ou de l’eau supplémentaire si nécessaire.
  5. Retirer les animaux s’ils présentent une perte de poids supérieure à 20 % qui ne peut être récupérée dans les 2 jours suivant une supplémentation individuelle, des lésions épidermiques ou tout signe de douleur chronique ou d’inconfort ne répondant pas au traitement pharmacologique.
  6. Euthanasier tous les animaux conformément aux directives éthiques internationales et institutionnelles.

5. Installation, configuration et utilisation du logiciel

  1. Pour l’analyse décrite dans cette étude, utilisez MouseLabTrack19 et Solomon Coder. Téléchargez-les et suivez la procédure d’installation (voir Fichier supplémentaire 1 et Fichier supplémentaire 2).
    REMARQUE : alors que MouseLabTrack fonctionne sous le framework MATLAB, Solomon Coder est un exécutable pour le système d’exploitation Windows. Les deux logiciels sont open source.
  2. Cliquez sur Solomon dans le menu Démarrer de Windows ou recherchez Solomon Coder et ouvrez le logiciel.
    1. Si un fichier de configuration est disponible (voir Fichier supplémentaire 3), allez dans Fichier | Configuration du chargement. L’écran chargera les paramètres prédéfinis.
    2. Si aucun fichier de configuration n’est disponible,
      1. Faites un clic droit sur la zone libre pour créer un nouveau bouton. Faites un clic droit sur le bouton nouvellement créé pour ouvrir l’écran de configuration .
      2. Dans le champ Nom du bouton , renommez le bouton pour qu’il représente le comportement souhaité.
      3. Dans le champ Couleur de la face du bouton , sélectionnez une couleur.
      4. Dans le champ Catégories , renommez Par défaut en Comportements (il s’agira du nom de la colonne).
      5. Dans le champ Raccourci clavier , attribuez une touche du clavier pour marquer le comportement pendant l’analyse vidéo (par exemple, la touche « 1 »).
      6. (Facultatif) Cochez la case au-dessus de la touche de raccourci si l’événement est instantané, ce qui signifie qu’il enregistrera un seul événement lorsque la touche est enfoncée et relâchée. Si cette case n’est pas cochée, le comportement restera enregistré jusqu’à ce que la touche soit relâchée.
    3. Pour ouvrir une vidéo, accédez à Fichier | Ouvrez la vidéo.
    4. Appuyez sur Lecture pour démarrer la vidéo.
    5. Au fur et à mesure que des comportements sont observés, cliquez sur le bouton gauche de la souris ou appuyez sur la touche du clavier attribuée pour les marquer.
    6. Pour enregistrer les données sous forme de fichier de valeurs séparées par des virgules (.csv), accédez à Analyser | Enregistrer la sortie sous. Pour enregistrer la feuille de codage Solomon (.arch), allez dans Fichier | Enregistrer la feuille de codage.
  3. Pour ouvrir et charger MouseLabTracker.
    1. Ouvrez MATLAB, dans la console, tapez 'main()' et appuyez sur Entrée.
    2. Pour charger la vidéo, cliquez sur le bouton Ouvrir. Après le chargement, l’écran adjacent affichera la vidéo avec un fond vert et l’animal en blanc.
    3. Spécifiez l’intervalle de temps à analyser dans la vidéo. Cliquez sur Démarrer pour définir le début de l’analyse. Cliquez sur Fin pour définir la fin de l’analyse.
      REMARQUE : Si aucun intervalle n’est défini, le logiciel analyse l’ensemble de la vidéo.
    4. Pour configurer les paramètres de suivi, rendez-vous dans l’onglet Paramètres de suivi .
      1. Sélectionnez Objets sombres / Arrière-plan clair pour indiquer que l’animal est plus foncé que l’arrière-plan.
      2. Pour ajuster le nombre d’animaux, allez dans Sujets et remplacez le nombre par 1.
      3. Pour ajuster les paramètres de détection, modifiez le paramètre Seuil afin que les valeurs de rayon soient comprises entre 30 et 40.
      4. Définissez la couleur de l’animal en cliquant sur Couleur et en sélectionnant la couleur appropriée.
      5. Pour définir l’arène, cliquez sur Définir l’arène, puis sélectionnez le coin supérieur gauche de l’arène, puis sélectionnez le coin inférieur droit de l’arène.
    5. Pour lancer le processus de suivi, cliquez sur Suivre. Attendez que la barre de progression atteigne 100 %.
    6. Une fois le suivi terminé, enregistrez le fichier de sortie de l’analyse en cliquant sur Enregistrer les résultats.

6. Codage des comportements

  1. Tout d’abord, marquez le temps d’administration PTZ lorsque la souris réapparaît dans l’image vidéo après avoir été placée dans l’arène d’observation. Ce moment sert de temps zéro, servant de référence temporelle pour tous les autres comportements, y compris les calculs de latence.
  2. Observez des spasmes et des myoclonies quelques minutes après l’injection de PTZ (Figure 3), suivis d’éventuelles convulsions limbiques. Les spasmes sont des contractions brèves, transitoires et rapides des muscles axiaux, y compris la flexion bilatérale de l’oreille, la contraction des muscles du dos, le soulèvement de la queue (queue de Straub) et, rarement, une réponse de sursaut (Figure 3A). Codez les spasmes comme des événements discrets, en les associant à une seule image vidéo sans durée.
    REMARQUE : Quantifiez la diversité et la combinaison des différentes parties du corps dans l’expression des spasmes (voir la section Résultats représentatifs).
  3. Pour coder la myoclonie, observez les événements de plus de 200 ms ; Ils se caractérisent par une secousse myoclonique abrupte et forte impliquant la tête, le cou et les pattes. Elle peut être associée à des tremblements et à une perte de posture corporelle (Figure 3B). La sous-classification comprend les myoclonies avec tremblements ou avec perte de posture vers l’avant, la gauche ou la droite. La durée varie généralement de 1 à 2 s. En raison de leur longueur, les myoclonies nécessitent un codage sur plusieurs unités de temps pour un seul événement.
  4. Pour coder les crises limbiques, observez des événements qui ressemblent à celui décrit par Racine et qui peuvent être codés à l’aide de l’échelle de Racine. Elle commence généralement par un arrêt comportemental ou un regard, suivi d’automatismes olfactifs et gustatifs, de mouvements orofaciaux, d’une myoclonie des membres antérieurs et/ou de la tête, d’un cabrage avec ou sans chute, d’une course ou d’un saut sauvage et d’une crise tonique avec arrêt respiratoire. Utilisez l’échelle de Racinemodifiée 18 pour sous-classer les crises limbiques, qui durent plus de 10 à 15 secondes et se distinguent des spasmes et des myoclonies.
  5. Inclure des classes comportementales supplémentaires basées sur le protocole expérimental, permettant un dépistage plus complet des comportements.
  6. Marquez la fin de la session d’enregistrement en un seul laps de temps (1 h après l’injection PTZ). Si l’animal meurt après une crise tonique, identifiez l’heure de la mort avec le repère final.
    REMARQUE : La feuille de codage peut être sauvegardée à tout moment pendant le processus de codage et rouverte dans le logiciel au besoin pour poursuivre le codage ou les modifications.

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Figure 3 : Instantanés des comportements ictaux observés après l’administration de PTZ. (A) Il s’agit d’un exemple représentatif de l’un des premiers spasmes observés après l’injection de PTZ. Toutes les images sont affichées (échantillonnage 30 fps). Notez que le spasme dure moins de 200 ms et se déplace dans le sens rostrocaudal. Dans cet exemple, il n’y a pas eu de soulèvement manifeste de la queue. (B) Un exemple représentatif de myoclonie associée à l’inclinaison vers l’avant. Dans cet exemple, la myoclonie a duré plus de 1 s, où plusieurs clonus de la queue et des membres antérieurs se sont produits. (C) Exemple représentatif d’une crise limbique. Avant le stade 1 de Racine, la souris présentait une myoclonie soutenue des membres, y compris une perte de posture corporelle. La séquence montre les cinq étapes traditionnelles de l’échelle conventionnelle de Racine. Dans ce cas, la souris recevrait un score de 5. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

7. Analyse et visualisation des données

  1. Calculez la latence de la première occurrence de chacune des catégories de comportement (par exemple, Spasme, myoclonie, Convulsion, etc.) en soustrayant le temps d’injection PTZ de son temps enregistré dans la feuille de codage.
  2. Calculez la durée de chaque myoclonie et convulsions, puis additionnez-les pour obtenir la durée totale de chaque catégorie.
  3. Calculez le taux d’occurrence de chaque comportement en divisant le nombre total d’événements par la durée d’enregistrement.
  4. Calculez l’intervalle entre les événements pour chaque comportement en trouvant la différence de temps entre les événements consécutifs.
  5. Définir les épisodes en fonction de la distribution temporelle des comportements ictaux dans chaque session d’enregistrement, le cas échéant. Calculez les paramètres ci-dessus pour chaque épisode.
    REMARQUE : La fin des crises entraîne une période de suppression post-ictale, marquant la conclusion d’un épisode pour ce protocole. La réapparition des comportements ictaux marque le début d’un nouvel épisode.
    REMARQUE : En l’absence de crises, classez la séance d’enregistrement en fonction de la distribution temporelle des spasmes et des myoclonies.
  6. Testez la normalité à l’aide du test de Shapiro-Wilk pour chaque groupe.
  7. Pour les comparaisons paramétriques entre plusieurs groupes, utilisez le test d’analyse de variance à un facteur (ANOVA). Pour les données appariées, utilisez un test t apparié ou une ANOVA à mesures répétées, selon la structure des données.
  8. Définissez la signification statistique à une valeur p de < 0,05. De plus, arrondissez les valeurs p en dessous de 0,0001 et rapportez-les comme <0,0001.

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Résultats

Pour évaluer la stratégie de codage et sa capacité à détailler les comportements ictaux lors de crises induites par le PTZ, trois doses de PTZ ont d’abord été testées et leurs effets sur des souris C57BL/6 ont été observés (40, 60 et 80 mg/kg, N = 7, 5 et 5, respectivement). Les résultats comportementaux observés sur trois doses de PTZ ont révélé des différences dose-dépendantes claires après une seule injection. Les animaux traités avec un PTZ de 40 mg/kg ont présenté des spasmes, mais pas de convulsions limbiques ni de...

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Discussion

Cette étude a utilisé une catégorisation des comportements basée sur les expressions motrices pour fournir un cadre plus complet pour l’analyse de la dynamique des crises. Cette approche permet de quantifier des paramètres clés, notamment la latence, la durée et la fréquence des spasmes, des myoclonies et des crises limbiques. Les résultats des injections hebdomadaires de PTZ ont démontré qu’une exposition répétée modifie considérablement le moment et la fréquence des crises limbiques, a...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Ce travail a été en partie soutenu par le Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq, subventions numéros 308110/2020-0 et 316441/2023-6), la Fundação de Amparo e Promoção da Ciência, Tecnologia e Inovação do Rio Grande de Norte (FAPERN, numéro de subvention 042/2022) et la Fundação Coordenação de Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES, numéro de subvention #385/2019) et Propesq-UFRN (numéro de subvention PVP18039-2020).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Solution de chlorure de sodium à 0,9 %Fresenius Kabi Brasil LtdaRéférence 74MK3168Système fermé pour utilisation intraveineuse ; solution injectable, 250 mL.
Balance analytiqueShimadzuATY224Capacité maximale : 220 g, Capacité minimale : 10 mg, Précision d’affichage : 0,1 mg. N° de série : 1311070096
CaméraJortanJortan-8816AHDCaméra CCD IR, système NTSC, résolution 2,0 MP, objectif 3,6 mm, alimentation DC 12 V.
Luxmètre numériqueMinipaRéférence MLM-1011Mesure l’intensité lumineuse en lux.
Aiguille hypodermiqueDescarpack353101Taille 26,5 g.
Souris--Souris mâles C57BL/6 de type sauvage. Âgé de deux à trois mois.
PentylènetétrazoleSigma-Aldrich (Merck)P6500-25GPoudre, stimulant du SNC. Achat : 25 g. Stockage : -25 ° ;C.
Logiciel : MouseLabTracker  ; Giuliano Vilela-Logiciel open-source, document de référence : DOI : 10.1016/j.jneumeth.2006.04.005.
Site : https://neuro.ufrn.br/softwares/mouselabtracker
Logiciel : Solomon CoderAndrá ; s Pé ; Ter-Logiciel open-source, v.19.08.02.
Site :  ; https://solomon.andraspeter.com/
Thermo-hygromètreHikariHK-T240Mesure la température et l’humidité.

Références

  1. Rogawski, M. A., Löscher, W. The neurobiology of antiepileptic drugs. Nat Rev Neurosci. 5 (7), 553-564 (2004).
  2. Löscher, W. Critical review of current animal models of seizures and epilepsy used in the discovery and development of new antiepileptic drugs. Seizure. 20 (5), 359-368 (2011).
  3. Racine, R. J. Modification of seizure activity by electrical stimulation: II. Motor seizure. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 32 (3), 281-294 (1972).
  4. Delgado, J. M. R., Sevillano, M. Evolution of repeated hippocampal seizures in the cat. Electroencephalogr Clin Neurophysiol. 13 (5), 722-733 (1961).
  5. Lothman, E. W., Collins, R. C. Kainic acid induced limbic seizures: metabolic, behavioral, electroencephalographic and neuropathological correlates. Brain Res. 218 (1-2), 299-318 (1981).
  6. Lévesque, M., Avoli, M. The kainic acid model of temporal lobe epilepsy. Neurosci Biobehav Rev. 37 (10 Pt 2), 2887-2899 (2013).
  7. Castro, O. W., et al. Comparative neuroanatomical and temporal characterization of FluoroJade-positive neurodegeneration after status epilepticus induced by systemic and intrahippocampal pilocarpine in Wistar rats. Brain Res. 1374, 43-55 (2011).
  8. Turski, W. A., et al. Limbic seizures produced by pilocarpine in rats: behavioural, electroencephalographic and neuropathological study. Behav Brain Res. 9 (3), 315-335 (1983).
  9. Leite, J. P., Garcia-Cairasco, N., Cavalheiro, E. A. New insights from the use of pilocarpine and kainate models. Epilepsy Res. 50 (1-2), 93-103 (2002).
  10. Garcia-Cairasco, N., et al. New insights into behavioral evaluation of audiogenic seizures. A comparison of two ethological methods. Behav Brain Res. 48 (1), 49-56 (1992).
  11. Garcia-Cairasco, N., Rossetti, F., Oliveira, J. A. C., Furtado, M. deA. Neuroethological study of status epilepticus induced by systemic pilocarpine in Wistar audiogenic rats (WAR strain). Epilepsy Behav. 5 (4), 455-463 (2004).
  12. Gschwind, T., et al. Hidden behavioral fingerprints in epilepsy. Neuron. 111 (9), 1440-1452.e5 (2023).
  13. Macdonald, R. L., Barker, J. L. Specific antagonism of GABA-mediated postsynaptic inhibition in cultured mammalian spinal cord neurons: a common mode of convulsant action. Neurology. 28 (4), 325-330 (1978).
  14. Dhir, A. Pentylenetetrazol (PTZ) kindling model of epilepsy. Curr Protoc Neurosci. 58 (1), 9.37.1-9.37.12 (2012).
  15. Samokhina, E., Samokhin, A. Neuropathological profile of the pentylenetetrazol (PTZ) kindling model. Int J Neurosci. 128 (11), 1086-1096 (2018).
  16. Shimada, T., Yamagata, K. Pentylenetetrazole-induced kindling mouse model. J Vis Exp. (136), e56573(2018).
  17. Lüttjohann, A., Fabene, P. F., Van Luijtelaar, G. A revised Racine's scale for PTZ-induced seizures in rats. Physiol Behav. 98 (5), 579-586 (2009).
  18. Van Erum, J., Van Dam, D., De Deyn, P. P. PTZ-induced seizures in mice require a revised Racine scale. Epilepsy Behav. 95, 51-55 (2019).
  19. Tort, A. B. L., et al. A simple webcam-based approach for the measurement of rodent locomotion and other behavioural parameters. J Neurosci Methods. 157 (1), 91-97 (2006).
  20. Gelinas, J. N., Khodagholy, D., Thesen, T., Devinsky, O., Buzsáki, G. Interictal epileptiform discharges induce hippocampal-cortical coupling in temporal lobe epilepsy. Nat Med. 22 (6), 641-648 (2016).
  21. Nizinska, K., et al. Behavioral characteristics as potential biomarkers of the development and phenotype of epilepsy in a rat model of temporal lobe epilepsy. Sci Rep. 11 (1), 8665(2021).
  22. Monteiro, ÁB., et al. Pentylenetetrazole: A review. Neurochem Int. 180, 105841(2024).
  23. Barker-Haliski, M., Steve White, H. Validated animal models for antiseizure drug (ASD) discovery: Advantages and potential pitfalls in ASD screening. Neuropharmacology. 167, 107750(2020).
  24. Santucci, V., et al. EEG effects of IV infusion of pentylenetetrazol in rats: A model for screening and classifying antiepileptic compounds. Psychopharmacology. 87 (3), 337-343 (1985).
  25. Swinyard, E. A., Brown, W. C., Goodman, L. S. Comparative assays of antiepileptic drugs in mice and rats. J Pharmacol Exp Ther. 106 (3), 319-330 (1952).
  26. Krall, R. L., Penry, J. K., White, B. G., Kupferberg, H. J., Swinyard, E. A. Antiepileptic drug development: II. Anticonvulsant drug screening. Epilepsia. 19 (4), 409-428 (1978).
  27. Kandratavicius, L., et al. Animal models of epilepsy: use and limitations. Neuropsychiatr Dis Treat. 10, 1693-1705 (2014).
  28. McIntyre, D. C., Poulter, M. O., Gilby, K. Kindling: some old and some new. Epilepsy Res. 50 (1-2), 79-92 (2002).
  29. Yuskaitis, C. J., et al. Factors influencing the acute pentylenetetrazole-induced seizure paradigm and a literature review. Ann Clin Transl Neurol. 8 (7), 1388-1397 (2021).
  30. da Silva, L. F., Pereira, P., Elisabetsky, E. A Neuropharmacological analysis of PTZ-induced kindling in mice. Gen Pharmacol. 31 (1), 47-50 (1998).
  31. Copping, N. A., Adhikari, A., Petkova, S. P., Silverman, J. L. Genetic backgrounds have unique seizure response profiles and behavioral outcomes following convulsant administration. Epilepsy Behav. 101, 106547(2019).
  32. Medina, A. E., Manhães, A. C., Schmidt, S. L. Sex differences in sensitivity to seizures elicited by pentylenetetrazol in mice. Pharmacol Biochem Behav. 68 (3), 591-596 (2001).
  33. Pollo, M. L. M., Gimenes, C., Covolan, L. Male rats are more vulnerable to pentylenetetrazole-kindling model but females have more spatial memory-related deficits. Epilepsy Behav. 129, 108632(2022).

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Crises au pentylenetetrazolecrises limbiquesv nements myocloniquesanalyse des spasmessuivi vid omod les animaux de l pilepsiequantification des crisesantagoniste GABAergique
Caractérisation comportementale des crises induites par le pentylènetétrazole : au-delà de l’échelle de Racine
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