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Article de méthode

Isolement et culture de cellules primaires de Müller rétiniennes chez des rats Sprague-Dawley (SD)

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DOI :

10.3791/68129

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17 juin 2025

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1Eye School of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 2Key Laboratory of Sichuan Province Ophthalmopathy Prevention & Cure and Visual Function Protection with TCM Laboratory, Eye School of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 3Retinal Image Technology and Chronic Vascular Disease Prevention & Control and Collaborative Innovation Center, Eye School of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine, 4Department of Ophthalmology, Ziyang Hospital of Traditional Chinese Medicine, 5Department of Ophthalmology, Ineye Hospital of Chengdu University of TCM, Chengdu University of Traditional Chinese Medicine

Dans cet article

Résumé

Cet article présente un protocole détaillé pour isoler les cellules primaires de Müller de la rétine chez le rat Sprague-Dawley (SD) néonatal. La procédure comprend l’énucléation des globes oculaires, la dissection du tissu rétinien, l’extraction et l’identification des cellules, ainsi que des considérations clés pour la culture cellulaire ultérieure.

Résumé

Les cellules de Müller rétiniennes (CMR) jouent un rôle crucial dans le soutien structurel et la régulation de diverses fonctions au sein de la rétine. En tant que composant central du microenvironnement rétinien, les CMR remplissent plusieurs fonctions vitales. Grâce à leurs canaux ioniques abondants, leurs ligands, leurs récepteurs, leurs transporteurs transmembranaires et leurs systèmes enzymatiques, ces cellules contribuent à la sécrétion de neurotransmetteurs et de facteurs trophiques, régulent le métabolisme rétinien et maintiennent l’homéostasie des ions eau. Notamment, les CMR ont récemment été identifiés comme une source importante de cellules souches régénératives rétiniennes endogènes, offrant de nouvelles cibles thérapeutiques pour le traitement des maladies dégénératives rétiniennes. Par conséquent, l’étude des CMR est essentielle pour comprendre les mécanismes pathologiques sous-jacents aux troubles rétiniens. Cette étude établit systématiquement un protocole expérimental standardisé qui comprend la digestion de la trypsine et la purification des CMR primaires, l’observation morphologique par microscopie optique inversée et la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (HE), l’identification de protéines spécifiques par coloration par immunofluorescence et l’analyse de la pureté cellulaire par cytométrie en flux. Ce protocole constitue une référence précieuse pour la recherche fondamentale et les applications cliniques liées aux CMR, soutenant l’exploration de leurs mécanismes dans les maladies rétiniennes et faisant progresser le développement de stratégies thérapeutiques.

Introduction

Les cellules gliales de Müller rétiniennes (CMR), la macroglie prédominante dans la rétine, forment le noyau de l’unité neurovasculaire rétinienne 1,2. Couvrant presque toute l’épaisseur de la rétine, les CMR engainent presque tous les neurones rétiniens et la microvascularisation. Leurs processus s’étendent vers le haut jusqu’à la membrane limitante interne (ILM), formant les extrémités apicales, et vers le bas jusqu’à la membrane limitante externe (OLM), où ils développent des microvillosités 3 spécialisées. Cette architecture unique permet aux PMR de fonctionner comme le principal échafaudage structurel de l’organisation rétinienne 4,5.

Les CMR sont enrichis de canaux ioniques, de ligands, de récepteurs, de transporteurs transmembranaires et d’enzymes6, et ils participent au métabolisme rétinien du glucose via la glycolyse7. Les canaux ioniques potassiques (Kir2.1, Kir4.1) et les protéines des canaux d’eau (AQP4, AQP9, AQP11) régulent conjointement l’homéostasie ionique et hydrique à travers la membrane cellulaire, maintenant l’équilibre physiologique rétinien7. De plus, les CMR absorbent et éliminent les neurotransmetteurs libérés par les neurones, notamment le glutamate, l’acide γ-aminobutyrique (GABA) et la glycine 7,8.

Des conditions pathologiques telles que la rétinopathie diabétique7, le glaucome9 et la rétinite pigmentaire10 peuvent endommager les CMR, perturber la barrière hémato-rétinienne, déclencher une inflammation, augmenter la perméabilité vasculaire et altérer la fonction rétinienne. Les CMR sont également reconnus comme des sources intrinsèques latentes de cellules régénératives rétiniennes11,12. Chez les poissons et certains amphibiens, les CMR peuvent se dédifférencier en cellules progénitrices rétiniennes qui remplacent les neurones perdus à la suite de lésions13. Dans les rétines de mammifères adultes, les CMR expriment des protéines marqueurs liées aux cellules souches14,15, ce qui leur confère le potentiel de se différencier en neurones rétiniens et de remplacer les cellules endommagées dans les maladies dégénératives telles que la dégénérescence maculaire liée à l’âge, le glaucome et la rétinopathie diabétique16. Les CMR primaires imitent étroitement leur état in vivo et sont d’une grande valeur dans l’étude et le traitement des maladies dégénératives rétiniennes. Cependant, la littérature contient peu de méthodes établies pour isoler et cultiver des CMR primaires, en particulier à partir de rats néonatals Sprague-Dawley (SD).

Ce protocole utilise des rats SD nouveau-nés âgés de 3 à 5 jours, sans préférence de sexe. Dans des conditions stériles, les globes oculaires sont énucléés et le tissu rétinien est digéré à l’aide de la trypsine. Les PMR primaires sont ensuite isolés par centrifugation et purification pour une culture et un passage ultérieurs. L’analyse morphologique par microscopie optique inversée combinée à la coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E) a révélé que les cellules isolées présentaient des caractéristiques RMC caractéristiques. La coloration par immunofluorescence a confirmé l’expression de marqueurs protéiques spécifiques de la RMC, notamment la glutamine synthétase (GS), la protéine de liaison au rétinaldéhyde cellulaire (CRALBP), la vimentine, l’aquaporine-4 (AQP4) et le canal potassique 4.1 du redresseur vers l’intérieur (Kir4.1). L’analyse cytométrique en flux après marquage avec des anticorps GS et CRALBP a démontré une pureté cellulaire de ≥90 %, ce qui répond aux critères établis pour les expériences biologiques basées sur RMC et garantit l’adéquation pour les études fonctionnelles ultérieures. Au cours du processus expérimental, les cellules du quatrième passage ont montré une adhérence réduite à la fiole de culture, des changements morphologiques et des signes de sénescence, conduisant finalement à la mort cellulaire. Par conséquent, seules les cellules des trois premiers passages ont été utilisées dans les expériences ultérieures.

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Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été menées conformément à la déclaration de l’ARVO pour l’utilisation d’animaux dans la recherche ophtalmique et visuelle et ont été approuvées par le comité d’éthique animale de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu (numéro d’éthique : 2024069). Cinquante rats Sprague-Dawley exempts d’agents pathogènes spécifiques (FPS) (âgés de 3 à 5 jours, sexe non précisé, poids corporel de 7 à 10 g) ont été utilisés dans l’étude. Les animaux ont été obtenus commercialement et hébergés au Centre des animaux expérimentaux de l’Université de médecine traditionnelle chinoise de Chengdu (n° de licence d’utilisation de l’installation : SYXK [Sichuan] 2024-049) dans des conditions de laboratoire standard. Des détails sur les réactifs et l’équipement utilisés dans cette étude sont fournis dans la table des matériaux.

1. Isolement et culture des PMR primaires

  1. Préparation des objets expérimentaux
    1. Stérilisez les articles suivants sous une lumière ultraviolette pendant au moins 30 minutes sur la paillasse propre avant de les utiliser : flacons de culture T25, tubes et supports à centrifuger, pipettes et supports, récipients pour déchets liquides, briquets, lampes à alcool spiritueux et marqueurs.
    2. Stérilisez les articles suivants à l’autoclave avant utilisation : pointes de pipette de 1 ml, plaque de pliage, boîtes de Pétri en verre avec couvercles, pince à épiler incurvée, maille de nylon de 45 μm (300 mailles), pince à épiler dentée, pince à épiler édentée et microciseaux cornéens.
  2. Préparation de l’environnement : Désinfecter l’environnement et la table d’opération pour la dissection du globe oculaire avec la lumière ultraviolette pendant plus de 30 min. Vaporisez de l’alcool sur les mains de l’expérimentateur à chaque fois avant d’entrer et après avoir quitté le banc propre. Réglez l’incubateur à 37 °C et 5 % de CO2. Vaporisez les mains de l’expérimentateur avec de l’alcool avant et après l’ouverture de l’incubateur.
  3. Préparation de la solution : Préparez la solution de D-Hank, une solution saline tamponnée au phosphate (PBS), un milieu Eagle modifié de Dulbecco (DMEM à haute teneur en glucose), du sérum fœtal bovin (FBS, inactivé par la chaleur), une solution de pénicilline/streptomycine (100x) et une solution de trypsine-EDTA à 0,25 %.
    REMARQUE : Réchauffez DMEM et FBS dans un bain-marie à 37 °C avant utilisation.
    1. Préparez les solutions de D-Hank’s et de PBS contenant 1 % de pénicilline/streptomycine en ajoutant 100 μL de solution de pénicilline/streptomycine à 10 mL de solution de D-Hank’s ou de PBS, respectivement.
    2. Préparez le milieu de culture complet en ajoutant 100 μL de solution de pénicilline/streptomycine et 2 mL de FBS à 10 mL de DMEM à haute teneur en glucose.
      REMARQUE : Préparez les solutions sur une paillasse propre de laboratoire et utilisez-les immédiatement si possible. Conserver le milieu de culture complet à 4 °C et le réchauffer à 37 °C avant chaque utilisation. Jeter si conservé pendant plus d’une semaine.
  4. Épilation des yeux
    1. Euthanasier des rats SD néonatals par luxation cervicale (sans asphyxie au CO2) sur un établi stérilisé en suivant les protocoles approuvés par l’établissement. Immergez les corps dans de l’alcool à 75 % pendant 5 min pour la désinfection, puis transférez-les dans un plat incurvé stérile.
    2. Versez la solution de D-Hank dans deux plats de culture en verre de 10 cm.
    3. À l’aide d’une pince à épiler dentée, déchirez la paupière le long de la fissure palpébrale afin d’exposer le globe oculaire.
    4. Utilisez une pince à épiler édentée maintenue ouverte et parallèle à la fissure palpébrale pour appuyer sur l’orbitale. Une fois que le nerf optique est atteint et que le globe oculaire est exposé, fermez la pince à épiler pour soulever et extraire le globe oculaire.
    5. Placez le globe oculaire dans un plat de culture en verre avec la solution de D-Hank, rincez-le et transférez-le dans un autre plat avec de la solution fraîche de D-Hank.
      REMARQUE : Assurez-vous que le globe oculaire reste intact. Idéalement, une partie du nerf optique devrait rester attachée pour faciliter la séparation du tissu rétinien.
  5. Dissection rétinienne
    1. Préparez une boîte de culture vide stérilisée et fermée et ajustez le microscope.
    2. Placez la boîte de culture en verre de l’étape 1.4.5 sous le microscope. Utilisez une micro-pince ophtalmique incurvée pour fixer doucement la région entre la cornée et le nerf optique afin d’exposer la cornée.
    3. Percez la jonction cornéo-sclérale à l’aide de micro-ciseaux cornéens. Coupez le long du limbe de manière circulaire, puis faites des incisions sclérales symétriques d’environ 2 mm de longueur. Relâchez la pince et resserrez la pince à la jonction du nerf optique et de la sclérotique.
    4. À l’aide d’une deuxième pince, appuyez doucement près de la racine du nerf optique, en dirigeant la pression vers l’interface du nerf cornéen-optique. Lorsque le tissu du cristallin apparaît, retirez-le soigneusement et continuez à appuyer jusqu’à ce que le tissu rétinien émerge.
      REMARQUE : Retirez la lentille avec précaution pour éviter d’extraire par inadvertance du tissu rétinien.
    5. Transférez le tissu rétinien séparé dans une autre boîte de culture stérile à l’aide d’une pince. Couvrez le plat, vaporisez-le d’alcool et placez-le sur le banc propre.
  6. Extraction des PMR primaires
    1. Allumez l’interrupteur de ventilation du banc propre.
    2. Ouvrez le couvercle du plat de culture. À l’aide d’une pipette munie d’un embout de 1 ml, pipeter le tissu rétinien de haut en bas environ 15 fois pour le briser en petits morceaux. Ajouter 1 mL de trypsine à 0,25 % et incuber à 37 °C pendant 5 min.
    3. Retirez la boîte de culture de l’incubateur et placez-la sur la paillasse propre. Ajouter 2 ml de milieu complet et pipeter doucement pour arrêter la digestion.
      REMARQUE : Utilisez deux fois le volume de trypsine pour terminer la digestion. Par exemple, si 1 mL de trypsine a été utilisé, terminez avec 2 mL de milieu complet.
    4. Filtrez la suspension cellulaire à travers un tamis en nylon de 300 mailles dans un tube à centrifuger de 15 ml. Lavez le plat avec du PBS préparé et récupérez la suspension restante.
    5. Centrifugez le tube à 878 x g pendant 5 min à température ambiante (RT). Aspirez et jetez le surnageant. Remettre la pastille en suspension dans 2 mL de milieu complet et centrifuger à nouveau à 878 x g pendant 5 min pour purifier les cellules.
    6. Après la centrifugation, jeter le surnageant. Remettre les cellules en suspension dans 2 mL de milieu complet. Ajouter au préalable 3 mL de milieu complet dans chaque fiole T25, puis ajouter 1 mL de suspension cellulaire. Agitez le ballon en croix et placez-le dans l’incubateur.
    7. Effectuez le premier changement de milieu après 48 h d’incubation. Sortez la fiole de l’incubateur et placez-la sur la paillasse propre. Jetez le milieu épuisé et lavez la surface adhérente des cellules trois fois avec 1 mL de PBS.
      1. Ajouter 5 mL de milieu complet frais. Continuez à changer de milieu tous les deux jours jusqu’à ce que la confluence cellulaire dépasse 90 %, puis procédez à la sous-culture.

2. Transfert des PMR

REMARQUE : Passez les cellules lorsque la confluence dépasse 90 %. Dans ce protocole, les cultures primaires nécessitent généralement un passage 5 à 6 jours après l’isolement. Le moment du premier passage peut varier en fonction de la densité du placage. Ajustez la densité cellulaire à 4 x 103 cellules/mL et ensemencez les cellules dans des flacons de culture T25. Lorsque la confluence atteint >90 % après 3-4 jours, procédez au passage.

  1. Retirer le ballon de culture T25 de l’incubateur. Jeter le milieu de culture et laver les cellules trois fois avec 1 mL de solution de PBS contenant 1 % de pénicilline/streptomycine.
  2. Ajouter 1 mL de solution de trypsine-EDTA à 0,25 % dans le ballon et incuber pendant 1 min et 30 s.
  3. Observez la fiole au microscope inversé. Lorsque les cellules apparaissent rondes, détachées et commencent à flotter, retirez le flacon de l’incubateur. Transférez-le sur la paillasse propre et ajoutez 2 ml de milieu de culture complet pour terminer la digestion.
  4. À l’aide d’une pipette, aspirez la suspension cellulaire. Pipeter doucement contre la paroi du ballon pour déloger les cellules adhérentes restantes.
  5. Transférez toute la suspension cellulaire dans un tube à centrifuger de 15 ml. Rincez la paroi du ballon avec 2 ml de PBS contenant 1 % de pénicilline/streptomycine et ajoutez-le dans le même tube. Centrifuger le tube à 878 x g pendant 5 min à RT.
  6. Jetez le surnageant. Remettez en suspension la pastille cellulaire dans un volume approprié de milieu complet. Passez les cellules dans un rapport de 1:2 ou 1:3 selon les besoins.
    REMARQUE : Utilisez des piles au passage 2 (P2) pour les expériences en aval (Figure 1).

3. Coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&E)

  1. Passage des semences : 2 cellules (P2) dans une plaque à 6 puits contenant des lamelles stériles pré-placées à une densité de 2 x 105 cellules par puits. Ajouter 2 mL de milieu de culture complet dans chaque puits. Lorsque les cellules atteignent environ 80 % de confluence, jeter le milieu de culture et rincer doucement chaque puits deux fois avec 1 mL de PBS.
  2. Ajouter 1 mL de fixateur de paraformaldéhyde à 4 % dans chaque puits et incuber pendant 30 minutes pour fixer les cellules. Jetez le fixateur et lavez les cellules deux fois avec 1 ml de PBS.
  3. Ajouter 1 mL de colorant à l’hématoxyline dans chaque puits et incuber pendant 15 min. Jetez la solution de coloration et rincez les puits 2 à 3 fois avec 1 ml de PBS.
  4. Observez les cellules au microscope. Si la coloration à l’hématoxyline semble trop foncée, utilisez de l’alcool à l’acide chlorhydrique à 1 % pour différencier et éliminer l’excès de coloration cytoplasmique. Laver 2 à 3 fois avec 1 mL de PBS.
  5. Ajouter 1 mL de solution de coloration à l’éosine dans chaque puits. Observez la coloration au microscope pendant environ 30 secondes ou jusqu’à ce que l’intensité de couleur souhaitée soit atteinte. Rincez les puits 2 à 3 fois avec 1 ml de PBS. Montez les lamelles sur les lames à l’aide de résine neutre.

4. Coloration par immunofluorescence

  1. Ensemencez les cellules P2 dans une plaque à 6 puits contenant des lamelles stériles pré-placées à une densité de 2 x 105 cellules par puits. Ajouter 2 mL de milieu de culture complet dans chaque puits.
    1. Lorsque les cellules atteignent environ 80 % de confluence, jetez le milieu de culture. Retirez la lamelle et placez-la dans un bocal de coloration. Lavez la lamelle trois fois avec 1 mL de PBS, 5 min à chaque fois.
  2. Ajouter environ 50 μL de solution de perméabilisation (Triton X-100 : PBS = 1:200) pour couvrir les cellules. Incuber à température ambiante pendant 5 min, puis laver trois fois avec 1 mL de PBS, 5 min à chaque fois. Ajouter environ 50 μL de solution bloquante de BSA à 3 % et incuber à température ambiante pendant 20 min.
  3. Jetez délicatement la solution de blocage. Ajouter environ 200 μL de solution d’anticorps primaires préparée dans du PBS pour couvrir la lame : AQP4 (1:100), Kir4.1 (1:200), GS (1:200), CRALBP (1:50) ou Vimentin (1:200). Placez la lamelle dans une chambre humidifiée et incubez toute la nuit à 4 °C.
  4. Lavez la lamelle trois fois avec 1 mL de PBS, 5 min à chaque fois.
  5. Ajouter environ 200 μL d’anticorps IgG IgG de chèvre17 anti-lapin marqués au FITC. Incuber à température ambiante dans l’obscurité pendant 50 min. Lavez la lamelle trois fois avec 1 mL de PBS, 5 min à chaque fois.
  6. Teindre les noyaux avec du DAPI pendant 10 min. Laver trois fois avec 1 mL de PBS, 5 min à chaque fois.
  7. Ajoutez une goutte de support de montage anti-décoloration à la glissière. Montez la lamelle côté cellule vers le bas. Scellez et observez au microscope à fluorescence.

5. Cytométrie en flux

  1. Ajustez la concentration cellulaire à 1,0 x 107 cellules/ml à l’aide d’un tampon de coloration par cytométrie en flux.
  2. Aliquote 100 μL de la suspension unicellulaire dans deux tubes d’échantillon séparés par condition. Désignez un tube comme témoin négatif (non coloré).
  3. Ajouter 100 μL de milieu de perméabilisation A (à partir du kit obtenu dans le commerce, voir le tableau des matériaux) dans chaque tube. Mélangez délicatement et incubez pendant 15 min à température ambiante dans l’obscurité.
  4. Ajouter 3 ml de tampon de coloration par cytométrie en flux prérefroidi dans chaque tube. Centrifuger à 300 x g pendant 5 min à RT et jeter le surnageant.
  5. Ajouter 100 μL de milieu de perméabilisation B (à partir du kit obtenu dans le commerce) dans chaque tube et vortex pour mélanger. Ajouter 0,1 μL d’anticorps CRALBP dans les tubes d’échantillon désignés et 0,8 μL d’anticorps GS dans les tubes correspondants. N’ajoutez aucun anticorps dans le tube de contrôle négatif. Incuber à 4 °C dans l’obscurité pendant 30 à 60 min.
  6. Ajouter 3 ml de tampon de coloration par cytométrie en flux dans chaque tube. Centrifuger à 300 x g pendant 5 min à RT et jeter le surnageant.
  7. Remettre chaque tube en suspension dans 100 μL de tampon de coloration par cytométrie en flux. Ajouter 1 μL d’IgG (H&L) de chèvre (H&L) conjuguée au FITC dans chaque tube coloré au CRALBP, et 1 μL d’IgG (H&L) de chèvre (H&L) conjuguée au PE dans chaque tube coloré au GS. N’ajoutez aucun anticorps dans le tube de contrôle négatif. Incuber à 4 °C dans l’obscurité pendant 30 à 60 min.
  8. Ajouter 3 ml de tampon de coloration par cytométrie en flux dans chaque tube. Centrifuger à 300 x g pendant 5 min et jeter le surnageant.
  9. Remettre chaque tube en suspension dans 300 μL de tampon de coloration par cytométrie en flux. Procéder immédiatement à l’analyse par cytométrie en flux ; ou mettre en suspension dans 500 μL de paraformaldéhyde à 1 % à 4 %, stocker à une température de 2 à 8 °C dans l’obscurité et analyser dans les 24 h.
  10. Analysez les échantillons négatifs et positifs à l’aide du logiciel de cytométrie en flux.

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Résultats

Une fois que les cellules primaires sont ensemencées dans le ballon de culture, les modifications subséquentes du milieu et le passage aident à éliminer les CMR peu adhérents et à éliminer les débris cellulaires générés pendant le passage, enrichissant ainsi la population de CMR dans la culture. Les PMR ont été identifiés en fonction de leur morphologie à l’aide d’un microscope optique inversé (figure 1) et d’une coloration à l’hématoxyline et à l’éosine (H&a...

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Discussion

Cet article fournit un protocole détaillé pour isoler les CMR primaires des rats SD néonatals. Le protocole couvre toutes les étapes, y compris les préparations pré-expérimentales, l’énucléation du globe oculaire, l’isolement du tissu rétinien et les procédures étape par étape pour l’extraction, la culture, le passage et l’identification du RMC. Il met également l’accent sur les considérations clés qui doivent être observées tout au long du processus de culture cellulaire, en offrant des...

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs n’ont pas de conflit d’intérêts lié au contenu de cet article.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le Sichuan Provincial Nature Foundation Fund (2023NSFSC0690).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,1 % Triton X-100SolarbioT8200
0,25 % Trypsine-EDTAHyclone  ;SH30042.01B
Alcool à 1 % d’acide chlorhydriqueBIOSYSTEMS3803651E
4 % ParaformaldéhydeSolarbioP1110
45&mu ; m maille de nylon (300 mesh)SolarbioYA0926
Plaque 6 puitsServicebioIMC202302001
6 cm Boîte de Petri en verreNormax5058541
75 % d’alcoolKESHIGEA004
Aquaporine-4 (AQP4)Proteintech Group, Inc16473-1-AP
BSAServicebioGC305010
Incubateur de culture cellulaireProtéine de
(CRALBP)HUABOIHA721330
CentrifugeuseHunan XiangyiTDZ5-WS
Banc propreZHICHENGZHJH-C12
Ciseaux cornéensJinzhongBXGJ
DAPISolarbioG1012
D-Hank solutionSolarbioH1045
DMEM  ; moyen élevé en glucoseGibcoC11995500BT
Sérum de veau fœtal (FBS)Sbjbio life SciencesBC-SE-FBS01
FIX& PERM Medium AMultiSciencesGAS006/2
FIX& PERM Medium BMultiSciencesGAS006/2
tampon de coloration par cytométrie en fluxMultiSciencesS1001
Fluoromount-G Média de montage fluorescentSourthernBiotech0100-01
Glutamine Synthetase PolyclonalAnticorps Proteintech Group, IncPTG-11037-2-AP-50ul
Goat 324 Anti-Rabbit IgG H& L PEBiossbs-0295G-PE
Chèvre Anti- 323 Lapin IgG H& L FITCBiossbs-0295G-FITC
Kit de coloration à l’hématoxyline-éosine (HE)SolarbioG1120
machine de désinfection à haute pressionzealway(xiamen) instrument IncGI80DS
Microscope à fluorescence inverséeNikon  ;
Microscope à contraste de phase inverséLeica  ;DMIL
redresseur vers l’intérieur canal potassique 4.1 (Kir4.1)Proteintech Group, Inc12503-1-AP
Résine neutreSolarbioG8590-100
Pénicilline-Streptomycine Solution (100× ;)HycloneSV30010
Phosphate Tampon salin (PBS) (pH7.2- 7.4)SolarbioP1020-500ml
Anticorps secondaire (chèvre anti-lapin marqué FITC)ServicebioGB22303
rats Sprague-Dawley  ;Chengdu Dashuo Experimental Animal Co., Ltd.N° de licence de production : SCXK [Sichuan] 2020-0030
T25 Flacon de cultureCornning  ;
Tubes Tornado : 15 mlWHB  ;WHB-15-1
Tubes Tornado : 50 mlWHB  ;WHB-50-1
stérilisateur désinfection ultra violetGEMEISIxd06
VimentinAbcamab92547
liaison au rétinaldéhyde cellulaire FORMA311 SMZ1500430639

Références

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