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Article de méthode

Évaluation de la fraction perdue : diversité, abondance et masse des microplastiques (1-300 μm) dans les systèmes aquatiques

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DOI :

10.3791/68148

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22 août 2025

 ,  , 
1School of Marine and Atmospheric Science, Stony Brook University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une méthodologie à appliquer aux échantillons aquatiques prélevés sur des filtres pour détecter, identifier et quantifier les MP de taille micrométrique (1-300 μm). La microspectroscopie Raman permet d’identifier la structure chimique polymérique des particules MP et de quantifier leur abondance en termes de nombre de particules et de leur masse dans les échantillons d’eau.

Résumé

Le protocole présenté ici permet la quantification de microplastiques (MP) aussi petits que ~1 μm de diamètre, l’identification précise des types de polymères et l’estimation du volume des particules, ce qui permet de calculer la masse des MP. Des résultats représentatifs d’échantillons prélevés dans la Great South Bay (GSB), dans l’État de New York, ont montré que les particules dont le diamètre sphérique (ESD) se situait entre 1 et 6 μm étaient les plus abondantes, avec environ 75 % des particules mesurant moins de 5 μm. Notamment, l’étape de pré-tamisage n’a pas permis de produire de particules de plus de 60 μm, ce qui suggère que les grandes MP étaient rares sur les sites côtiers échantillonnés. Avant la filtration, une étape d’oxydation chimique a été utilisée pour éliminer les débris organiques, ce qui a facilité la filtration de plus grands volumes d’eau (>1 L) à partir d’échantillons distincts prélevés en bouteille et a réduit l’obstruction du filtre. Bien que cette approche ait considérablement amélioré l’efficacité de la filtration, certains aspects de la méthodologie doivent encore être affinés pour réduire le temps total nécessaire à la préparation des échantillons et à l’analyse des données. La microspectroscopie Raman et le traitement des données associées restent chronophages, en particulier pour l’analyse précise de particules inférieures à 10 μm dans des matrices environnementales complexes. Les efforts en cours visent à minimiser les incertitudes analytiques, à optimiser le compromis entre la précision du comptage des particules et le temps de traitement, et à réduire les artefacts dans le flux de travail de détection.

Introduction

Les microplastiques (MP) sont un groupe très hétérogène de particules dont la taille, la forme, la couleur, la densité, la composition chimique et d’autres propriétés physiques varient considérablement, ce qui rend leur identification et leur quantification particulièrement difficiles1. Diverses méthodes d’analyse ont été employées dans les levés MP, allant des techniques visuelles telles que la microscopieoptique 2 aux approches chimiques plus avancées telles que la pyrolyse-chromatographie en phase gazeuse3. La microscopie optique est une méthode couramment utilisée pour caractériser les MP plus grands (généralement de 0,5 à 5 mm) en raison de sa simplicité, de sa rapidité et de sa rentabilité1. Il permet l’identification visuelle et la quantification de particules de type plastique tout en fournissant des informations sur la morphologie et la structure de surface2. Cependant, cette technique ne fournit pas d’informations chimiques sur la composition chimique et repose sur l’expertise de l’analyste. L’erreur d’identification est une limite bien documentée de l’analyse visuelle, avec des taux d’erreur rapportés allant de 20 % à 70 %, en particulier pour les petites particules transparentes. De telles erreurs peuvent surestimer considérablement les concentrations de MP dans les échantillons environnementaux4.

D’autre part, la pyrolyse-chromatographie en phase gazeuse (GC) combinée à la spectrométrie de masse (MS) peut fournir des informations détaillées sur la composition chimique des MP en analysant les produits de dégradation thermique3. Lorsqu’il est associé à une étape de désorption thermique, il peut également détecter les additifs plastiques au cours de la même analyse5. Cependant, cette méthode nécessite une présélection manuelle des particules de type plastique et leur placement soigneux dans le système de pyrolyse, ce qui entraîne un faible débit d’échantillons1.

Pour pallier les limites des méthodes traditionnelles, les techniques automatisées qui permettent à la fois l’identification et la quantification des MP deviennent de plus en plus indispensables. La spectroscopie Raman et la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier (FTIR) permettent une identification précise des polymères grâce à leurs empreintes spectrales uniques 6,7,8. Ces méthodes de spectroscopie vibrationnelle détectent les vibrations moléculaires induites par la lumière, laser pour Raman et infrarouge pour FTIR, produisant des spectres qui reflètent des structures moléculaires spécifiques7. Les deux techniques ont considérablement fait progresser la détection et la caractérisation des petites particules de MP (<300 μm) dans diverses matrices environnementales8. Ils réduisent les faux positifs en confirmant chimiquement les particules de plastique, minimisent les faux négatifs et sont non destructifs. Couplées à la microscopie (microspectroscopie), ces techniques permettent l’identification et la quantification de particules polymères inférieures à 0,3 mm (avec une détection FTIR jusqu’à ~10 μm et μRaman à ~0,3 μm)8. Cependant, chaque méthode a des limites : Raman offre une résolution spatiale plus élevée et une détection améliorée pour certains polymères (par exemple, le polystyrène), mais est plus sensible aux interférences de fluorescence et nécessite généralement des temps d’acquisition plus longs. Néanmoins, la microspectroscopie Raman peut détecter des particules inférieures à 0,3 μm, couvrant une gamme de tailles de microplastiques plus large que l’imagerie FTIR 8,9.

L’outil principal pour le travail décrit ici est un microspectrophotomètre Raman confocal disponible au sein du laboratoire d’imagerie moléculaire NAno-Raman (NARMIL) de SoMAS. Le protocole a été optimisé pour détecter, identifier et quantifier les MP de taille microscopique (<300 μm) sur les filtres à partir d’échantillons d’eau qui sont généralement exclus lorsque des filets de plancton ou de manta sont utilisés pour échantillonner des plastiques marins. De plus, un processus de chimi-oxydation est nécessaire pour réduire la présence de résidus non plastiques (débris organiques). Cela minimise les interférences analytiques avant l’analyse microspectroscopique Raman et, surtout, empêche l’obstruction des pores du filtre, ce qui permet la filtration de plus grands volumes d’eau. Grâce à cette technologie, il est possible de détecter des particules de MP dans la fraction submicronique à millimétrique collectée sur des filtres à partir d’échantillons d’eau, et elle permet de calculer des concentrations de MP, des tailles de particules et des masses spécifiques.

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Protocole

Ce protocole a été modifié par rapport à la version9 d’origine. Le protocole est un guide pour l’analyse d’échantillons aquatiques (eau potable, rivière, lacus, côtier ou haute mer) afin d’extraire, de détecter et de quantifier les MP (<300 μm) sur les filtres. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Contrôle de la qualité

  1. Assurez-vous de filtrer tous les réactifs à travers un filtre à membrane de 0,22 μm avant utilisation.
  2. Assurez-vous que le personnel porte des blouses de laboratoire en coton (sans matériaux synthétiques) et qu’il se lave les mains avant et entre la manipulation des échantillons.
  3. Rincez l’équipement de filtration avec de l’eau distillée filtrée de 0,22 μm avant et entre les filtrations. Couvrir d’une feuille d’aluminium propre lorsqu’il n’est pas utilisé.
  4. Blancs de terrain : Remplissez les flacons d’échantillons rincés avec de l’eau distillée filtrée à 0,22 μm et traitez comme des échantillons environnementaux.
  5. Blancs de laboratoire : Traitez 1 L d’eau distillée filtrée de 0,22 μm à travers des filtres Al2O3 à côté de chaque lot d’échantillons.

2. Collecte et préparation d’échantillons d’eau naturelle pour la quantification des MP

  1. Pré-rincez tous les flacons d’échantillon (y compris les contenants Niskin et en verre) avec de l’eau distillée filtrée à 0,22 μm pour minimiser la contamination.
  2. Des échantillons discrets de la colonne d’eau (>1 L) des systèmes aquatiques peuvent être prélevés à l’aide de méthodes d’échantillonnage standard, p. ex. des bouteilles en verre (eau de surface) ou des bouteilles Niskin en polychlorure de vinyle (PVC) montées sur rosette (colonne d’eau), et transférés directement dans des bouteilles en verre.
  3. Préfiltrer l’eau collectée à l’aide de tamis métalliques de 200 μm et 60 μm pour éliminer les débris organiques et séparer les MP en fractions granulométriques.
    REMARQUE : Les particules retenues peuvent être identifiées directement au microscope.
  4. Stockez l’eau qui passe à travers le tamis métallique de 60 μm dans des bouteilles en verre. Ensuite, filtrez cette fraction sur des filtres à membrane en oxyde d’aluminium (Al2O3) (25 mm de diamètre, taille des pores de 0,2 μm).

3. Chimi-oxydation d’échantillons d’eau

REMARQUE : Pour minimiser l’interférence analytique due à l’abondance de particules biogènes, les échantillons sont nettoyés par chimi-oxydation avant l’analyse microspectroscopique Raman.

  1. Mélanger 100 ml de peroxyde d’hydrogène à 30 % (v/v) avec 1 L d’échantillon dans un récipient en verre et bien mélanger.
    ATTENTION : Manipulez H2O2 avec précaution - oxydant fort, peut provoquer une irritation de la peau et des yeux. Portez des gants et des lunettes de protection, et suivez les procédures de sécurité du laboratoire.
  2. Couvrez le récipient avec un couvercle ou du papier d’aluminium et placez-le dans un four à 60 °C pendant ~10 h.
  3. Laissez refroidir l’échantillon pendant 10 min, puis passez à la filtration encore tiède.

4. Filtration des échantillons d’eau

REMARQUE : En raison de la fragilité inhérente du filtre, il faut veiller à ne pas plier les filtres à membrane Al2O3 lors du montage et du retrait en manipulant exclusivement le filtre par l’anneau annulaire en polypropylène collé à la membrane.

  1. Dans une hotte à flux laminaire, filtrez les échantillons et les ébauches de 1 L à l’aide d’un système de filtration tout verre avec une base en verre fritté et une pince métallique.
  2. Après la filtration, rincez les filtres avec de l’eau distillée filtrée de 0,22 μm.
  3. Montez le filtre sur une lame de microscope sans lamelle pour l’analyse Raman.

5. Analyse microspectroscopique Raman de particules MP filtrées

REMARQUE : Un microspectrophotomètre Raman confocal et son logiciel sont utilisés comme méthode analytique pour identifier et quantifier les particules MP. L’instrument est configuré avec un microscope à épifluorescence vertical modifié, une platine x-y-z motorisée contrôlée par ordinateur avec une taille de pas de 0,1 μm dans toutes les dimensions, quatre lignes laser (laser ionique Ar+ 457/514 nm, laser He/Ne 633 nm, laser à diode 785 nm) et un détecteur CCD refroidi par Peltier 1 040 × 256.

  1. À l’aide de la fonction d’acquisition d’images du logiciel Raman, configurez l’instrument pour l’analyse MPS d’échantillons aquatiques.
    1. Laser : 633 nm He/Ne à une puissance laser de ~9,3 mW (via un objectif de 50×).
    2. Caillebotis : 1200 lignes/mm.
    3. Gamme spectrale : 200-2500 cm-1.
    4. Temps d’exposition : 0,7 s/spectre.
  2. Mettez en place une grille au sein d’une région d’intérêt (ROI) en prenant des spectres tous les 1 μm dans les dimensions x et y.
  3. Définissez chaque retour sur investissement sous la forme d’une grille de 100 μm x 100 μm dans l’image de la caméra (10 000 μm2).
    REMARQUE : La zone d’intérêt peut être modifiée ; Par exemple, des zones plus petites réduiront le temps total d’analyse.
  4. Analysez ~40 retours sur investissement par filtre, sélectionnés au hasard à l’aide d’un modèle de motifs croisés pour représenter la distribution spatiale des MP sur toute la zone de filtre exposée.
  5. Après la collecte automatisée des données, utilisez la fonction d’acquisition d’images du logiciel pour produire des cartes chimiques 2D détaillées de chaque retour sur investissement.
  6. À partir de chaque carte chimique, identifiez et quantifiez les particules MP à l’aide de l’analyse des composants (méthode de corrélation des moindres carrés non négatifs) selon les capacités du logiciel.
  7. Comparez les spectres avec les bibliothèques de référence. Accepter les correspondances avec un score de >60 (score interne de la bibliothèque de 0 à 100) comme MP10 confirmé.

6. Dénombrement quantitatif des particules MP à l’aide d’un filtre

  1. Après avoir totalisé le nombre de particules de ~40 ROI, calculez le nombre de particules MP par litre d’échantillon (N), selon l’équation 111.
    figure-protocol-1(1)
    où Af est la surface totale exposée du filtre (mm2), n est le nombre total de particules MP comptées additionnées pour l’ensemble des ROI examinés, b le nombre de ROI examinés, M la taille de la surface d’un ROI (mm2) et V le volume (l) de l’eau filtrée de l’échantillon.
  2. Établissez l’incertitude analytique du nombre total de particules (N) dans chaque échantillon en calculant l’erreur-type à partir de tous les ROI comptés par échantillon.
  3. Déclarer le nombre total de particules par L sous forme de N ± 1S.E.

7. Calculs de taille, de volume et de masse des particules

REMARQUE : Déterminez les dimensions, la surface et le diamètre sphérique équivalent (ESD) de chaque particule à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images.

  1. Déterminez la zone en comptant le nombre total de pixels positifs pour le plastique attribués à chaque image de particule.
  2. Utilisez cette surface de particules (Ap) pour calculer l’ESD en appliquant l’équation 211 :
    figure-protocol-2(2)
  3. Calculez une estimation idéalisée du volume de l’ellipsoïde pour chaque particule à l’aide de l’équation 312.
    figure-protocol-3(3)
  4. Calculer les masses (M) de chaque polymère plastique dans le pool de MP à l’aide d’estimations de volume et des densités spécifiques publiées (ρ ; g cm3) de chaque polymère plastique (c.-à-d. M = ρV). La masse est généralement exprimée en μg/L
    REMARQUE : Pour estimer l’incertitude propagée dans le calcul de la masse (erreur relative de masse, RE = ET/moyenne) pour chaque particule, l’incertitude analytique de l’algorithme de volume et de la densité moyenne est prise en compte en appliquant l’équationsuivante 13 :
    figure-protocol-4(4)
    où R.E. vol est l’erreur relative (S.E. de la pente/pente) de la pente de régression linéaire (volume 3D et « volume 2D »)9. R.E. den est les variations relatives (S.E. / moyenne) dans la plage des valeurs de densité rapportées pour chaque polymère contenu dans une particule spécifique.

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Résultats

Ici, les résultats obtenus à l’aide de la version la plus récente de la méthodologie sont présentés. La méthode a été modifiée par rapport à son application initiale 9,14. Les échantillons utilisés dans cet article font partie d’un projet visant à évaluer la pollution par les MP dans trois principaux plans d’eau côtiers de Long Island, dans l’État de New York : Great South Bay, l’estuaire de Peconic et la baie de Shinnecock. Les résultats présentés ici servent de...

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Discussion

Cette méthodologie permet de quantifier des particules de microplastiques (MP) aussi petites que 1 μm à partir d’échantillons d’eau collectés sur des filtres, ce qui permet des mesures détaillées de l’abondance des particules, de la composition chimique, de la taille et de la masse. Cependant, il est essentiel de reconnaître et de traiter les sources d’incertitude inhérentes à cette approche, en particulier lors de l’analyse de particules inférieures à 10 μm dans des matrices environneme...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont pas d’intérêts financiers concurrents connus ou de relations personnelles qui auraient pu sembler influencer les travaux rapportés dans cet article.

Remerciements

Les auteurs sont reconnaissants à Larissa Chraim, Anthony Hill, Alanna Chen, Maya Butkevich et Leslie Mejia pour leur aide en laboratoire et dans l’analyse des données. Toutes les données spectrales Raman ont été produites dans le laboratoire d’imagerie moléculaire NAno Raman (NARMIL) de l’École des sciences marines et atmosphériques de la SBU, une ressource communautaire dédiée aux applications des sciences de l’environnement et fondée avec la subvention NSF-MRI OCE-1336724. La recherche a été partiellement financée par une subvention de démarrage de l’Université Stony Brook (SBU) et la bourse de fin de thèse présidentielle CF21 de la SBU.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Feuille d’aluminium  ;toute marque commerciale
Tamis analytiques en acier inoxydableRetsch GmbH, AllemagneNORME DIN 4188
Filtres AnodiscWhatman
Porte-filtreFisherBrand-Millipore SigmaXX1012542
Bouteilles en verreFisherBrand-Millipore Sigma02-912-313Tout récipient en verre fonctionne pour le processus d’échantillonnage
Entonnoir pour verrerieFisherBrand-Millipore SigmaXX1012514
Peroxyde d’hémogène 30 %Sciences innovantes7722-84-1
microspectrophotomètre Raman confocal inVia  ;Renishaw
Hotte à flux laminaireLabconco ou tout autre capot laminaire à usage professionnel
Pince métalliqueFisherBrand-Millipore SigmaXX1012503
Pinces en métalFisherBrand-Millipore Sigma13-820-061
Lames de microscopeThermo Fisherhttps://www.thermofisher.com/
Gants en nitrileKimtech55080-54
Nitrocelulose membrane fliters 0.22Technologie de filtrage GVS  ;1214898
Four à chaleur radialeInstruments de ligne de laboratoire  ;3609
Pompe à videWelch25468-01 A
WiRE 5.2Renishaw

Références

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