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Article de méthode

Utilisation de biocapteurs à cellules entières pour mesurer le mercure ionique dans des échantillons d’eau

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DOI :

10.3791/68257

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3 juillet 2025

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1Laboratorio de Moléculas Individuales, Laboratorios de Investigación y Desarrollo, Facultad de Ciencias e Ingeniería, Universidad Peruana Cayetano Heredia, 2Kenniscentrum AI, Erasmushogeschool Brussel, 3Open BioLab Brussels, Erasmushogeschool Brussel

Dans cet article

Résumé

Cet article présente des protocoles d’utilisation de deux biocapteurs à cellules entières (Mer-Blue et Mer-RFP) pour détecter le mercure ionique. En fournissant des procédures détaillées pour leur fonctionnement et l’analyse de la production, l’étude vise à faciliter l’adoption et le développement plus larges de ces technologies pour la surveillance de polluants spécifiques.

Résumé

Les biocapteurs à cellules entières (WCB) sont des plateformes essentielles pour découvrir et caractériser les éléments régulateurs et faire progresser la bio-ingénierie. Ils sont également extrêmement prometteurs pour la surveillance de l’environnement et de l’alimentation. Bien que des efforts importants aient été déployés pour améliorer leur sensibilité et leur portabilité, la normalisation de leur traitement et de l’analyse des données reste relativement peu développée. Cet article présente un guide complet sur l’utilisation de deux CAT récemment développés, Mer-Blue et Mer-RFP, qui se sont avérés capables de détecter le mercure ionique à des niveaux inférieurs aux limites de l’eau potable de l’Organisation mondiale de la santé. Les protocoles détaillés dans le présent document englobent la préparation des cultures microbiennes, l’étalonnage des capteurs, l’acquisition de données et l’analyse. Pour le biocapteur fluorométrique Mer-RFP, un nouveau théorème d’allocation de biosynthèse est utilisé pour identifier l’intervalle de temps permettant des mesures dose-réponse fiables et précises. Pour le biocapteur colorimétrique Mer-Blue, une configuration de caméra à faible coût permet des mesures rigoureuses dans des environnements dépourvus de spectrophotomètres et de fluorimètres coûteux, facilitant ainsi la surveillance décentralisée de la pollution. Les procédures utilisées pour analyser les échantillons d’eau douce sont décrites, et les limites de ces biocapteurs en ce qui concerne les types d’échantillons sont discutées. En partageant ces techniques de manipulation et d’analyse, nous encourageons des groupes de recherche plus larges à adopter et à améliorer ces dispositifs biologiques pour développer des solutions efficaces de surveillance de l’environnement. En fin de compte, cette recherche vise à faciliter l’adoption généralisée des technologies de biocapteurs au sein de la communauté des sciences de l’environnement, contribuant ainsi à une surveillance plus efficace et efficiente de la pollution par les éléments traces dans divers écosystèmes.

Introduction

Alors que les inquiétudes grandissent concernant la pollution de l’environnement et la sécurité de l’approvisionnement en eau et en nourriture, les biocapteurs sont apparus comme une alternative attrayante et abordable aux méthodes traditionnelles de chimie analytique. Les métaux lourds sont des polluants hautement toxiques qui sont devenus de plus en plus répandus en raison des activités humaines 1,2,3,4. Cependant, les méthodes de détection conventionnelles5 sont souvent coûteuses et inaccessibles.

Les WCB sensibles au mercure exploitent la spécificité et la sensibilité remarquables du facteur de transcription MerR 6,7,8. Dans sa fonction native, MerR régule l’expression des protéines effectrices, dont l’activité détoxifiante confère une résistance au mercure9. La capacité de MerR à réguler l’expression des gènes d’une manière dépendante du mercure a été réutilisée pour la régulation des protéines rapporteures dans les systèmes de détection du mercure 10,11,12,13,14,15,16. Malgré des recherches prometteuses, ces CAT n’ont pas encore été adoptés pour la surveillance dans le monde réel. Des facteurs tels que la fragilité biologique, les exigences de manipulation spécialisées et l’absence de protocoles normalisés et de matériaux de référence certifiés ont entravé l’application pratique 17,18,19,20.

Un système WCB pour la détection du mercure ionique a été mis au point à l’aide de MerR couplé à deux protéines rapporteures différentes. Mer-Blue exprime une protéine chromogène et sert de biocapteur colorimétrique, permettant une détection visuelle ou par caméra. Mer-RFP, un biocapteur fluorescent, permet une surveillance continue de l’accumulation de signaux. En contrôlant soigneusement le moment de l’exposition de l’échantillon pendant la phase de croissance, une reproductibilité robuste a été obtenue dans les deux systèmes15.

Cet article présente des protocoles détaillés pour l’exploitation de Mer-Blue et Mer-RFP, ainsi qu’une analyse complète de leurs sorties de signaux. Pour Mer-RFP, l’analyse est basée sur un théorème récemment introduit de l’allocation de biosynthèse des protéines21. Pour Mer-Blue, l’analyse colorimétrique peut être numérisée à l’aide d’un logiciel de traitement d’image tel que ImageJ. Pour garantir des paramètres d’acquisition d’image cohérents, une configuration de caméra de bricolage à faible coût nommée PelletCam est présentée. Dans les deux cas, un logiciel automatisé est fourni pour faciliter l’utilisation. En partageant des méthodologies expérimentales et des techniques d’analyse de données accessibles et normalisées, l’adoption plus large des CAT est encouragée pour le développement de solutions de surveillance fiables et rentables basées sur des biocapteurs.

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Protocole

Les réactifs et l’équipement utilisés dans cette étude sont énumérés dans la table des matériaux.

1. Préparation des solutions de mercure ionique

  1. Pesez une petite masse de poudre de HgBr2 (généralement entre 0,1 et 0,2 g) à l’aide de gants de protection appropriés et d’un masque pour éviter l’inhalation et l’exposition de la peau.
  2. Calculer la quantité d’eau nécessaire pour obtenir une solution de 4 mM en dissolvant la masse mesurée de poudre solide dans ddH2O à l’aide de la formule :
    figure-protocol-1
    REMARQUE : Le volume prévu est proche de 100 mL ; Une formule simplifiée peut être utilisée :
    figure-protocol-2
    1. Alternativement, lorsque vous utilisez HgCl2, appliquez la formule :
      figure-protocol-3
  3. Conservez la solution mère dans un récipient hermétiquement fermé dans un environnement réfrigéré (4 °C) pour éviter l’évaporation.
  4. Préparez des dilutions en série avant chaque dosage de titrage, en commençant par 1 mL de 2 mM Hg2+ et en diluant jusqu’à 40 nM, comme indiqué dans le tableau 1.
    REMARQUE : La concentration de mercure ionique peut changer pendant le stockage, probablement en raison de la réduction et de l’évaporation spontanées du mercure élémentaire (Hg°). Bien que la réfrigération et l’utilisation de récipients hermétiques de haute qualité puissent réduire ces effets, évitez d’utiliser des solutions stockées pendant plus de 6 semaines, en particulier pour des concentrations de 250 nM de Hg2+ ou moins.

2. Préparation du M9 medium

  1. Dissoudre les poudres de réactif dans des flacons séparés à l’aide d’eau ultrapure pour préparer les solutions mères suivantes : M9 5×, 1 M MgSO4, 1 M CaCl2, 20 % (p/v) de glucose et 20 % (p/v) d’acides aminés.
  2. Dans une bouteille en verre de 500 ml ou de 1 l, mélangez 50 ml d’acides aminés M9 5×, 2,5 ml d’acides aminés à 20 % (p/v) et ajoutez de l’eau ultrapure pour atteindre un volume total de 246,475 ml.
  3. Autoclavez le mélange et les solutions mères énumérées ci-dessus à 121 °C pendant 20 min.
  4. Laissez toutes les solutions refroidir complètement pour éviter la précipitation de CaCl2.
  5. Ajouter au mélange refroidi : 25 μL de 1 M de CaCl2, 500 μL de 1 M de MgSO4 et 3 mL de glucose à 20 % (p/v).
    REMARQUE : Il en résulte un milieu M9 richement complété avec les concentrations finales suivantes : 0,24 % (p/v) de glucose, 0,2 % (p/v) d’acides casaminés, 2 mM de MgSO4, 1 mM de CaCl2, 3 g/L KH2PO4, 0,5 g/L de NaCl, 6,78 g/L de Na2HPO4, 1 g/L de NH4Cl.

3. Activation du biocapteur Mer-Blue / Mer-RFP

  1. Utiliser des cellules DH5α d’Escherichia coli transformées avec le plasmide pUC-Mer-RFP ou pUC-Mer-Blue (voir Tableau des matières).
  2. Préparez une boîte de Pétri LB-agar contenant 100 μg/mL d’ampicilline.
  3. Ensemencer des cellules d’un stock de glycérol cryoconservé sur la plaque de gélose LB en utilisant la méthode de stries.
  4. Incuber la plaque toute la nuit à 37 °C.
  5. Le lendemain, prélever une seule colonie dans la plaque de gélose LB pour inoculer une culture de 10 mL à l’aide d’un milieu M9 (figure 1A).
  6. Incuber la culture à 37 °C en l’agitant constamment à 220 tr/min pendant la nuit (~16 h) (figure 1B).

4. Expérience de titrage à l’aide de Mer-RFP

  1. Mesurer la densité optique de la culture bactérienne de nuit à 600 nm (OD600).
  2. Calculer le volume de culture de nuit nécessaire pour atteindre une DO600 de 0,05 dans un volume total de 10 mL de milieu frais M9 à l’aide de la formule suivante :
    figure-protocol-4
    où C1 est la DO600 de la culture de nuit, et V1 est le volume à en prélever.
  3. Centrifugeuse V1 mL de pré-inoculum à 3500 × g pendant 5 min. Jeter l’ancien milieu M9 et remettre la pastille bactérienne en suspension dans 10 mL de milieu M9 frais (figure 1C).
  4. Ajouter 195 μL de la culture remise en suspension dans chaque puits d’une microplaque de 96 puits. Assurez-vous que chaque microculture est préparée en trois exemplaires pour des mesures précises.
  5. Ajouter 5 μL de solutions de mercure ionique de 40 nM à 40 μM, comme décrit à l’étape 1, à chaque puits pour atteindre des concentrations finales allant de 1 nM à 1 μM (figure 1D).
  6. Placez la microplaque dans un lecteur de microplaques multimode avec contrôle de la température, réglé sur les paramètres suivants (Figure 1E) - Température : 37 °C, Agitation : Agitation constante à 60 tr/min, Intervalle de temps : Lecture toutes les 15 min pendant 16 h, Mesure de la densité optique : Lecture à 600 nm, Mesure de fluorescence : Excitation à 570 nm et émission à 615 nm.
  7. Après avoir terminé la période d’incubation de 16 heures, recueillir les données à partir du lecteur de microplaques (figure 1F).

5. Analyse des données pour les résultats de l’appel d’offres Mer-RFP

  1. Utilisez le tableur ou les outils de gestion des données de votre choix pour visualiser les valeurs brutes deDO 600 au fil du temps pour toutes les cultures individuelles (figure 1G). Vérifier que la fin de la phase de latence et le début de la phase stationnaire se produisent à peu près au même moment pour toutes les répétitions dans chaque condition de concentration de mercure. Excluez toutes les cultures qui s’écartent de plus de 1 h du temps moyen.
  2. Calculer la DO moyennede 600 pour chaque point temporel pour toutes les répétitions dans chaque condition de concentration de mercure. Pour chaque condition de culture triplée, une seule courbe de croissance moyenne deDO 600 et trois sorties d’intensité fluorescente seront disponibles à différents points de temps.
  3. Tracez la moyenne OD600 vs. temps pour la culture sans mercure. Identifiez et sélectionnez visuellement l’intervalle de temps où le taux de croissance est positif (voir la figure 2). Exclure les points de données restants de toutes les cultures.
  4. Pour chaque culture, calculez le taux de croissance spécifique à chaque point temporel en trouvant la variation de la DO600 par rapport au point de la DO précédente et en divisant cette variation par la valeur de la DO600 à ce point de la chronologie, à l’aide de la formule suivante :
    figure-protocol-5
  5. De même, calculez le taux de production spécifique de fluorescence pour chaque culture en trouvant la variation de l’intensité de fluorescence par rapport au point temporel précédent et en divisant cette variation par la valeur OD600 à ce point temporel, à l’aide de la formule :
    figure-protocol-6
  6. Pour chaque culture, tracez le taux de croissance spécifique en fonction du taux de production de fluorescence (voir la figure 3). Identifiez une plage linéaire dans les derniers points de temps. Exclure les premiers points temporels jusqu’à ce qu’une régression linéaire avec le R2 le plus élevé, basée sur un minimum de 12 points (environ 3 h), soit réalisée.
    REMARQUE : La pente de cette régression linéaire représente la fraction d’expression, c’est-à-dire la proportion de la synthèse protéique totale attribuée à la protéine rapporteuse21.
  7. Pour toutes les cultures, extrayez les tendances linéaires à partir d’environ le même intervalle de temps et enregistrez la valeur de pente pour chaque condition.
    REMARQUE : L’obtention de la valeur R2 la plus élevée possible dans toutes les cultures en utilisant le même intervalle de temps peut nécessiter plusieurs tentatives. Pour une analyse automatisée, le Jupyter Notebook suivant (cadre Google Colab) est disponible à l’adresse https://github.com/frank-britto/Mer_RFP. Ce carnet sert de modèle pour optimiser l’extraction des tendances linéaires et le profilage dose-réponse ultérieur.
  8. Prenez la pente moyenne entre les répétitions pour chaque concentration de mercure.
  9. Tracer les valeurs moyennes de la pente en fonction de la concentration de mercure (voir la figure 4A). Ajustez une fonction Hill aux données :
    figure-protocol-7
    Où : fRFP est la fraction d’expression pour la protéine fluorescente rouge, H représente l’expression maximale possible pour le circuit, [Hg2+] est la concentration de mercure ionique, kHg est lié à l’affinité pour le mercure ionique, n est le coefficient de Hill qui exprime la coopérativité de la réponse à Hg2+.

6. Expérience de titrage à l’aide du biocapteur Mer-Blue

  1. Centrifuger une culture dense pendant la nuit, obtenue comme décrit à l’étape 3 à 3 500 × g pendant 10 min.
  2. Jetez le milieu M9 usagé et remettez en suspension la pastille bactérienne dans le milieu M9 frais jusqu’à une DO600 de 1,0. S’assurer d’obtenir un minimum de 5 mL de culture à cette densité (figure 1C).
    REMARQUE : Si vous ne disposez pas d’un spectrophotomètre, approximez les conditions initiales en remettant la pastille bactérienne en suspension dans un volume de milieu M9 frais égal à deux fois le volume d’origine de la culture dense.
  3. Ajouter 9,5 mL de milieu M9 et 10 μL d’une solution mère d’ampicilline à 100 mg/mL dans des tubes de culture en verre stérilisés (figure 1H).
  4. Inoculer le milieu M9 supplémenté avec 500 μL de la culture par biocapteur préparée à l’étape 6.2 (DO600 = 1,0).
  5. Ajouter 10 μL des solutions de mercure ionique préparées (voir l’étape 1) pour atteindre les concentrations finales de 0 nM, 1 nM, 2 nM, 5 nM, 10 nM, 25 nM, 50 nM, 100 nM, 125 nM et 250 nM.
  6. Incuber les cultures à 37 °C pendant 16 h en les secouant vigoureusement à 220 tr/min (figure 1I).

7. Acquisition et analyse des données pour les résultats de Mer-Blue

  1. Transférez environ 1,3 mL de chaque culture dans un microtube de 1,5 mL (figure 1J).
  2. Centrifuger les microtubes à vitesse maximale pendant 3 min pour obtenir des granulés serrés. Jetez le surnageant.
  3. (Facultatif) Pour obtenir des granulés plus gros, répétez la centrifugation et l’élimination du surnageant jusqu’à six fois.
  4. Photographiez le fond de chaque microtube, en mettant l’accent sur la pastille (figure 1K). Utilisez un support de microtubes et un trépied ou une PelletCam (voir étape 8) pour garantir une orientation, un éclairage et des paramètres de couleur cohérents et reproductibles sur toutes les images (voir Figure 5).
  5. Déterminez les valeurs d’intensité de couleur de chaque image de pastille sur les canaux rouge, vert et bleu (RVB).
    1. Si vous utilisez ImageJ : chargez l’image et accédez à Image > Type > Pile RVB pour créer une pile à trois tranches (canaux rouge, vert et bleu). Utilisez l’outil de sélection pour dessiner une région d’intérêt (ROI) autour de la zone du plomb. Accédez à Analyser > mesurer pour obtenir les valeurs d’intensité moyennes pour la zone sélectionnée dans chaque canal.
    2. Si vous utilisez PelletCam : Ouvrez le fichier .csv contenant les valeurs moyennes d’intensité des couleurs pour une zone représentative de neuf pixels de l’image de la pastille.
  6. Calculez la réponse du biocapteur pour chaque échantillon en calculant la distance euclidienne dans l’espace RVB par rapport à une image de pastille blanche de référence ( E. coli non transformée), comme décrit précédemment22, à l’aide de l’équation :
    figure-protocol-8
    Ici, l’échantillon R,l’échantillon G et l’échantillon B représentent les intensités de couleur moyennes de chaque canal RVB dans la zone sélectionnée de l’image de la pastille de l’échantillon du biocapteur, tandis que Rref, Gref et Bref désignent les valeurs correspondantes pour une pastille de référence d’E. coli non transformé.
  7. Tracez les distances euclidiennes calculées en fonction des concentrations de mercure ionique correspondantes (voir la figure 6). Ajustez une fonction de Hill aux données (voir Figure 4B) à l’aide de l’équation suivante :
    figure-protocol-9
    Ici, E est la distance euclidienne, H représente la coloration maximale possible pour le circuit, [Hg2+] est la concentration de mercure ionique, kHg est lié à l’affinité pour le mercure ionique, et n est le coefficient de Hill qui exprime la coopérativité de la réponse à Hg2+.

8. Construire une PelletCam

  1. Téléchargez les fichiers pour construire un système de microcontrôleur fermé pour la mesure de la couleur dans les granulés bactériens à partir du site Web (https://github.com/EhbAIGit/PelletCam-OPENBIOLAB-AI).
    REMARQUE : Des connaissances de base en découpe laser, impression 3D, ESP32 et Arduino sont utiles. Un guide d’introduction à ESP32-CAM est disponible à l’adresse (https://lastminuteengineers.com/getting-started-with-esp32-cam/?utm_content=cmp-true). Il est recommandé d’acheter l’ESP32-CAM avec l’adaptateur MB pour faciliter la programmation. Pour les utilisateurs non familiers avec l’ESP32, il est recommandé de suivre le tutoriel au https://lastminuteengineers.com/esp32-arduino-ide-tutorial/ de commencer.
  2. Utilisez la lime LasercutterBox.ai pour découper et graver un multiplex de 3 mm à l’aide d’une découpeuse laser.
  3. Construisez les pièces à partir du fichier ESP32SET fichier .stl avec une imprimante 3D. Ce fichier .stl peut être importé directement par presque tous les logiciels d’impression 3D ; par exemple, Bambu studio (https://bambulab.com/en/download/studio).
  4. Installez l’ESP32 (module de caméra Bluetooth WiFi ESP32-CAM-MB 2640) en plaçant les fichiers .cpp et .h et .ino dans un seul dossier. Ensuite, ouvrez le fichier .ino avec le logiciel Arduino IDE et cliquez sur >Télécharger. Une fois téléchargé, l’ESP32 démarrera automatiquement.
  5. À ce stade, l’utilisateur doit pouvoir se connecter au point d’accès WiFi nommé >PELLET et au mot de passe >PELLETCAM, comme spécifié dans le fichier .ino de l’ESP32. L’adresse IP de la PelletCam sera affichée dans le moniteur série de l’IDE Arduino. Ouvrez un navigateur Web et naviguez jusqu’à l’adresse : http://192.168.4.1.
    REMARQUE : Cela permettra de visualiser l’image ou de prendre une nouvelle image (>CAPTURE PHOTO), de faire pivoter l’image (>ROTATE), ou de régler la luminance de la bande LED (>LEDS).
  6. Connectez l’Arduino ESP32 à la bande LED (NeoPixel Stick - 8 x 5050 LED RGB avec pilotes intégrés) et à un câble USB 5V selon le schéma dans le fichier InstallationManual.pptx.
  7. À l’aide d’un pistolet à colle, l’ESP32 et la bande LED sur les supports imprimés en 3D.
  8. Insérez un microtube avec un fond coloré (ou une pastille bactérienne) dans la face avant imprimée en 3D de la PelletCam. Positionnez le support LED ESP32 environ 5 cm plus loin et prenez une photo via la page Web. Si vous obtenez une image nette et correctement éclairée, collez le support LED ESP32 au fond de la boîte en bois. Si ce n’est pas le cas, ajustez la distance entre l’avant et le support LED ESP32 et répétez la procédure jusqu’à ce qu’une distance satisfaisante soit obtenue.
  9. Assemblez la boîte à l’aide de ruban adhésif et en collant toutes les pièces ensemble avec de la colle à bois.
  10. Connectez la PelletCam via le câble USB à une alimentation USB pouvant fournir au moins 1 A.
    REMARQUE : Assurez-vous d’avoir installé Python 3.9 ou une version ultérieure.
  11. Ouvrez une invite de commande ou une fenêtre de terminal. Naviguez jusqu’au répertoire contenant le fichier pellet.py . Exécutez le script à l’aide de la commande >python pellet.py.
  12. Si le script pellet.py ne peut pas s’exécuter, cela peut être dû à l’absence de bibliothèques Python. Installez les bibliothèques requises à l’aide de la commande >pip install pillow tkinter pathlib statistics. Pour obtenir des conseils supplémentaires sur la configuration de votre propre système, reportez-vous au document PelletCam Example.docx.

9. Mesure des échantillons d’eau environnementale

  1. Prélevez des échantillons de sources environnementales telles que des rivières ou des étangs et stockez-les dans des contenants hermétiques à basse température pour minimiser l’évaporation. Pour plus de détails, consultez la section Discussion.
  2. Centrifuger les échantillons à 3 500 × g pendant 10 min sur le sable sédimentaire et les débris organiques, en isolant la fraction aqueuse.
  3. Stérilisez l’échantillon clarifié à l’aide d’un filtre à seringue de 0,22 μm.
    REMARQUE : Évitez la stérilisation à la chaleur, car le mercure est volatil et peut s’évaporer pendant le processus.
  4. (Facultatif) Préparez une aliquote acidifiée distincte en ajoutant 5 % de HCl pour une mesure indépendante à l’aide de techniques de chimie analytique standard. N’utilisez que l’échantillon non acidifié pour les tests de biocapteurs.
  5. Mélangez 5 mL de l’échantillon environnemental filtré stérile avec 4,5 mL de milieu 2× M9, ce qui entraîne une dilution de 1:2 de l’échantillon.
  6. Inoculer le mélange échantillon-milieu dilué avec 0,5 mL d’une culture de nuit (préparée comme décrit à l’étape 5.4). Cette inoculation correspond à une dilution de 20 fois de la culture, ce qui donne une DO600 de 0,05 pour initier le dosage.
    1. Si vous utilisez Mer-RFPTransfer 200 μL du mélange échantillon-milieu dans un puits de microplaques et initier les mesures à l’aide d’un lecteur de microplaques comme décrit à l’étape 3.6.
    2. En cas d’utilisation de Mer-Blue : Incuber le mélange échantillon-milieu de 10 mL à 37 °C pendant 16 h en agitant vigoureusement à 220 tr/min, comme décrit à l’étape 5.6.

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Résultats

Les deux biocapteurs ne présentent aucune expression de base détectable de leurs protéines rapporteures respectives dans des conditions sans mercure. Les cultures Mer-Blue commencent généralement à présenter une coloration visible à l’œil nu entre 6 et 8 heures après l’inoculation à des concentrations de HgBr2 de 25 nM et plus. Lorsqu’elles sont correctement menées, les expériences de titrage utilisant Mer-RFP ou Mer-Blue produisent des réponses qui s’ajustent à une fonction de Hill avec un coefficient de Hill...

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Discussion

Les circuits de biocapteurs utilisés ici sont identiques, ne différant que par la protéine rapporteure. Les deux sont entièrement codés sur des plasmides à forte copie, ce qui permet leur déploiement dans des cellules d’Escherichia coli de diverses souches. Bien qu’il soit fonctionnel dans les cellules de la souche B d’E. coli , un signal coloré plus fort de Mer-Blue a été observé dans les souches K-12, en particulier les cellules DH5α et les cellules E . coli chimiquement compétentes

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Remerciements

Cette recherche est présentée grâce au soutien du Programa Nacional de Investigación Científica y Estudios Avanzados PROCIENCIA à travers le programme EF-041-2024-01 « Proyectos de Investigación aplicada », contrat de subvention PE501086520-2024-PROCIENCIA. Le développement des biocapteurs au mercure a été financé par le VLIR-UOS par le biais de la subvention de l’Initiative Sud PE2020SIN292B122. M.D. remercie VLIRUOS, DGD et le Conseil des universités flamandes de sciences appliquées et de arts pour la subvention XREI dans le cadre du projet Global Minds BE2017GMHVLHC106.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Bois multiplex de 3 mm d’épaisseurNombreux distributeurs
Câble USB 5 VNombreux distributeurs
Polystyrène transparent à fond plat 96 puits traité TC MicroplaquesCorning3599
Poudre d’agarHiMediaGRM026
AmpicillinGold Biotechnology, Inc.A-301-100
CaCl2Millipore208290
Acides aminésCalbiochem2040OP
D-(+)-GlucoseCentral Drug House (P) Ltd.506250
ESP32-CAM-MB 2640 Module de caméra WiFi Bluetooth USB vers port série Carte de développement Téléchargement automatique (Type C)Nombreux distributeurs Tubes
de culture en verreCorning9825
HgBr2, Bromure de mercure(II)Merck200085
HgCl2, Chlorure de mercure(II)Merck21465
Bouillon Luria (Miller)Sigma-AldrichL3522
M9 sels minimumSigma-AldrichM6030
MgSO4HiMediaGRM684
NeoPixel Stick - 8 x 5050 RGB LED avec pilotes intégrésAdafruit1426
Plasmide : pUC-Mer-Blue  ;Notre séquence complète de groupedisponible dans https://www.mdpi.com/article/10.3390/bios14050246/s1
plasmide : pUC-Mer-RFP  ;Notre séquencegroup-Fulldisponible en https://www.mdpi.com/article/10.3390/bios14050246/s1
Filtres à seringue, hydrophiles, taille des pores 0,22 micronsMilliporeSLGV004SLPour la stérilisation des échantillons environnementaux.

Références

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