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Article de méthode

In vivo Imagerie calcique d’ensembles neuronaux dans des réseaux de neurones sensoriels primaires dans des ganglions du trijumeau intacts

2K vues

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DOI :

10.3791/68284

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1 août 2025

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1Department of Oral & Maxillofacial Surgery, School of Dentistry, University of Texas Health Science Center at San Antonio, 2Department of Endodontics, School of Dentistry, University of Alabama at Birmingham, 3Division of Life Sciences, College of Life Sciences and Bioengineering, Incheon National University, 4Programs in Integrated Biomedical Sciences, Translational Sciences, Biomedical Engineering, Radiological Sciences, University of Texas Health Science Center at San Antonio

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit l’imagerie calcique GCaMP in vivo de neurones intacts du ganglion du trijumeau (TG). Cette description comprend la chirurgie d’exposition aux TG, l’imagerie par microscopie confocale in vivo des neurones TG, l’application de stimuli somatiques pendant l’imagerie microscopique des neurones TG et l’analyse des données d’imagerie calcique GCaMP in vivo .

Résumé

L’imagerie calcique est un outil important pour surveiller les mécanismes de signalisation qui influent Ca2+ dans le cytosol ou libèrent Ca2+ à partir des réserves intracellulaires de Ca2+ . L’utilisation de souris Pirt-GCaMP3, dont le capteur Ca2+ GCaMP3 est inséré en aval de la région promotrice Pirt et exprimé dans presque tous les neurones sensoriels primaires (>95 %), permet de surveiller simultanément l’activité de >3 000 neurones via l’imagerie Ca2+ des neurones sensoriels primaires du ganglion du trijumeau (TG). Cela permet aux chercheurs d’étudier les réponses des réseaux neuronaux aux stimuli nocifs et aux réponses somatosensorielles et hormonales in vivo, qui seraient autrement très difficiles à détecter à l’aide d’autres méthodes.

Plus précisément, la capacité de surveiller séparément la zone TG innervant le visage et d’autres zones de la tête permet de surveiller les neurones sensoriels primaires activés par des stimuli de la zone du visage avant les couches ultérieures de traitement des neurones. Le nombre de neurones générant des transitoires Ca2+ et l’amplitude des transitoires Ca2+ , qui indiquent leur sensibilité à différentes modalités sensorielles, peuvent également être observés. De plus, les chercheurs peuvent mesurer le diamètre des neurones, qui est un indicateur du type de fibre activée (fibres mécano-nocives non nocives par rapport aux fibres nociceptives nocives, fibres Aβ, Aδ et C). Par conséquent, l’imagerie calcique Pirt-GCaMP3 de la TG serait un outil puissant pour disséquer des modalités sensorielles spécifiques et des types de cellules neuronales afin d’étudier la douleur d’origine trijumeau (douleur orofaciale et craniofaciale, dentaire et/ou dentaire, maux de tête, migraine, douleur de l’articulation temporo-mandibulaire, névralgie du trijumeau), les démangeaisons et le toucher et toute autre somatosensation, ainsi que les réponses hormonales.

Introduction

Les neurones sensoriels primaires innervent directement les tissus, y compris la peau, et relaient les signaux sensoriels au système nerveux central (moelle épinière ou tronc cérébral). Les neurones du ganglion du trijumeau (TG) innervent la tête et répondent aux stimuli sensoriels, notamment la douleur des dents, de la région périorbitaire, des régions orofaciales et craniofaciales, de l’articulation temporo-mandibulaire1,2 et des méninges 3,4,5. Les neurones TG varient en taille, en niveau de myélinisation et en profils d’expression génique 6,7,8,9. Les neurones plus petits sont nociceptifs, tandis que les neurones plus gros répondent généralement à des stimuli mécaniques non douloureux10,11. Le dysfonctionnement des neurones du ganglion du trijumeau peut sensibiliser à la fois les neurones eux-mêmes et les neurones sensoriels du système nerveux central (SNC)11,12.

Dans un contexte physiologique normal dans des conditions non pathologiques, l’activation des neurones in vivo est nécessaire pour la douleur, mais jusqu’aux deux dernières décennies, les outils permettant d’étudier les ganglions sensoriels intacts in vivo se limitaient à surveiller relativement peu de neurones à la fois13. En raison des concentrations normalement faibles de calcium cytoplasmique, de l’afflux de calcium pendant les potentiels d’action et de l’utilisation du calcium comme signal cytoplasmique, la dynamique du calcium est un puissant substitut pour surveiller les potentiels d’action ou l’activité cellulaire in vivo à l’aide d’indicateurs fluorescents sensibles au calcium. La raison d’être de cette méthode est que la microscopie à fluorescence peut surveiller simultanément ces indicateurs dans des centaines à des milliers de neurones simultanément dans les ganglions sensoriels périphériques des souris13, 14, 15, 16, 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, 24 et rats 25,26. Il s’agit d’un avantage puissant par rapport aux méthodes qui peuvent surveiller un nombre plus limité de neurones in vivo.

L’objectif de cette méthode est l’observation directe de la dynamique cytoplasmique du Ca2+ in vivo dans le TG en réponse à des stimuli mécaniques, thermiques, chimiques et hormonaux dans des modèles de maux de tête 19,23,24. Cette méthode peut être utilisée en complément de la douleur ou d’autres tests somatosensoriels dans la zone orofaciale. L’imagerie in vivo du trijumeau Ca2+ a été utilisée pour caractériser le codage thermique et sensoriel19,22, étudier des classes de mécanorécepteurs27, découvrir une nouvelle classe de neurones mécanosensibles28, surveiller les réponses du trijumeau à des contraintes mécaniques normales sur les méninges29, étudier les effets des hormones sur la sensibilité à la douleur24, caractériser des modèles de douleur orofaciale30et les contributeurs de l’étude à la douleur induite par le sevrage de l’alcool23.

Les souris Pirt-GCaMP3 permettent de surveiller l’activité neuronale in vivo car elles ont le capteur Ca2+ GCaMP3 inséré dans la région promotrice du gène Pirt, qui est fortement exprimé dans tous les neurones sensoriels primaires (>95 %)12,18. Cet article fait la démonstration d’une technique d’exposition chirurgicale à la TG in vivo et de la collecte et de l’analyse de données de microscopie indicatrice calcique pour la TG du côté droit des souris Pirt-GCaMP3 à l’aide de la microscopie confocale à balayage laser.

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Protocole

Toutes les procédures décrites dans le présent document sont exécutées conformément aux protocoles approuvés par le Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux. La chirurgie est une non-survie. Les sections 1 et 2 de cette procédure doivent être exécutées immédiatement après l’initiation. L’article 3 peut être exécuté à une date ultérieure.

1. Sécurisation et chirurgie de la souris pour l’imagerie TG du côté droit

REMARQUE : Les souris Pirt-GCaMP3 C57BL/6J18 doivent avoir la taille d’un adulte (généralement 8 semaines ou plus), quel que soit le sexe. Une imagerie TG bilatérale est possible. Les temps indiqués ici sont des estimations faites par un technicien expérimenté. Si le saignement est plus que la normale, cela peut prendre plusieurs minutes de plus pour chaque temps donné.

  1. Préparez une solution saline stérile avec 40 mg/mL de kétamine et 6 mg/mL de xylazine. Préparez un volume suffisant pour la chirurgie et l’euthanasie après l’imagerie (minimum 9 μL par gramme de poids corporel de souris).
    REMARQUE : De nombreux types d’anesthésie ont été utilisés lors de l’imagerie in vivo . Attention : La kétamine est nocive si elle est injectée, avalée ou en contact avec les yeux. Manipulez avec précaution.
  2. Stérilisez tous les instruments chirurgicaux dans un stérilisateur à billes. Lavez les instruments avec 70 % d’éthanol.
    REMARQUE : Vous pouvez également autoclaver les instruments au préalable.
  3. Injecter 2,25 μL de kétamine/xylazine par gramme de poids corporel (90 mg/kg et 13,5 mg/kg de kétamine et de xylazine, respectivement) dans des souris Pirt-GCaMP3 15 à 25 minutes avant la chirurgie. Ne pas dépasser 120 mg/kg de kétamine.
  4. Après 15 à 25 minutes d’injection d’anesthésique (étape 1.3), pincez la patte arrière avec une pince pour vous assurer que la souris est sur un plan d’anesthésie chirurgicale.
    REMARQUE : Le pincement doit être suffisamment intense pour provoquer une vocalisation chez une souris consciente, mais pas assez intense pour causer des blessures. Il est important de ne pas laisser la souris à cette étape plus longtemps que nécessaire pour éviter une baisse de la température corporelle. Garder la cage au chaud est utile, si possible.
  5. Placez la souris sur un coussin chauffant pour vous assurer que la température corporelle est maintenue à 37 °C et placez la tête de la souris dans un masque stéréotaxique (Figure 1A,B), avec la tête inclinée d’environ 15° vers la gauche (Figure 1B).
    REMARQUE : Un masque stéréotaxique qui stabilise la tête et fournit une voie d’administration de l’isoflurane est décrit ici. Si une procédure n’utilise pas d’isoflurane ou si un masque stéréotaxique n’est pas utilisé, une autre méthode de stabilisation de la tête doit être utilisée pour empêcher tout mouvement.
  6. Appliquez une pommade ophtalmique sur les yeux pour prévenir la sécheresse et l’irritation, car l’irritation induit l’activité du nerf trijumeau.
  7. Rasez le côté droit de la tête de la souris.
    REMARQUE : Cette étape prend 90 s. L’enquêteur peut retirer brièvement l’animal du coussin chauffant pour le raser.
  8. Faites une incision rectangulaire de 9 mm x 5 mm entre l’oreille droite et l’œil droit (figure 2A). Arrêtez le saignement avec un écouvillon hémostatique ou une lingette de laboratoire.
    REMARQUE : Cette étape prend 2 min. L’investigateur peut utiliser une pince hémostatique ou un écarteur pour maintenir l’incision ouverte. Il s’agit d’une procédure de non-survie, ce qui signifie qu’un nettoyage supplémentaire n’est pas nécessaire. Cependant, l’investigateur peut frotter le site chirurgical avec de la povidone iodée. La plus grande taille d’incision autorisée est indiquée. Si le chirurgien est suffisamment qualifié, une incision plus petite est préférable à une incision plus grande pour minimiser les dommages tissulaires. Le TG innerve ce tissu et pourrait être endommagé.
  9. Coupez le tissu (périoste) à la surface du crâne juste ventralement par rapport à l’œil (figure 2B).
  10. À l’aide d’une perceuse dentaire et d’une fraise conique TNT 31p, percez un trou d’environ 9 mm x 5 mm dans le crâne dorsal centré sur le site d’incision (figure 2C). Appliquez la fraise aussi légèrement que possible sur la surface du crâne.
    REMARQUE : Cette étape prend environ 2 min. Si le chirurgien est suffisamment qualifié, un trou plus petit est préférable à un trou plus grand.
  11. Inclinez la tête jusqu’à ce que le TG soit clairement visible (Figure 2C). S’il y a un saignement sur le TG, aspirez le sang ou retirez le sang par mèche avec un écouvillon hémostatique ou une lingette de laboratoire. Assurez-vous que le TG est clairement visible sans enlever de tissu cortical (Figure 2C).
    REMARQUE : Nous imaginons régulièrement le TG pendant 3 à 6 heures ou plus sans signes de détresse dans les neurones, mais un chercheur peut choisir de placer une lamelle ou un autre revêtement pour empêcher le TG de sécher.
  12. Déplacez l’animal et le coussin chauffant sur la platine du microscope et placez le nez de la souris dans le cône nasal stéréotaxique. Branchez les lignes oxygène/isoflurane de manière à ce que la souris reçoive une anesthésie continue à l’isoflurane (Figure 3A).
    REMARQUE : Cette étape prend 3 min. L’isoflurane continu nécessite des bouteilles d’oxygène, des tubes de distribution de gaz et un vaporisateur d’anesthésie. Il est également possible de maintenir l’anesthésie tout au long de la procédure par des injections périodiques d’anesthésique.
  13. Positionnez le cadre stéréotaxique de manière à ce que l’objectif du microscope soit à 9 mm directement au-dessus de l’ouverture crânienne (figure 3B).
    REMARQUE : La distance exacte dépend de l’objectif, du microscope et de la souris.
  14. Insérez le thermomètre rectal. Connectez le cordon d’alimentation au thermomètre rectal et au coussin chauffant. Connectez le masque d’anesthésie à l’isoflurane dans la ligne d’oxygène avec 1 % d’isoflurane.

2. Imagerie TG

REMARQUE : Utilisez le réglage vert (FITC) 495 nm, l’émission 519 nm, la longueur d’onde de détection 500-580 nm, le dispositif d’imagerie GaAsP-Pmt1, le détecteur GaAsP-PMT, ou utilisez les paramètres recommandés pour le microscope. Reportez-vous au Tableau 1 pour un résumé des paramètres logiciels.

  1. Utilisez un objectif 5x/0,25 M27, le logiciel du fabricant du microscope et un microscope confocal vertical à balayage laser. Localisez la surface TG avec le microscope.
    REMARQUE : Le choix de l’objectif dépend du microscope et de la préférence de l’investigateur.
  2. Ajustez l’objectif et le cône de nez pour rendre la surface du TG aussi plate que possible et avoir la plus grande surface possible dans le plan focal.
    REMARQUE : Un TG plus plat fournit une image plus nette, permet au logiciel de composer des films plus nets, d’imager plus de neurones et simplifie et améliore la précision de l’analyse par rapport à un TG plus incliné.
  3. Maintenez la souris sous anesthésie en appliquant 1 à 1,5 % d’isoflurane au flux d’oxygène à travers le masque d’anesthésie.
    REMARQUE : L’animal doit être surveillé de près tout au long de la procédure en pinçant la patte arrière toutes les 20 à 30 minutes pour s’assurer que l’animal reste sous anesthésie. Le pourcentage d’isoflurane nécessaire pour maintenir l’anesthésie dépendra de chaque souris. Si l’animal se déplace pendant un test de pincage, l’isoflurane doit être augmenté. Si la respiration devient superficielle, l’isoflurane doit être diminué. ATTENTION : L’isoflurane est nocif s’il est inhalé et peut provoquer des étourdissements ou de la somnolence. Évitez l’inhalation et assurez-vous que la zone de travail est suffisamment ventilée.
  4. Chargez le protocole de balayage haute vitesse du microscope : taille de voxel 4,160 μm x 4,160 μm x 14 μm, 512 x 512 pixels, 10 coupes optiques Z-stack, 1,02 unités aériennes (AU)/33 μm, puissance laser 15 % 488 nm/75 mW, temps de pixel 1,52 μs, temps de ligne 0,91 ms, temps d’image 465 ms, vitesse de balayage LSM 8, balayage bidirectionnel, gain du détecteur GaAsP-PMT 550 V, Gain numérique 1.
    REMARQUE : Les réglages optimaux peuvent varier entre les microscopes et les animaux.
  5. Scannez le TG en courtes rafales de 6 à 8 cycles. Créez des projections orthogonales des numérisations (une numérisation crée une image vidéo) pour créer une vidéo et vérifiez la clarté et la cohérence de l’image entre les images. Si nécessaire, ajustez la position du cadre stéréoscopique et l’épaisseur de la section optique et répétez cette étape jusqu’à ce qu’un film clair et cohérent soit créé.
    REMARQUE : Cette étape doit être répétée si la tête de la souris bouge ou si l’enquêteur repositionne la souris ou ajuste le plan focal.
  6. Chargez le protocole de balayage haute résolution du microscope : taille de voxel 0,520 μm x 0,520 μm x 14 μm, 4096 x 4096 pixels, 6 coupes optiques Z-stack, 1,02 unité aérienne (AU)/33 μm, puissance laser 20 % 488 nm/100 mW, temps de pixel 0,52 μs, temps de ligne 4,95 ms, temps d’image 20,26 s, vitesse de balayage LSM 6, balayage bidirectionnel, Gain du détecteur GaAsP-PMT 550 V, gain numérique 1.
    REMARQUE : Les réglages optimaux dépendent du microscope et de l’animal. Si les cellules sont marquées avec td-Tomato, réglez le microscope pour balayer le canal rouge 592 nm d’excitation/614 nm d’émission, la longueur d’onde de détection 600-700 nm en plus du canal vert.
  7. Créez une image haute résolution du TG.
    REMARQUE : Cette image peut être utile pour compter les neurones, mesurer le diamètre des neurones faibles ou fournir une image détaillée pour distinguer si le même neurone a répondu à deux stimuli différents ou si deux neurones différents ont répondu.
  8. Chargez le protocole de balayage à grande vitesse du microscope (voir étape 2.4).
  9. Enregistrez l’activité spontanée pendant 80 cycles (environ 10 min). Créez un film de projection orthogonale et vérifiez que les images sont suffisamment claires et cohérentes pour être analysées.
    REMARQUE : Cela produit suffisamment d’images pour analyser l’activité spontanée. Le nombre peut être diminué ou augmenté en fonction de l’importance de l’activité spontanée pour une expérience particulière.
  10. Pour appliquer une stimulation, réglez le microscope pour qu’il scanne 15 à 20 cycles.
    REMARQUE : Soyez prudent lorsque vous appliquez des stimuli pour ne pas bouger la tête de la souris. Déplacer le TG de quelques microns pendant le stimulus peut perturber l’imagerie. Le balayage permet aux cycles d’établir une ligne de base, un stimulus, et d’observer les neurones après la suppression du stimulus.
  11. Attendez que les cycles 1 à 5 soient terminés pour générer une base de référence. Appliquer une stimulation pendant les balayages 6 à 10. Attendez au moins 5 min après chaque stimulus pour éviter de désensibiliser les neurones.
    REMARQUE : Chaque stimulus nécessite un balayage séparé de 15 à 20 cycles. Appliquez d’abord une stimulation mécanique, suivie d’une stimulation par le froid, la chaleur et les produits chimiques. Appliquez une stimulation à basse fréquence (p. ex., faible force mécanique, température proche de la température ambiante) avant la stimulation à haute fréquence (force mécanique élevée, température éloignée de la température ambiante). Veillez à ne pas déplacer le TG lors de l’application de la stimulation. Si les balayages sont clairement audibles, la stimulation peut être appliquée immédiatement après le balayage 5. Cependant, toute méthode qui fournit un timing cohérent de stimulation fonctionnera. Voir la discussion sur l’ordre de relance.
  12. Pour von Frey, dans la zone innervée par la partie V2 du TG, tenez le filament et appliquez-le à plusieurs reprises sur la zone ipsilatérale sous l’œil et au-dessus de la bouche immédiatement après le scanner 5 jusqu’à immédiatement après le scanner 10.
  13. Pour von Frey, dans la zone innervée par la partie V3 du TG, tenez le filament et appliquez-le à plusieurs reprises sur la zone ipsilatérale juste en dessous de l’oreille immédiatement après la fin du balayage 5 jusqu’immédiatement après la fin du balayage 10.
  14. Pour les stimuli froids et chauds, refroidissez ou chauffez le bécher à eau légèrement en dessous (pour le froid) ou au-dessus (pour la chaleur) de la température souhaitée, puis commencez à scanner à l’aide d’une pipette de transfert en plastique. Appliquez le stimulus avec la pipette de transfert immédiatement après le balayage 5 sur la zone ipsilatérale juste en dessous de l’œil, au-dessus de la bouche (pour V2) ou juste en dessous de l’oreille (pour V3).
    REMARQUE : Assurez-vous que la température est à moins de 1 °C de la température souhaitée pour le balayage 5. Pour éviter de désensibiliser les neurones, n’appliquez pas le stimulus si la température du bécher n’est pas correcte. Au lieu de cela, refroidissez ou réchauffez à nouveau l’eau et réessayez.
  15. À la fin des expériences, injecter 50 mM de chlorure de potassium par voie sous-cutanée dans les zones V2 ou V3 à partir du cycle 6 pour activer et identifier tous les neurones réactifs.
  16. Une fois que tous les stimuli ont été administrés et enregistrés, euthanasier l’animal par surdose de kétamine/xylazine (200 mg par kg de kétamine, 30 mg par kg de xylazine ou 5 μL par g de la solution préparée à l’étape 1.1), puis décapiter.

3. Protocole d’analyse

  1. Ouvrez le fichier de projection orthogonale à l’aide de l’option glisser-déposer . Sélectionnez le type d’image dans Image | Type | Couleur RVB. Facultatif : Utilisez le plugin StackReg31 sous Plugins | jars | StackReg pour corriger les artefacts de mouvement et l’alignement.
    REMARQUE : L’enquêteur peut choisir le type d’image en fonction de ses préférences. RGB simplifie la création d’images couleur pour la publication.
  2. Ouvrez le Gestionnaire de retour sur investissement à l’aide d’Analyser | Outils | Responsable ROI.
  3. Sélectionnez les neurones actifs en dessinant une ROI à l’aide de l’outil Ellipse ou Rectangle de la barre d’outils, puis placez-le dans le fichier ROI en cliquant sur le bouton Ajouter dans la fenêtre du Gestionnaire de ROI ou en appuyant sur la touche « t ».
    REMARQUE : Enregistrez fréquemment les fichiers ROI. Les retours sur investissement peuvent être restaurés en glissant et déposant le fichier ROI dans ImageJ et en cliquant sur la case Afficher tout en bas de la fenêtre du gestionnaire de ROI. L’enregistrement d’un fichier .zip de retour sur investissement simplifie l’analyse par rapport à l’enregistrement des retours sur investissement en superposition. Un neurone qui fluctue pendant la période de référence doit être exclu comme étant spontanément actif, plutôt que comme répondant au stimulus.
  4. Dans Analyser | Paramètres de mesure, cochez la case Valeur de gris moyenne (facultatif, mais recommandé : décochez toutes les autres cases sous Paramètres de mesure).
  5. Utiliser la fenêtre ROI dans Plus | Multi-Mesure pour mesurer l’intensité.
    REMARQUE : Parfois, les neurones adjacents sont trop proches pour dessiner une ROI distincte. Ces neurones peuvent être inclus dans le décompte des neurones actifs, mais ne peuvent pas être inclus dans les mesures d’intensité transitoire.
  6. Multi-mesure génère un fichier CSV dans une nouvelle fenêtre intitulée « Résultats ». Enregistrez le fichier CSV en cliquant sur Fichier | Enregistrer sous. Ouvrez le fichier .csv à l’aide d’un tableur et enregistrez-le en tant que tableur.
    REMARQUE : Voir le fichier supplémentaire 1 pour un modèle d’analyse.
  7. Calculez l’intensité transitoire Ca2+ comme suit : ΔF/F0 = (Ft- F0)/F0, où Ft est l’intensité des pixels dans le ROI au point temporel d’intérêt et F0 est l’intensité de base déterminée par l’intensité moyenne des 2 à 4 images précédant les transitoires Ca2+ pour l’activité spontanée ou les 1 à 5 premières images pour les transitoires Ca2+ induits par un stimulus. Exclure tous les neurones qui génèrent des pics de Ca2+ avant la stimulation et ne pas analyser l’activité après la stimulation.
  8. Pour l’analyse de l’intensité transitoire Ca2+ , échantillonnez au hasard environ le même nombre de neurones de chaque ganglion afin d’éviter que les ganglions qui génèrent le plus grand nombre de neurones répondeurs ne dominent l’analyse. Exclure les pics avec ΔF/F0 < 0,15.
    REMARQUE : Il existe d’autres méthodes publiées pour analyser et inclure et exclure les neurones 15,16,19,22,32,33,34,35.
  9. Mesurez le diamètre des neurones en calculant la longueur moyenne d’une ligne tracée dans ImageJ le long des diamètres les plus longs et les plus courts à l’aide de l’outil Ligne de la barre d’outils.
    REMARQUE : Un enquêteur peut également mesurer l’aire et les paramètres elliptiques des zones d’intérêt pour estimer le diamètre.

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Résultats

Imagerie d’un grand nombre de neurones et de branches spécifiques du trijumeau par balayage confocal du ganglion trijumeau Pirt-GCaMP
Après une exposition chirurgicale à la TG chez des souris Pirt-GCaMP3, la microscopie confocale permet d’imager simultanément plus de >3 000 neurones (Figure 4). Cela offre le puissant avantage d’observer simultanément des milliers de neurones TG dans leur contexte physiologique normal. Les transitoires spontanés Ca2+ peuvent ...

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Discussion

Les troubles douloureux de l’articulation temporo-mandibulaire et de la parodontite apicale touchent respectivement environ 5 %36 et 30 à 70 %37,38 de la population générale. Les neurones sensoriels primaires détectent les stimuli nocifs dans la peau, la muqueuse buccale, les dents et les régions périorbitaires, et leur plasticité contribue à la douleur persistante. La culture cellulaire et les explants pe...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun intérêt financier concurrent.

Remerciements

Cette recherche a été financée par les subventions des National Institutes of Health R01NS0128574 et R01DE031477 (à Y.S.K.), et un prix Rising STAR du système de l’Université du Texas (Y.S.K.).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Injection d’anased (xylazine)Covetrus, Akorn33197
Flurar 5x/0.25 M27 obejctiveCal Zeiss420130-9900-000
Applicateurs à pointe de cotonMckessonRéférence 24-106-1S
Hémostat incurvéOutils scientifiques fins13007-12
Régulateur de température DCFHC40-90-8D
Coussin chauffant de contrôleur de température DCFHC40-90-2-05
Pince à revêtement céramique DumontOutils scientifiques fins11252-50
Régulateur de température FHC DCFHC40-90-8D
Fluriso (isoflurane)MWI Santé animale, Groupe Piramal501017
Friedman-Pearson RongeursOutils scientifiques fins16221-14
GelFoamPfizer09-0353-01
ImageJInstituts nationaux de la santéij153
Ketaset (kétamine)ZoetisRéf. KET-00002R2
Modèle 923-B Support de tête d’anesthésie à gaz de souris (souris adulte)Kopf Instruments923-B
Ruban de scène vert luminescentJSITON/ AmazonieB803YW8ZWL
Système de pièce à main de laboratoire électrique compact M35Buffalo Dental Manufacturing Co., Inc.M35
Matrx VIP 3000 Vaporisateur IsofluraneMilieu de gamme91305430
Micro ciseaux de dissectionRobozRS-5882
Micro dissection de ciseaux à ressortOutils scientifiques fins15023-10
Micro dissection de ciseaux à ressortRobozRS-5677
Mini sonde à thermistance rectaleFHC40-90-5D-02
Utilisation des ciseauxRobozRS-6812
Pirt-GCaMP3 C57/BL/6J sourisUniversité Johns HopkinsN/ALes deux sexes peuvent être imagés aussi bien. Les souris doivent être âgées d’au moins 8 semaines en raison d’une expression faible ou intermittente du promoteur Pirt chez les souris plus jeunes.
Chlorure de potassiumFisher ScientificBP366-500
Cadre stéréotaxiqueKopf Modèle 923-B923-B
Masque stérotaxique (actif) pour souris < 30g avec tubesRWD Sciences de la vie68663
Fraise conique TNT (31P)Buffalo Dental Manufacturing Co., Inc.31P-OR
Souris td-Tomato C57BL/6JLaboratoire Jackson7909
Plaque supérieure, 6 po x 10 poNewport290-TP
Pipette de transfert, 3 mlCole ParmerUX-06226-23
Souris TrpV1-Cre C57BL/6JLaboratoire Jackson17769
Microscope confocal Zeiss LSM 800Cal ZeissLSM800
Logiciel Zeiss Zen 2.6 Blue EditionCal ZeissZen (Édition Bleue) 2.6

Références

  1. Kuramoto, E., et al. Three-dimensional topography of rat trigeminal ganglion neurons using a combination of retrograde labeling and tissue-clearing techniques. J Comp Neurol. 532 (2), e25584(2024).
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  3. Levy, D., Burstein, R., Kainz, V., Jakubowski, M., Strassman, A. M. Mast cell degranulation activates a pain pathway underlying migraine headache. Pain. 130 (1-2), 166-176 (2007).
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  5. Strassman, A. M., Raymond, S. A., Burstein, R. Sensitization of meningeal sensory neurons and the origin of headaches. Nature. 384 (6609), 560-564 (1996).
  6. Avraham, O., et al. Profiling sensory neuron microenvironment after peripheral and central axon injury reveals key pathways for neural repair. Elife. 10, e68457(2021).
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  8. Chu, Y., et al. Single-cell transcriptomic profile of satellite glial cells in trigeminal ganglion. Front Mol Neurosci. 16, 1117065(2023).
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