Article de méthode

Ookluc : une ligne de Plasmodium berghei pour l’identification des composés bloquant la transmission

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DOI :

10.3791/68466

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11 juillet 2025

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1Department of Parasitology, Institute of Biomedical Sciences, University of São Paulo

Dans cet article

Résumé

Le développement sexuel de Plasmodium se produit dans l’intestin moyen du moustique. Cibler les stades sexuels du parasite est une stratégie prometteuse pour bloquer la transmission. Nous avons développé Ookluc, un P. berghei transgénique exprimant la nanoluciférase après la formation de zygotes, permettant un criblage à haut débit de composés bloquant la transmission. Cet article détaille les méthodes de dépistage à l’aide d’Ookluc.

Résumé

Le paludisme reste un problème de santé mondial ; En 2023, 263 millions de cas et 597 000 décès ont été signalés dans le monde. Le cycle de vie du parasite est complexe et des interventions ciblées aux stades critiques du développement sont nécessaires pour contrôler efficacement la maladie. Les stratégies de blocage de la transmission (TB) visent à interrompre la transmission de Plasmodium en ciblant soit le moustique vecteur, soit les stades sexuels du parasite par le biais de vaccins et de médicaments. Les interventions antituberculeuses peuvent se concentrer sur les gamétocytes de l’hôte humain ou d’autres formes dans l’intestin moyen du moustique, telles que les gamètes, les zygotes, les ookinètes et les oocystes.

L’élaboration de nouvelles approches de lutte contre la tuberculose se heurte à des défis importants. L’étude des stades sexuels du parasite est intrinsèquement difficile, et le criblage à haut débit (HTS) des composés gamétocytocides repose principalement sur des cultures de P. falciparum . Cependant, les outils in vitro robustes pour évaluer les interventions contre les stades sexuels ultérieurs restent limités. Pour accélérer la découverte de composés de la tuberculose, notre groupe a mis au point un nouveau test HTS pour l’activation et la fécondation des gamétocytes en utilisant P. berghei, un modèle murin d’infection à Plasmodium . Le parasite transgénique, Ookluc, exprime la nanoluciférase exclusivement après la formation du zygote, avec un pic de luminescence pendant le développement de l’ookinète. Ce test basé sur la luminescence fournit une lecture quantitative de la différenciation des gamètes en zygotes et des zygotes en ookinètes, où l’augmentation de la luminescence est directement corrélée à la formation d’ookinètes. Cet article vidéo présente les méthodes de dépistage des composés du paludisme à l’aide d’Ookluc.

Introduction

Le paludisme est une maladie ancienne qui a profondément façonné l’histoire de l’humanité. Rien qu’en 2023, 263 millions de cas ont été signalés dans 85 pays endémiques, entraînant 597 000 décès1. La maladie est causée par des parasites protozoaires du genre Plasmodium, appartenant à l’embranchement des Apicomplexa. Parmi les cinq espèces qui infectent l’homme - P. falciparum, P. vivax, P. knowlesi, P. ovale et P. malariae - P. falciparum et P. vivax représentent la majorité des cas. P. falciparum est associé au paludisme sévère et est prédominant en Afrique, tandis que P. vivax a la distribution géographique la plus large, étant plus répandu en Amérique du Sud et en Asie2.

La complexité du cycle de vie de Plasmodium , qui implique plusieurs stades de développement sur deux hôtes, facilite sa transmission et sa persistance dans les régions endémiques3. Une étape critique de ce cycle est la transition de l’homme au moustique vecteur, ce qui en fait une cible clé pour l’intervention. La transmission commence à l’intérieur de l’hôte humain, où les stades sexués de Plasmodium se développent à mesure que les mérozoïtes se différencient en gamétocytes mâles et femelles. Lors de l’ingestion par un moustique, les signaux environnementaux déclenchent l’activation des gamétocytes et la formation de gamètes, conduisant à la fécondation dans la lumière de l’intestin moyen. Le zygote qui en résulte se différencie en un ookinète mobile, qui envahit activement l’épithélium de l’intestin moyen et se développe en un oocyste dans la lame basale. À l’intérieur de l’oocyste, des milliers de sporozoïtes sont générés et ensuite libérés dans l’hémolymphe, ce qui leur permet de migrer vers les glandes salivaires. Là, les sporozoïtes envahissent les cellules acineuses et se déplacent dans la lumière de la glande, où ils restent jusqu’à ce que le moustique prenne son prochain repas de sang, transmettant le parasite à la peau humaine4.

La recherche de nouvelles stratégies de blocage de la transmission (TB) est essentielle compte tenu des limites des médicaments disponibles et de la résistance croissante aux antipaludiques5. Les méthodes de dépistage traditionnelles, telles que les infections par les moustiques, l’analyse microscopique manuelle ou l’incorporation d’hypoxanthine radioactive, nécessitent beaucoup de main-d’œuvre, sont difficiles à normaliser et ne conviennent pas aux applications à haut débit 6,7. Des approches plus récentes utilisant la détection basée sur la fluorescence (par exemple, la coloration de l’ADN ou les rapporteurs GFP) ont amélioré l’efficacité, mais des défis importants subsistent dans l’évaluation des composés qui ciblent les stades sexuels du parasite 6,7,8.

Pour relever ces défis, une lignée transgénique de P. berghei exprimant la nanoluciférase (nLuc), appelée Ookluc, a été développée8. Dans ce système, le gène nLuc est placé sous le contrôle du promoteur de la protéine CTRP (Circumsporozoïte) de P. berghei spécifique de l’ookinète, qui est activé chez les zygotes, conduisant à ce que la production de nLuc commence environ 6 h après l’activation des gamètes et atteigne son apogée 24 h après l’essai de conversion8. Cette conception permet une quantification automatisée, basée sur la luminescence, de la viabilité du parasite peu de temps après la fécondation, éliminant ainsi le besoin de manipulation directe du vecteur, et facilite le criblage à haut débit de milliers de composés8.

Bien que l’expression de nLuc se produise indépendamment de la viabilité de l’ookinète, limitant la détection de composés qui affectent spécifiquement les stades ultérieurs tels que la morphogenèse de l’ookinète, Ookluc reste très efficace pour identifier les composés de la tuberculose qui ciblent la gamétogenèse, la recombinaison sexuelle ou la survie du parasite dans le moustique, y compris les agents qui induisent la production d’espèces réactives de l’oxygène. Des études antérieures ont validé ce système en identifiant avec succès des composés connus pour inhiber les stades sexuels9, 10, 11, 12, 13, 14, 15 de Plasmodium. Ainsi, Ookluc représente une plate-forme robuste et innovante pour le criblage à haut débit des stades sexuels de Plasmodium, facilitant la découverte de nouveaux composés de la tuberculose et faisant progresser les efforts vers l’élimination du paludisme dans les années àvenir8. Ce protocole décrit l’application du système Ookluc pour le dépistage des médicaments et la détermination de la concentration inhibitrice à 50 % (CI50).

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Protocole

Toutes les expériences sur les animaux ont été menées en stricte conformité avec les directives éthiques et ont été approuvées par le Comité d’éthique sur l’utilisation des animaux de l’Institut des sciences biomédicales de l’Université de São Paulo (CEUA-ICB/USP). Les animaux ont été logés et entretenus dans le respect des normes établies par ce comité. Les expériences impliquant des parasites Plasmodium génétiquement modifiés, ainsi que leur stockage cryoconservé à -80 °C, ont été menées dans le respect de la réglementation établie par le Comité institutionnel de biosécurité de l’Institut des sciences biomédicales de l’Université de São Paulo (CIBio-ICB/USP). Au total, trois souris femelles BALB/c, âgées de 3 à 5 semaines, ont été utilisées dans cette étude - deux infectées et une non infectée.

1. Matériaux et réactifs

  1. Préparez le milieu d’ookinète en complétant RPMI 1640 avec 0,025 M HEPES, de la pénicilline-streptomycine-néomycine (PSN), 50 mg/L d’hypoxanthine et 100 μM d’acide xanthurénique. Ajustez le pH à 8,3, 8,16.
  2. Préparez la solution de travail pour l’essai de luminescence en mélangeant 1 volume de substrat avec 50 volumes du tampon de lyse fourni dans le système d’essai de luciférase.
  3. Réglez un incubateur à 21 °C.

2. Infection et prélèvement de sang parasité

  1. Infecter deux souris BALB/c femelles (âgées de 4 à 6 semaines) avec 150 μL de souche Ookluc cryoconservée par injection intrapéritonéale (jour 0).
    REMARQUE : Dans ce protocole, nous recommandons l’utilisation des souris BALB/c en raison de leur disponibilité immédiate et de leur utilisation répandue dans les animaleries. Cependant, toute souche de souris de type sauvage sensible à l’infection à P. berghei et favorisant la gamétocytogenèse devrait être adaptée à l’utilisation.
  2. À partir du jour 3, évaluer la parasitémie et la gamétocytémie par examen microscopique des frottis sanguins colorés à Giemsa.
  3. Lorsque la parasitémie et la gamétocytémie atteignent environ 5 % et 0,5 %, respectivement (généralement au jour 4), prélevez du sang par ponction cardiaque à l’aide de seringues héparinées et accumulez le sang des deux souris infectées.
    REMARQUE : Bien qu’il s’agisse d’une lignée transgénique de P. berghei, sa croissance et son profil de gamétocytémie sont similaires à ceux observés dans la souche ANKA. Dans ce contexte, la proportion de gamétocytes par rapport à la parasitémie totale est environ 10 fois plus faible.
    REMARQUE : Idéalement, la plaque composée (voir ci-dessous) est préparée avant le prélèvement du sang parasité, de sorte que le sang est pipeté sur la plaque immédiatement après le prélèvement. Si le sang de souris doit être prélevé dans une autre pièce ou s’il ne peut pas être immédiatement pipeté sur la plaque composée pour toute autre raison, le sang prélevé doit être conservé à 37 °C pendant 30 minutes au maximum.

3. Essai de conversion - criblage sur plaques de 96 puits

REMARQUE : Pour garantir des résultats cohérents, l’expérience entière doit être répétée trois fois à des jours différents pour confirmer les résultats.

  1. Préparez les échantillons de composés en utilisant un milieu d’ookinete comme diluant (une concentration finale de 10 μM). Diluer le composé à 1 mM et préparer les échantillons de travail en diluant le 1 mM 1:100 v :v dans le milieu Ookinete. Pour un essai en double, préparer un volume final de 200 μL d’échantillon de travail.
  2. Si le composé est dilué dans un solvant autre que l’eau, inclure un échantillon témoin contenant le solvant dilué dans un milieu ookinète dans la même proportion que dans l’échantillon d’essai pour s’assurer que toute inhibition observée est attribuable au composé et non au solvant.
    REMARQUE : À titre d’exemple, nous allons passer au crible 90 composés.
  3. À l’aide de deux plaques à 96 puits, placer 80 μL des échantillons dans chaque puits, comme suit et illustré à la figure 1, en double (deux plaques) : Contrôle positif : 80 μL de milieu ookinète ; Contrôle négatif : 80 μL de milieu d’ookinète ; Contrôle du solvant : 80 μL de milieu d’ookinete avec 1 % de DMSO ; Echantillons : 80 μL de 10 μM de chaque composé dans un milieu ookinète.

figure-protocol-1
Figure 1 : Représentation schématique d’une disposition de plaque à 96 puits conçue pour le criblage composé. La disposition des plaques comprend un témoin positif (C+), un témoin négatif (C-), un témoin plus solvant de dilution (C+S) et 90 composés d’essai (S1-S90). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

  1. Ajouter 4 μL de sang de souris parasité dans chaque puits de la plaque à 96 puits selon un rapport v :v de 1:20, sauf pour le témoin négatif (C-). Homogénéiser doucement par pipetage.
    REMARQUE : En tenant compte des pertes, nous calculons le besoin de ~400 μL de sang parasité pour chaque plaque.
  2. Pour le contrôle négatif, ajoutez du sang de souris non infectée dans un rapport de 1:20 (v :v, sang :échantillon). Homogénéiser doucement.
  3. Incuber à 21 °C pendant 6 h ou 24 h.
    REMARQUE : l’activité de nLuc est détectable après 6 h d’incubation et atteint son maximum à 24 h après le test8. Le test n’est pas capable d’identifier les composés ayant une activité après la formation du zygote, comme les composés qui inhibent la morphogenèse des ookinètes, car les zygotes formés accumuleront nLuc indépendamment de la complétion de la morphogenèse. Par conséquent, une incubation de 6 heures est suffisante pour détecter tous les composés qui bloqueront l’activité de nLuc en inhibant la gamétogenèse, la recombinaison sexuelle ou la cytotoxicité précoce. Cependant, nous privilégions normalement les incubations de 24 h pour avoir des signaux plus forts et un meilleur rapport signal/bruit.

4. Dosage de la luminescence

  1. Après la période d’incubation, homogénéisez les échantillons en pipetant de haut en bas pour assurer un mélange complet du milieu sanguin.
  2. Préparez le mélange tampon de lyse/substrat de luciférase immédiatement avant l’utilisation dans un rapport de 1:50 (v :v, substrat :tampon de lyse).
  3. Mélangez le mélange de substrat avec des échantillons dans un rapport de 1:1 (v :v), en veillant à ce que le mélange soit doux pour éviter les bulles. Incuber à 37 °C pendant 3 à 5 min.
    REMARQUE : Dans cet exemple, nous avons ajouté 84 μL de tampon substrat :lyse à chaque puits.
  4. Transférez les échantillons sur une plaque blanche à fond plat de 96 puits. Mesurez la luminescence à l’aide d’un lecteur de plaques. Utilisez la configuration des paramètres suivante : filtre d’émission : lentille ; temps d’intervalle de mesure : 1 s par puits.

5. Analyse des données - dépistage

  1. Après le test de luminescence, notez les données brutes qui apparaissent (Figure 2).
    REMARQUE : Les unités de lumière relatives (RLU) obtenues dépendent du luminomètre utilisé. Dans notre cas, les valeurs RLU pour le témoin positif variaient de 10 000 à 500 000 dans un essai d’incubation de 24 heures. Des temps d’incubation plus courts (6 h) entraîneront des valeurs RLU plus faibles.

figure-protocol-2
Figure 2 : Résultats obtenus à partir d’une lecture simulée d’un test de conversion pour le criblage de composés. L’image montre des lectures de luminescence simulées à partir d’un test effectué après la conversion d’ookinètes en présence d’un panel de 90 composés. Des valeurs d’unité de lumière relative plus faibles indiquent une formation réduite d’ookinète. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

  1. À l’aide d’une feuille de calcul, calculez la moyenne de chaque mesure à l’aide de la formule ci-dessous. Remplacez XX par l’adresse de la première cellule de mesure et YY par l’adresse de la deuxième cellule de mesure. Répétez la formule pour tous les échantillons.
    =(MOYENNE(XX :YY)
  2. Convertissez les données en % d’inhibition pour une meilleure analyse des résultats. Dans la feuille de calcul, utilisez la formule ci-dessous. Remplacez A par la valeur RLU de l’échantillon et B par la valeur RLU de contrôle. Répétez la formule pour tous les composés testés :
    = 1 - (A/B) x 100
    REMARQUE : Les données apparaîtront comme indiqué à la figure 3.

figure-protocol-3
Figure 3 : Résultats obtenus à partir d’une lecture simulée d’un test de conversion pour le criblage de composés représentés en % d’inhibition pour chaque composé. Pourcentage d’inhibition de la conversion pour chaque composé testé, calculé comme décrit ci-dessus. Les carrés mis en évidence indiquent les composés qui favorisent une inhibition de la conversion de plus de 95 %. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

  1. Identifiez les composés qui présentent une inhibition supérieure à 95 %.
    REMARQUE : Ces composés présentent une activité élevée contre les stades sexuels à une concentration de 10 μM. Dans notre exemple, nous avons trouvé cinq composés à forte activité contre les stades sexuels.
  2. Pour les composés identifiés, effectuer une détermination IC50 comme décrit ci-dessous.

6. Essai de conversion - détermination de IC 50

  1. Infectez les souris avec Ookluc et collectez du sang parasité, comme décrit dans la rubrique 2.
  2. Préparez les échantillons en utilisant un milieu d’ookinete comme diluant. Utiliser une concentration initiale à laquelle une inhibition de 100 % de la conversion par le composé est observée.
    REMARQUE : Étant donné que les composés actifs ont été identifiés dans un crible avec une concentration de 10 μM, nous utilisons 20 μM comme concentration initiale pour la première courbe dose-réponse. Pour obtenir une courbe dose-réponse précise, il est important que votre test comprenne des concentrations initiales qui entraînent une inhibition de 100 % de la conversion et des concentrations finales qui conduisent à une inhibition de 0 %. Cette approche garantit un calcul précis de l’IC50 . La première courbe dose-réponse informera les concentrations les plus faibles du composé avec une inhibition de ~100 %. Dans ce protocole, nous utiliserons comme exemple PyAz90, récemment identifié à l’aide d’Ookluc13.
  3. Dans une plaque à 96 puits, ajouter en trois exemplaires (voir figure 4) : Contrôle positif (C+) : 80 μL de milieu d’ookinète ; Contrôle négatif (C-) : 80 μL de milieu d’ookinète ; Première dilution de l’échantillon (Cpd D1) : 160 μL de composé à une concentration initiale dans un milieu d’ookinète qui entraîne une inhibition de 100 % de la conversion ; Puits D2 à D12 : 80 μL de milieu ookinète.
  4. Faites des dilutions en série en deux en pipetant 80 μL du puits D1 dans D2, homogénéisez et pipetez 80 μL du puits D2 dans D3 et ainsi de suite. Assurez-vous que tous les puits ont un volume total de 80 μL, alors jetez les derniers 80 μL retirés du puits D12.
    REMARQUE : Effectuer l’expérience avec au moins trois répétitions pour tous les échantillons, comme indiqué à la figure 4. Pour garantir la fiabilité et la reproductibilité de vos résultats, l’ensemble de l’expérience doit être répété sur trois jours distincts en utilisant à chaque fois des animaux nouvellement infectés.
    REMARQUE : Si dans le premier tamis, les résultats ne montrent aucun impact du solvant dans la conversion, il n’est pas nécessaire d’inclure ces contrôles dans les dilutions en série. Sinon, les dilutions en série du solvant doivent également être incluses.

figure-protocol-4
Figure 4 : Disposition de la plaque à 96 puits conçue pour la détermination de l’IC50 composé. La disposition des plaques comprend des dilutions de contrôle positif (C+), de contrôle négatif (C-) et de composés (Cpd) (D1 à D12). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

  1. Ajoutez du sang de souris parasité à la plaque de 96 puits à une vitesse de 1:20 v :v. Homogénéiser doucement par pipetage.
    REMARQUE : Un total de 4 μL de sang parasité sera ajouté à chaque puits, à l’exception du témoin négatif (C-). En tenant compte des pertes, nous calculons le besoin de ~200 μL de sang parasité pour chaque composé à tester.
  2. Dans les puits de contrôle négatif, ajoutez du sang de souris non infectées dans un rapport de 1:20 (v :v, sang :échantillon). Homogénéiser doucement.
  3. Incuber à 21 °C pendant 6 h ou 24 h.
  4. Effectuez le test de luminescence, comme décrit dans la section 4.

7. Analyse des données - Détermination de l’IC 50

REMARQUE : La CI50 est définie comme la concentration d’un composé nécessaire pour inhiber 50 % de l’activité biologique/inhibition. Dans ce test, l’inhibition fait référence à la réduction de la conversion de l’ookinète. Les données sont représentées sous la forme d’une courbe dose-réponse sigmoïdale, où l’axe des X représente la concentration du composé (transformée en logarithm) et l’axe des Y représente le % d’inhibition.

  1. Calculer le % d’inhibition comme décrit à l’étape 5.3 de la section 5.
  2. Ouvrez le logiciel et créez une table XY.
  3. Définissez les options de l’axe Y sur Entrez 3 valeurs de réplication dans des sous-colonnes côte à côte.
  4. Collez les données, X représentant la concentration du composé et Y représentant le % d’inhibition (figure 5A).
  5. Dans la barre de menus, cliquez sur Analyser et sélectionnez Régression non linéaire (ajustement de la courbe), puis Courbes dose-réponse - Inhibition et [inhibiteur] vs. réponse normalisée - pente variable ; cliquez sur OK.
  6. Dans le panneau de gauche, observez la courbe dose-réponse des données. Appliquez la personnalisation souhaitée, telle que les changements de couleur et les formats de points.
  7. Localisez le tableau d’ajustement de Nonlin pour trouver la CI50 calculée et l’intervalle de confiance à 95 % (IC à 95 %) (Figure 5B).

figure-protocol-5
Figure 5 : Courbe dose-réponse de PyAz90. Le % d’inhibition a été mesuré en fonction de la concentration de PyAz90 (μM) sur une échelle logarithmique. La courbe sigmoïdale représente les données ajustées utilisées pour déterminer la CI50, qui était de 0,013 μM (intervalle de confiance à 95 % : 0,012-0,014 μM). Les points de données représentent la moyenne ± l’erreur-type de la moyenne des répétitions expérimentales. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Résultats

La génération de parasites Ookluc permet d’évaluer de nouveaux médicaments candidats contre la tuberculose dans une perspective non offerte par les tests existants, en particulier dans l’évaluation des effets des composés sur l’activation des gamètes, la fécondation et la formation de zygotes8. Les figures 2 et 3 illustrent la capacité de la méthode à cribler un p...

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Discussion

La plupart des méthodes HTS utilisées pour développer de nouveaux composés de la tuberculose se concentrent sur l’inhibition de la gamétocytogenèse ou l’activité gamétocytocide. À ce jour, seuls deux modèles de P. berghei ont été développés qui permettent d’évaluer la fonction des gamétocytes, la gamétogenèse, la formation des zygotes et la morphogenèse des ookinètes5.

L’un de ces modèles est similaire à Ookluc, car il...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Ce projet a été soutenu par des subventions de la Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São Paulo (FAPESP 2021/06769-0) et de l’Instituto Serrapilheira (subvention G-1709-16618).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Sulfoxyde de diméthyle (DMSO)Sigma-AldrichD8418
GraphPad Prism version 10.0.0 pour WindowsGraphPad Software, Boston, Massachusetts, États-Unis
Sel d’héparine sodique de la muqueuse intestinale porcineSigma-AldrichN° H3393
HEPES (1 M)Thermo Scientific15630106
HypoxanthineSigma-AldrichN° H9636
Souris------Souris femelles BALB/c, âgées de 3 à 5 semaines
Système de dosage de la luciférase Nano-GloPromegaN1110
Pénicilline et moins ; Streptomycine et moins ; Solution de néomycine stabiliséeSigma-AldrichRéf. P4083
Lecteur de microplaques POLARStar OmegaBMG Labtech----
RPMI 1640 Moyen, Supplément GlutaMAXThermo Scientific61870036
Acide xanthuréniqueSigma-AldrichD120804

Références

  1. World malaria report 2024: addressing inequity in the global malaria response. , World Health Organization. https://www.who.int/teams/global-malaria-programme/reports/world-malaria-report-2024 (2025).
  2. Miller, L. H., Ackerman, H. C., Su, X., Wellems, T. E. Malaria biology and disease pathogenesis: insights for new treatments. Nature Med. 19 (2), 156-167 (2013).
  3. Tsoumani, M. E., Voyiatzaki, C., Efstathiou, A. Malaria Vaccines: From the Past towards the mRNA Vaccine Era. Vaccines. 11 (9), 1452(2023).
  4. Ménard, R., et al. Looking under the skin: the first steps in malarial infection and immunity. Nature Rev. Microbiol. 11 (10), 701-712 (2013).
  5. Appetecchia, F., et al. Transmission-blocking strategies for malaria eradication: Recent advances in small-molecule drug development. Pharmaceuticals. 17 (7), 962(2024).
  6. Baniecki, M. L., Wirth, D. F., Clardy, J. High-throughput Plasmodium falciparum growth assay for malaria drug discovery. Antimicrob Agents Chemother. 51 (2), 716-723 (2007).
  7. Delves, M., et al. The activities of current antimalarial drugs on the life cycle stages of Plasmodium: A comparative study with human and rodent parasites. PLoS Med. 9 (2), e1001169(2012).
  8. Calit, J., et al. Screening the pathogen box for molecules active against Plasmodium sexual stages using a new nanoluciferase-based transgenic line of P. berghei identifies transmission-blocking compounds. Antimicrob Agents Chemother. 62 (11), e01053-e01118 (2018).
  9. Calit, J., et al. Novel transmission-blocking antimalarials identified by high-throughput screening of Plasmodium berghei Ookluc. Antimicrob Agents Chemother. 67 (4), e0146522(2023).
  10. Lima, M. N. N., et al. Integrative multi-kinase approach for the identification of potent antiplasmodial hits. Front Chem. 7, 773(2019).
  11. Ferreira, L. T., et al. Computational chemogenomics drug repositioning strategy enables the discovery of epirubicin as a new repurposed hit for Plasmodium falciparum and P. vivax. Antimicrob Agents Chemother. 64 (9), aac.02041-aac.02119 (2020).
  12. Krishnan, K., et al. Torin 2 derivative, NCATS-SM3710, has potent multistage antimalarial activity through inhibition of P. falciparum phosphatidylinositol 4-kinase (Pf ACS Pharmacol). Transl Sci. 3 (5), 948-964 (2020).
  13. Calit, J., et al. Pyrimidine azepine targets the Plasmodium bc1 complex and displays multistage antimalarial activity. JACS Au. 4 (10), 3942-3952 (2024).
  14. Lima, M. N., et al. Chalcones as a basis for computer-aided drug design: Innovative approaches to tackle malaria. Future Med Chem. 11 (20), 2635-2646 (2019).
  15. Ferreira, L. T., et al. A novel 4-aminoquinoline chemotype with multistage antimalarial activity and lack of cross-resistance with PfCRT and PfMDR1 mutants. PLoS Pathog. 20 (10), e1012627(2024).
  16. Blagborough, A. M., et al. Assessing transmission blockade in Plasmodium spp. Methods Mol Biol. 923, 577-600 (2013).
  17. Azevedo, R., et al. Bioluminescence method for in vitro screening of Plasmodium transmission-blocking compounds. Antimicrob Agents Chemother. 61 (6), aac.02699-aac.02616 (2017).
  18. Gaitán, X. A., et al. Characterisation of the merozoite thrombospondin related anonymous protein (MTRAP) of Plasmodium berghei as a transmission-blocking antigen. Mem Inst Oswaldo Cruz. , 119(2024).

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Mots-clés

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