Article de méthode

Suivi in vivo guidé par l’image de cellules progénitrices de l’épithélium pulmonaire distal transplantées pour la fibrose pulmonaire à l’aide de l’imagerie par particules magnétiques

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DOI :

10.3791/68477

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27 juin 2025

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1Precision Health Program, Michigan State University, 2Department of Radiology, College of Human Medicine, Michigan State University, 3Department of Pediatrics and Human Development, Michigan State University, 4Lyman Briggs College, Michigan State University, 5College of Social Science, Michigan State University, 6Department of Chemistry, Hunter College, 7Corewell Health Medical Group, 8Institute for Quantitative Health Science and Engineering (IQ), Michigan State University, 9Department of Biomedical Engineering, College of Engineering, Michigan State University

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

La thérapie cellulaire offre une intervention prometteuse pour la fibrose pulmonaire en utilisant des cellules progénitrices pour réparer les tissus endommagés et améliorer la fonction pulmonaire. Comme l’imagerie joue un rôle central dans le suivi de l’intégration cellulaire, nous décrivons ici le suivi in vivo de la thérapie cellulaire pour la fibrose pulmonaire guidé par l’imagerie par particules magnétiques dans un modèle murin.

Résumé

La fibrose pulmonaire (FP) est une maladie pulmonaire progressive et chronique caractérisée par des lésions épithéliales alvéolaires répétées qui entraînent un dépôt excessif de la matrice extracellulaire, entraînant un épaississement des tissus, des cicatrices et une altération des échanges gazeux, entraînant un dysfonctionnement respiratoire. Aux États-Unis, environ 50 000 nouveaux cas sont signalés chaque année, les patients étant confrontés à des complications graves telles que le pneumothorax, l’hypertension pulmonaire, l’insuffisance respiratoire et un risque accru de cancer du poumon. Les options thérapeutiques actuelles sont limitées en termes d’efficacité et visent principalement à ralentir la progression de la maladie. La thérapie cellulaire est apparue comme une intervention prometteuse, offrant le potentiel de régénérer les tissus pulmonaires endommagés, de moduler l’inflammation et d’améliorer la fonction pulmonaire. Cependant, l’efficacité de ces thérapies dépend en grande partie de la capacité à surveiller la distribution, la survie et l’intégration des cellules transplantées dans les poumons de l’hôte.

L’imagerie par particules magnétiques (MPI) est une nouvelle modalité d’imagerie préclinique non invasive qui utilise des nanoparticules d’oxyde de fer superparamagnétiques (SPION) comme traceurs. MPI offre une sensibilité et une spécificité élevées et aucun signal de fond, ce qui permet un suivi en temps réel et quantitatif des cellules marquées in vivo. Dans cette étude, nous avons étudié l’utilisation de la MPI pour surveiller les cellules progénitrices de l’épithélium pulmonaire distal humain transplantées dans les poumons de souris immunodéprimées. Les cellules ont été marquées avec des concentrations variables de SPION pour optimiser le signal, confirmées par immunomarquage et quantification du fer. Après l’instillation intratrachéale, des scans MPI 2D ont été acquis pour suivre la distribution spatiale des cellules transplantées. L’imagerie longitudinale sur 2 semaines a permis de visualiser l’intégration et la rétention cellulaires dans le tissu pulmonaire. L’instillation réussie a montré des signaux MPI dans les poumons gauche et droit, qui ont diminué (~65 %) au fil du temps. Des souris ont ensuite été sacrifiées pour la validation histologique. Cette étude démontre l’utilité de l’IPM pour le suivi longitudinal non invasif de la thérapie cellulaire dans la fibrose pulmonaire, et s’articule autour des techniques complexes utilisées au cours des procédures.

Introduction

La thérapie cellulaire 1,2 offre un potentiel de régénération, favorisant la réparation des tissus, réduisant l’inflammation et améliorant les résultats dans les maladies chroniques telles que la leucémie et le lymphome 3,4 (cellules souches hématopoïétiques), l’arthrose 5,6 (cellules souches mésenchymateuses), le diabète de type 1 7 (greffe d’îlots), les lésions de la moelle épinière 8,9, les maladies neurodégénératives10,11,12 (cellules souches neurales) et fibrose pulmonaire 13,14,15,16 (cellules progénitrices pulmonaires). Ces thérapies offrent un potentiel important, bien que des défis tels que le rejet immunitaire et l’efficacité à long terme subsistent17,18. La fibrose pulmonaire (FP) est une maladie pulmonaire chronique et progressive caractérisée par une cicatrisation excessive du tissu pulmonaire, entraînant une altération de la fonction pulmonaire19. La thérapie cellulaire pour la FP vise à régénérer les tissus pulmonaires endommagés et à réduire la fibrose en introduisant des cellules régénératives, telles que des cellules souches mésenchymateuses ou des cellules progénitrices pulmonaires distales, dans les poumons affectés20. Les cellules progénitrices distales du poumon, qui comprennent des populations telles que les cellules basales, les cellules alvéolaires de type II, les cellules souches bronchio-alvéolaires et d’autres cellules progénitrices multipotentes, ont la capacité de favoriser la réparation des tissus, de réduire l’inflammation, de régénérer potentiellement les tissus pulmonaires endommagés et d’inverser certaines des lésions pulmonaires tout en rétablissant une fonction pulmonaire normale21. Plusieurs études précliniques et cliniques précoces ont montré que la transplantation de cellules progénitrices pulmonaires dans des poumons fibrotiques peut aider à régénérer les structures alvéolaires, favoriser le remodelage des tissus et réduire l’inflammation 13,22,23. De plus, ces cellules peuvent sécréter divers facteurs de croissance et cytokines qui modulent l’environnement fibreux, favorisant ainsi la réparation. Malgré les résultats encourageants dans l’amélioration de la fonction pulmonaire, il reste des défis à relever pour optimiser l’administration des cellules, notamment l’isolement, l’expansion et l’intégration efficaces de ces cellules dans le tissu pulmonaire endommagé, assurer la sécurité à long terme et prévenir les effets secondaires indésirables. Des recherches continues sont nécessaires pour affiner les protocoles et évaluer l’innocuité et l’efficacité à long terme des thérapies à base de cellules progénitrices pour la fibrose pulmonaire.

La transplantation de cellules dans les poumons pour la fibrose pulmonaire implique plusieurs techniques, chacune conçue pour améliorer l’administration des cellules, la survie et l’intégration dans le tissu pulmonaire endommagé. Les méthodes courantes comprennent l’injection intraveineuse24,25, l’administration endobronchique26,27 et l’instillation intratrachéale 28,29,30,31, chacune présentant des avantages et des défis spécifiques. L’administration intraveineuse de cellules souches est entravée par un guidage pulmonaire sous-optimal, une séquestration dans des organes hors cible, une viabilité post-perfusion limitée et un risque de réponses immunogènes. L’administration endobronchique, bien que plus localisée, est limitée par une distribution cellulaire hétérogène, une occlusion potentielle des voies respiratoires, des réponses inflammatoires et des défis procéduraux au sein de l’architecture pulmonaire fibrotique. De même, l’instillation intratrachéale, bien qu’elle permette un dépôt pulmonaire direct, peut entraîner une dispersion cellulaire incohérente, une pénétration distale pulmonaire inadéquate, une irritation localisée et une variabilité de l’uniformité de la dose entre les compartiments pulmonaires. Bien que toutes ces techniques visent à améliorer la survie, l’intégration et l’efficacité des cellules dans la régénération du tissu pulmonaire, le choix de la technique optimale dépend de facteurs tels que le type de cellules transplantées, le stade de fibrose et l’état de santé général du patient.

Malgré ses défis, l’instillation intratrachéale reste l’une des méthodes les plus couramment utilisées pour délivrer des cellules directement aux poumons, en particulier dans le contexte de la fibrose pulmonaire. Dans cette technique, les cellules sont introduites dans le poumon via un cathéter inséré dans la trachée32. Les cellules sont ensuite déposées dans l’espace alvéolaire, où elles peuvent potentiellement réparer le tissu pulmonaire endommagé. Cette méthode est peu invasive et relativement facile à réaliser par rapport à d’autres approches d’administration comme la perfusion pulmonaire ex vivo . Comme les cellules sont directement déposées dans les poumons, cela peut améliorer les chances d’intégration et de réparation efficaces. Contrairement à l’injection intraveineuse, l’instillation intratrachéale évite la circulation systémique, réduisant ainsi le risque que les cellules soient piégées dans d’autres organes comme le foie ou la rate, ce qui entraîne un effet thérapeutique plus ciblé dans les poumons. Malgré ces avantages, la méthode est toujours confrontée à des défis en termes de distribution et de rétention cellulaires sous-optimales, et de survie dans les poumons, ce qui peut limiter l’efficacité thérapeutique. Des recherches en cours visent à affiner cette approche pour obtenir des résultats cliniques plus efficaces. Les chercheurs peuvent déterminer si l’instillation intratrachéale convient à leurs applications en évaluant plusieurs facteurs. Il s’agit notamment du type de cellules délivrées, de leur capacité à survivre et à s’intégrer dans le tissu pulmonaire, et de la gravité du modèle de la maladie (c’est-à-dire la fibrose pulmonaire).

L’imagerie est un outil indispensable pour suivre les cellules, évaluer leur viabilité, leur distribution et leurs effets, améliorer le suivi de la thérapie cellulaire et optimiser les stratégies de traitement33. Les chercheurs ont évalué l’efficacité de l’administration par imagerie et analyse post-livraison pour suivre la distribution et la rétention des cellules. Diverses techniques telles que la fluorescence, l’imagerie par résonance magnétique (IRM), la tomodensitométrie (TDM), la tomographie par émission de positons (TEP), la tomographie par émission de photons uniques (SPECT) et l’échographie ont été utilisées pour suivre les cellules souches marquées pour la fibrose pulmonaire. Cependant, ils sont confrontés à des limites telles qu’une faible pénétration en profondeur (fluorescence), une faible sensibilité (IRM), une exposition aux rayonnements (CT, PET, SPECT) et une faible résolution (ultrasons)34. Bien que l’optimisation du contraste, de la résolution et de la biocompatibilité de l’imagerie puisse aider à surmonter ces défis dans une certaine mesure, l’exploration de nouvelles techniques d’imagerie peut également s’avérer essentielle pour un suivi précis des cellules souches dans les poumons. Ces dernières années, l’imagerie par particules magnétiques (MPI) est apparue comme une modalité d’imagerie prometteuse, sans rayonnement, qui offre une imagerie quantitative en temps réel à haute sensibilité avec un contraste élevé sans interférence de fond.

MPI utilise des nanoparticules d’oxyde de fer superparamagnétiques (SPION) pour la visualisation directe, et son principe de fonctionnement est basé sur la réponse d’aimantation non linéaire de ces SPION lorsqu’ils sont exposés à un champ magnétique variant dans le temps35,36. Les électroaimants sont utilisés pour créer une région sans champ (FFR), où seules les particules à l’intérieur de cette région présentent une aimantation non linéaire et génèrent un signal lorsqu’elles sont excitées par un champ magnétique oscillant. En revanche, l’aimantation des particules à l’extérieur de ce FFR est saturée, et elles ne participent pas à la production du signal. En déplaçant systématiquement le FFR dans tout le volume d’imagerie, MPI construit des cartes spatiales de la distribution des nanoparticules et des images ultérieures. MPI offre plusieurs avantages par rapport aux modalités d’imagerie traditionnelles37,38. Contrairement à l’IRM ou à la tomodensitométrie, le MPI ne fournit le signal que du traceur, ce qui permet d’obtenir un bruit de fond nul et un contraste exceptionnel. Il offre une imagerie en temps réel avec une résolution temporelle élevée, ce qui le rend idéal pour suivre des processus dynamiques tels que la migration cellulaire ou la perfusion. De plus, le MPI est très sensible, ce qui permet de détecter de petites quantités de SPION sans rayonnement ionisant, contrairement au PET ou à la TDM. De plus, il démontre également une excellente quantification linéaire, permettant une évaluation précise de la concentration du traceur. Dans l’ensemble, MPI combine les forces de la sensibilité, de la sécurité et de la quantification, ce qui en fait un outil puissant pour l’imagerie biomédicale. Le MPI est prometteur pour le suivi des cellules souches dans les poumons, permettant un suivi précis de la migration, de la rétention et des effets thérapeutiques des cellules. Il offre un excellent contraste sans interférence du signal tissulaire, permettant ainsi une localisation précise des cellules souches marquées 39,40,41,42. Les sections suivantes décrivent les protocoles entrepris pour ces études, démontrant l’utilisation de l’instillation intratrachéale pour délivrer les cellules marquées aux poumons de souris et la confirmation par MPI.

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Protocole

Toutes les procédures impliquant des sujets animaux ont été approuvées par le Michigan State University Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) et impliquant des sujets humains ont été approuvées par Corewell Health IRB n° 2017-198. Tous les patients ont fourni un consentement éclairé écrit avant de participer à l’étude.

Des échantillons d’explants de poumons humains provenant de patients atteints de fibrose pulmonaire idiopathique (FPI) subissant une transplantation pulmonaire ont été prélevés auprès de Corewell Health. Avant la procédure de transplantation, tous les patients répondaient aux critères diagnostiques de la fibrose pulmonaire idiopathique (FPI), caractérisée par une hypoxémie, une dyspnée et une réduction du volume pulmonaire43. L’analyse pathologique des tissus prélevés à l’extrémité distale du lobe pulmonaire a confirmé la présence d’une fibrose.

Des souris mâles NOD/SCID ont été achetées à l’âge de 8 semaines et laissées s’acclimater pendant 1 semaine, puis vieillir jusqu’à 12 semaines avant l’intervention.

1. Isolement et expansion des cellules épithéliales des voies respiratoires humaines

  1. Placez l’échantillon pulmonaire explanté sur de la glace pour préserver l’intégrité cellulaire pendant la dissection. Identifier les bronches/grandes voies respiratoires présentes dans l’échantillon ; Les petites voies respiratoires sont situées dans les parties distales de l’échantillon pulmonaire, les plus éloignées des grandes voies respiratoires. À l’aide d’instruments stérilisés, excisez la partie distale de l’échantillon pulmonaire et transformez-le en plus petites portions pour faciliter la digestion des tissus. Rincer l’échantillon dans une solution saline tamponnée au phosphate de Dulbecco (DPBS) pour éliminer l’excès de sang et de liquide, puis digérer le tissu pulmonaire explanté contenant les petites voies respiratoires dans un tampon composé de protéase de Streptomyces griseus, de 1 x pénicilline/streptomycine, de DNase I et de 1 x gentamicine dans un tube de 50 ml. Placez le mouchoir dans un bain-marie à 37 °C pour le balancer pendant environ 4 h, ou jusqu’à ce que le mouchoir soit suffisamment digéré.
  2. Passez le contenu du tube de 50 mL dans une crépine à cellules stériles de 100 μm. Rincez le mouchoir 3 fois avec du DPBS et passez les lavages dans la passoire. Granulez les cellules par centrifugation à 400 × g pendant 5 min, retirez le surnageant et remettez les cellules en suspension dans 1 mL de milieu de culture en pipetant la suspension cellulaire 50x avec une pipette réglée à 500 μL.
  3. Ajouter la suspension cellulaire dans une fiole de culture de75 cm 2 contenant le milieu de croissance épithéliale des voies respiratoires. Cultivez les cellules à 37 °C, 5 % de CO2 pendant environ 2 semaines.

2. Marquage des cellules épithéliales des voies respiratoires avec des nanoparticules (traceur d’oxyde de fer)

  1. Lorsque les cultures épithéliales sont confluentes à 80 %, étiqueter les cellules avec un traceur d’oxyde de fer à une concentration finale de 250 μg/mL. Ajouter le volume approprié de traceur d’oxyde de fer à 10 mL de milieu de culture par fiole de cellules épithéliales et incuber pendant 48 h.
    REMARQUE : Différentes concentrations de traceur d’oxyde de fer (50, 100, 200 et 250 μg/mL) ont été évaluées pour le marquage cellulaire suivi de leurs balayages MPI 2D (figure 1A). La concentration de 250 μg/mL, ainsi que 50 000 cellules pour la transplantation, ont été finalisées pour cette étude.
  2. Après 48 h, lavez les cellules 3x avec du DPBS pour éliminer les nanoparticules en excès.
  3. Détachez les cellules à l’aide d’un réactif de détachement cellulaire et incubez les cellules à 37 °C pendant 15 min, ou jusqu’à ce que les cellules commencent à se détacher de la surface du ballon.
  4. Recueillir les cellules dans un tube de 50 mL contenant 1 mL de sérum fœtal bovin. Rincez le ballon 3 fois avec 5 ml de DPBS et ajoutez les lavages dans le tube de 50 ml contenant les cellules.
  5. Granuler les cellules par centrifugation à 400 × g pendant 5 min. Retirer le surnageant et remettre les cellules en suspension dans 1 mL de milieu de culture en pipetant la suspension cellulaire 50x avec une pipette réglée à 500 μL.
  6. À l’aide d’un hémocytomètre, déterminez la concentration cellulaire et le volume de suspension cellulaire requis pour la transplantation in vivo .
  7. Aliquote 100 μL de la suspension cellulaire et fixation dans 4 % de paraformaldéhyde.

3. Immunomarquage in vitro et microscopie

  1. Chargez l’aliquote de 100 μL de suspension cellulaire dans une cartouche de cytospin contenant une lame et un filtre et faites tourner pendant 5 min à 1 000 tr/min.
  2. Tracez le contour des cellules sur la lame à l’aide d’un stylo hydrophobe.
  3. Lavez les lames pendant 2 x 15 min avec DPBS.
  4. Perméabiliser les cellules sur la lame en incubant avec 0,1 % de Triton X-100 dans du DPBS pendant 5 min à température ambiante.
  5. Lavez les cellules pendant 2 x 2 min avec DPBS.
  6. Bloquer les lames avec 5 % d’albumine sérique bovine (BSA) / 1 % de sérum de chèvre dans DPBS pendant 2 h.
  7. Incuber les lames dans l’anticorps primaire (anti-dextran) dans 2,5 % de BSA / 0,5 % de sérum de chèvre dans le DPBS pendant une nuit à 4 °C.
  8. Retirez l’anticorps primaire et lavez les lames 3 x 5 min dans 1x solution saline Tris-Buffered avec Tween 20 (TBST).
  9. Incuber les lames avec des anticorps secondaires de 1:1 000 dans du sérum de 2,5 % de BSA et 0,5 % de sérum de chèvre dans du DPBS pendant 1 h à température ambiante dans l’obscurité.
  10. Lavez les lames pendant 3 x 5 min avec 1x TBST.
  11. Ajouter un agent de coloration nucléaire, le 4′,6-diamidino-2-phénylindole (DAPI), à la lame à une concentration de 1:1 000 dans DPBS et laisser incuber à température ambiante pendant 5 min.
  12. Lavez les lames 2 x 5 min avec 1x TBST. Retirez l’excédent de 1x TBST de la lame.
  13. Ajoutez un support de montage avec du DAPI et placez une lamelle en verre sur la glissière, en prenant soin d’éviter les bulles d’air.
  14. Une fois la diapositive prise, scellez les bords de la lamelle à l’aide d’un vernis à ongles transparent.
  15. Imagez les lames au microscope confocal.

4. Transplantation cellulaire par instillation intratrachéale

  1. Préparation
    1. Pesez la souris pour calculer la dose de bléomycine (BLM) requise pour chaque souris.
    2. Dans un tube de microcentrifugation de 1,7 mL, préparer la solution de MLB désirée (diluée dans une solution saline stérilisée) dans un volume ne dépassant pas 50 μL.
      REMARQUE : La concentration du médicament variera en fonction des objectifs expérimentaux. Le BLM à 0,6 U/kg a été utilisé pour cette procédure.
    3. Chargez la solution BLM dans une pipette. De plus, préchargez une seringue avec 200 μL d’air pour vous assurer que tout le volume de liquide est expulsé dans la trachée.
      REMARQUE : Après 72 h de traitement BLM, la suspension cellulaire étiquetée sera administrée de la même manière.
    4. À l’aide du nombre de cellules obtenu à l’étape 2.6, on calcule le volume de suspension cellulaire contenant 50 000 cellules à administrer.
    5. Anesthésier la souris en la plaçant dans une boîte d’induction reliée à l’unité d’anesthésie fournissant de l’isoflurane (2,5-3 %) jusqu’à ce qu’il soit sédatif.
      REMARQUE : Les souris sont anesthésiées deux fois pendant toute la procédure : (1) le jour de l’administration de BLM et (2) le jour de l’instillation intratrachéale de cellules, soit 72 h après la dose de BLM.
    6. Installez le kit d’intubation de lumière par fibre comme illustré à la figure 2A avec la sonde à fibre optique passant à travers le laryngoscope et le cathéter.
      REMARQUE : L’extrémité éclairée de la fibre doit être placée juste à l’extérieur (1-2 mm) du tube du cathéter.
  2. Instillation intratrachéale
    1. Confirmez l’anesthésie en vérifiant le réflexe de la pédale en pinçant l’orteil dans l’une des pattes arrière. Une fois qu’une anesthésie adéquate est confirmée, suspendre la souris par ses incisives en position couchée sur un support d’intubation de rongeur incliné (figure 2B-D).
    2. À l’aide d’une pince à bout émoussé, saisissez soigneusement la langue et, dans un mouvement vers le haut et vers la gauche, positionnez la langue de manière à obtenir une visualisation adéquate du larynx.
    3. Allumez la sonde à fibre optique et entrez dans la bouche pour vous approcher de la trachée. Utilisez la loupe du laryngoscope pour une meilleure visualisation du larynx et localisez les cordes vocales à l’ouverture trachéale.
    4. Insérez le cathéter dans l’ouverture trachéale et détachez très soigneusement le laryngoscope et retirez-le. Placez une minuscule gouttelette de solution saline (20 μL) à l’extrémité supérieure du cathéter.
      REMARQUE : Le niveau de liquide se déplacera de haut en bas, aligné avec la fréquence respiratoire de la souris. Cela confirmera le placement du cathéter dans la trachée et non par erreur dans l’œsophage.
    5. Fixez une seringue avec 200 μL d’air préchargé et poussez la gouttelette à l’intérieur. Placez la suspension cellulaire (≤50 μL) dans le cathéter et instillez-la à l’aide de la seringue chargée d’air comme précédemment.
    6. Pour éviter que le liquide instillé ne s’échappe de la trachée, laissez le cathéter en place pendant 5 à 7 s. Ensuite, retirez doucement le cathéter.
    7. Maintenez la souris dans la même position sur le support d’intubation pendant au moins 30 s.
    8. Retirez la souris et placez-la dans une cage de récupération posée sur un coussin chauffant. Surveiller jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli de l’anesthésie.

5. Imagerie par magnétoscopie

  1. Anesthésie la souris en la plaçant dans une boîte à induction reliée à l’unité d’anesthésie fournissant de l’isoflurane (2-2,5 %) jusqu’à ce qu’elle soit sédative.
  2. Installez le lit de la souris dans un scanner MPI avec la ligne d’anesthésie passant sous le lit par des connexions appropriées.
  3. Pendant que la souris est mise sous sédation, préparez le scanner MPI pour l’imagerie. Démarrez le logiciel lié et définissez un nom de dossier dans le projet et le numérissage dans le domaine du nom de l’examen pour l’identification, puis définissez les paramètres de numérisation en fonction des besoins. Pour suivre cette procédure, utilisez les paramètres de numérisation suivants : Type de numérisation : Numérisation 2D ; Mode de balayage : Standard ; Canaux de transmission : Multicanaux (isotrope) ; Moyennes par projection : 2.
  4. Vérifiez l’anesthésie comme décrit à l’étape 4.2.1. Placez solidement la souris sur le lit MPI comme illustré à la Figure 2E.
    REMARQUE : Assurez-vous que le museau est correctement aligné avec le cône nasal intégré du lit pour un bon maintien de l’anesthésie pendant l’examen.
    ATTENTION : Une anesthésie insuffisante pendant l’examen peut provoquer le réveil de la souris pendant l’examen.
  5. Une fois la souris placée dans le scanner, poussez le lit à l’intérieur de l’alésage et cliquez sur Démarrer l’analyse.
  6. Une fois l’analyse terminée, retirez la souris du lit MPI et placez-la dans une cage de récupération placée sur un coussin chauffant. Surveiller jusqu’à ce qu’il soit complètement rétabli de l’anesthésie.
  7. Analysez les images à l’aide d’un logiciel d’analyse d’images.

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Résultats

L’étude pilote a été entreprise avec six souris. Parmi celles-ci, une seule souris est morte avant la fin de l’étude, au 10e jour. Les intensités du signal MPI 2D pour différentes concentrations de marquage ont été évaluées en fonction du nombre de cellules (Figure 1A). Il a été observé que l’intensité du signal était directement proportionnelle à la concentration du traceur d’oxyde de fer. Par conséquent, la concentration de 250 μg/mL a été considérée comme...

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Discussion

L’instillation intratrachéale chez la souris est une technique précise pour délivrer des substances directement dans les poumons. Une attention particulière est requise lors de plusieurs étapes critiques tout au long de cette procédure. En commençant par assurer une profondeur d’anesthésie appropriée pour éviter l’inconfort et les mouvements, et en positionnant la souris en décubitus dorsal avec le cou étendu pour aligner les voies respiratoires afin d’obtenir un accès dégagé à l’ouvertu...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Le financement de cette étude a été fourni en partie par la subvention R01HL153165-01A1 à X.P.L. et R21AI159928-01 à P.W.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1.7 mL microcentrifuge tubeDOT ScientificRN1700-GMTPour le prélèvement cellulaire et la préparation des dilutions BLM
Anti-Dextran antibdoySTEMCELL Technologies60026Anticorps primaire
BD Luer-Lok SyringeBecton, Dickinson309628Pour les injections d'air pendant l'instillation intratrachéale
Cytospin 3Thermo Shandon74010121GB
DNase IMillipore-Sigma10104159001
Dulbecco's phosphate-buffered saline (DPBS -/-) Gibco14190250
Fetal Bovine Serum ThermoFisher ScientificA5670701
Gentamicin Gibco15750060
Goat anti-Mouse IgG (H+L) Cross-Adsorbed Secondary Antibody, Alexa Fluor® 568ThermoFisher ScientificA-11004Anticorps secondaire
Goat SerumMillipore-SigmaG9023
IsofluraneCovetrus11695067772Anesthésie gazeuse
Isoflurane vaporizerSOMNI ScientificVS6002Appareil d'anesthésie
MomentumMagnetic Insight IncScanner d'imagerie par particules magnétiques (MPI) préclinique
Mouse intubation kitOHANOhan-201Kit d'intubation complet avec tous les accessoires nécessaires
NOD/SCID MiceJackson LaboratoryRRID:IMSR_JAX:001303Modèle de souris immunodéprimé
Penicillin/Streptomycin Gibco15140122
PneumaCult-Ex Plus Medium STEMCELL Technologies5040
ProLong Diamond Antifade Mountant with DAPI InvitrogenP36962Médium de montage pour lames immunomarquées
Protease from Streptomyces griseus Millipore-SigmaP5147
Surgical kitPince à bout rond utilisée pour tenir la langue de la souris
Tris-Buffered Saline with Tween20 (TBST)ThermoFisher Scientific28360
TrypLE Express Enzyme ThermoFisher Scientific12604021
VivoTrax PlusMagnetic InsightMIVTP01Traceur d'oxyde de fer pour le marquage cellulaire in vitro et MPI subséquent

Références

  1. Biehl, J. K., Russell, B. Introduction to Stem Cell Therapy. J Cardiovasc Nurs. 24 (2), 98-103 (2009).
  2. Herberts, C. A., Kwa, M. S. G., Hermsen, H. P. H. Risk factors in the development of stem cell therapy. J Transl Med. 9 (1), 29(2011).
  3. Bair, S. M., Brandstadter, J. D., Ayers, E. C., Stadtmauer, E. A. Hematopoietic stem cell transplantation for blood cancers in the era of precision medicine and immunotherapy. Cancer. 126 (9), 1837-1855 (2020).
  4. Xuan, L., Liu, Q. Maintenance therapy in acute myeloid leukemia after allogeneic hematopoietic stem cell transplantation. J Hematol Oncol. 14 (1), 4(2021).
  5. Zhu, C., Wu, W., Qu, X. Mesenchymal stem cells in osteoarthritis therapy: a review. Am J Transl Res. 13 (2), 448-461 (2021).
  6. Giorgino, R., et al. Knee osteoarthritis: Epidemiology, pathogenesis, and mesenchymal stem cells: What else is new? An update. Int J Mol Sci. 24 (7), 6405(2023).
  7. Jeyagaran, A., et al. Type 1 diabetes and engineering enhanced islet transplantation. Adv Drug Deliv Rev. 189, 114481(2022).
  8. Shinozaki, M., Nagoshi, N., Nakamura, M., Okano, H. Mechanisms of stem cell therapy in spinal cord injuries. Cells. 10 (10), 2676(2021).
  9. Zipser, C. M., et al. Cell-based and stem-cell-based treatments for spinal cord injury: evidence from clinical trials. Lancet Neurol. 21 (7), 659-670 (2022).
  10. Kim, S. W., et al. Neural stem cells derived from human midbrain organoids as a stable source for treating Parkinson's disease: Midbrain organoid-NSCs (Og-NSC) as a stable source for PD treatment. Prog Neurobiol. 204, 102086(2021).
  11. Nie, L., et al. Directional induction of neural stem cells, a new therapy for neurodegenerative diseases and ischemic stroke. Cell Death Discov. 9 (1), 215(2023).
  12. Yue, C., Feng, S., Chen, Y., Jing, N. The therapeutic prospects and challenges of human neural stem cells for the treatment of Alzheimer's Disease. Cell Regen. 11 (1), 28(2022).
  13. Kim, J. -H., et al. Human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids for modeling pulmonary fibrosis and drug testing. Cell Death Discov. 7 (1), 48(2021).
  14. Cheng, W., Zeng, Y., Wang, D. Stem cell-based therapy for pulmonary fibrosis. Stem Cell Res Ther. 13 (1), 492(2022).
  15. Milman Krentsis, I., et al. Lung cell transplantation for pulmonary fibrosis. Sci Adv. 10 (34), eadk2524(2024).
  16. Suezawa, T., et al. Disease modeling of pulmonary fibrosis using human pluripotent stem cell-derived alveolar organoids. Stem Cell Rep. 16 (12), 2973-2987 (2021).
  17. Madrid, M., Sumen, C., Aivio, S., Saklayen, N. Autologous induced pluripotent stem cell-based cell therapies: Promise, progress, and challenges. Curr Protoc. 1 (3), e88(2021).
  18. Balistreri, C. R., et al. Stem cell therapy: old challenges and new solutions. Mol Biol Rep. 47 (4), 3117-3131 (2020).
  19. Richeldi, L., Collard, H. R., Jones, M. G. Idiopathic pulmonary fibrosis. Lancet. 389 (10082), 1941-1952 (2017).
  20. Tzouvelekis, A., Antoniadis, A., Bouros, D. Stem cell therapy in pulmonary fibrosis. Curr Opin Pulm Med. 17 (5), 368-373 (2011).
  21. Rawlins, E. L. Lung epithelial progenitor cells. Proc Am Thorac Soc. 5 (6), 675-681 (2008).
  22. Han, M. -M., et al. Nanoengineered mesenchymal stem cell therapy for pulmonary fibrosis in young and aged mice. Sci Adv. 9 (29), eadg5358(2023).
  23. Averyanov, A., et al. First-in-human high-cumulative-dose stem cell therapy in idiopathic pulmonary fibrosis with rapid lung function decline. Stem Cells Transl Med. 9 (1), 6-16 (2019).
  24. Glassberg, M. K., et al. Allogeneic human mesenchymal stem cells in patients with idiopathic pulmonary fibrosis via intravenous delivery (AETHER): A phase I safety clinical trial. Chest. 151 (5), 971-981 (2017).
  25. Zhao, X., et al. Adipose-derived mesenchymal stem cell therapy for reverse bleomycin-induced experimental pulmonary fibrosis. Sci Rep. 13 (1), 13183(2023).
  26. Tzouvelekis, A., et al. A prospective, non-randomized, no placebo-controlled, phase Ib clinical trial to study the safety of the adipose derived stromal cells-stromal vascular fraction in idiopathic pulmonary fibrosis. J Transl Med. 11 (1), 171(2013).
  27. Tzouvelekis, A., et al. Stem cell therapy for idiopathic pulmonary fibrosis: a protocol proposal. J Transl Med. 9 (1), 182(2011).
  28. Choi, S. M., et al. Classical monocyte-derived macrophages as therapeutic targets of umbilical cord mesenchymal stem cells: comparison of intratracheal and intravenous administration in a mouse model of pulmonary fibrosis. Respir Res. 24 (1), 68(2023).
  29. Llontop, P., et al. Airway transplantation of adipose stem cells protects against bleomycin-induced pulmonary fibrosis. J Investig Med. 66 (4), 739-746 (2018).
  30. Gad, E. S., et al. The anti-fibrotic and anti-inflammatory potential of bone marrow-derived mesenchymal stem cells and nintedanib in bleomycin-induced lung fibrosis in rats. Inflammation. 43 (1), 123-134 (2020).
  31. Aal Porzionato,, et al. Intratracheal administration of mesenchymal stem cell-derived extracellular vesicles reduces lung injuries in a chronic rat model of bronchopulmonary dysplasia. Am Jl Physiol Lung Cell Mol Physiol. 320 (5), L688-L704 (2021).
  32. Ortiz-Muñoz, G., Looney, M. R. Non-invasive Intratracheal Instillation in Mice. Bio Protoc. 5 (12), e1504(2015).
  33. Srinivas, M., et al. Imaging of cellular therapies. Adv Drug Deliv Rev. 62 (11), 1080-1093 (2010).
  34. Li, Z., Tong, L., Zhao, H., He, Z. Medical Imaging in Clinical Practice. Erondu, F. O. , IntechOpen. (2013).
  35. Knopp, T., Gdaniec, N., Möddel, M. Magnetic particle imaging: from proof of principle to preclinical applications. Phys Med Biol. 62 (14), R124-R178 (2017).
  36. Borgert, J., et al. Fundamentals and applications of magnetic particle imaging. J Cardiovasc Computed Tomogr. 6 (3), 149-153 (2012).
  37. Mohapatra, J., et al. Principles and applications of magnetic nanomaterials in magnetically guided bioimaging. Mater Today Phys. 32, 101003(2023).
  38. Pablico-Lansigan, M. H., Situ, S. F., Samia, A. C. S. Magnetic particle imaging: advancements and perspectives for real-time in vivo monitoring and image-guided therapy. Nanoscale. 5 (10), 4040-4055 (2013).
  39. Bulte, J. W. M., et al. Quantitative "hot-spot" imaging of transplanted stem cells using superparamagnetic tracers and magnetic particle imaging. Tomography. 1 (2), 91-97 (2015).
  40. Lemaster, J. E., Chen, F., Kim, T., Hariri, A., Jokerst, J. V. Development of a trimodal contrast agent for acoustic and magnetic particle imaging of stem cells. ACS Appl Nano Mater. 1 (3), 1321-1331 (2018).
  41. Shalaby, N., et al. Complementary early-phase magnetic particle imaging and late-phase positron emission tomography reporter imaging of mesenchymal stem cells in vivo. Nanoscale. 15 (7), 3408-3418 (2023).
  42. Wang, Q., et al. Artificially engineered cubic iron oxide nanoparticle as a high-performance magnetic particle imaging tracer for stem cell tracking. ACS Nano. 14 (2), 2053-2062 (2020).
  43. Li, X., et al. Extravascular sources of lung angiotensin peptide synthesis in idiopathic pulmonary fibrosis. Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 291 (5), L887-L895 (2006).

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