Article de méthode

Analyse comportementale de la dysfonction locomotrice chez Drosophila melanogaster comme lecture de la neurotoxicité

DOI :

10.3791/68517

⸱

18 juillet 2025

 ,  ,  ,  , 
1Center of Biotechnology of Azores (CBA), University of the Azores, 2Mesosystem Investigação & Investimentos by Spinpark

Dans cet article

Résumé

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Le protocole présente une méthode à haut débit et rentable pour évaluer la neurotoxicité chez la mouche des fruits grâce à la quantification de la dysfonction locomotrice comme alternative aux modèles traditionnels de mammifères. Il vise à évaluer les effets neurotoxiques de composés pharmaceutiques, d’agents environnementaux ou de modifications génétiques à l’aide d’un modèle sensible, reproductible et éthiquement favorable.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Ce protocole présente une méthode à haut débit et rentable pour évaluer la neurotoxicité chez la mouche des fruits (Drosophila melanogaster) en quantifiant la dysfonction locomotrice. Les modèles traditionnels de mammifères, bien qu’efficaces, nécessitent beaucoup de ressources et sont soumis à des contraintes éthiques, ce qui souligne la nécessité de modèles alternatifs in vivo . La présente approche intègre le test d’escalade classique avec une plateforme de surveillance en temps réel pour capturer les déficiences motrices chez les mouches individuelles. Ce système combiné améliore la sensibilité, l’automatisation et la reproductibilité, fournissant une stratégie évolutive pour le dépistage neurotoxicologique. Les étapes procédurales critiques comprennent des conditions d’élevage normalisées, une anesthésie et une manipulation minutieuses pour minimiser la mortalité des mouches ou les modifications du comportement, et un étalonnage approprié du système. L’alimentation par microcapillaires permet l’intégration facultative de la quantification de l’ingestion, complétant l’analyse locomotrice et permettant l’évaluation de l’apport en composés si nécessaire. La méthode prend en charge la surveillance comportementale en temps réel et à long terme, réduit le biais de l’observateur et permet une évaluation quotidienne des progrès sans interrompre l’expérience. Les tests de préférence pour la lumière peuvent être intégrés à l’aide de mesures directes. La plate-forme offre des avantages significatifs en termes de résolution comportementale, de débit et de cohérence des données. Bien qu’il ne dispose pas des capacités de fluorescence en temps réel que l’on trouve dans certains systèmes alternatifs, il reste très efficace pour le dépistage comportemental à grande échelle. Ce protocole est particulièrement précieux pour les laboratoires qui souhaitent évaluer les effets neurotoxiques de composés pharmaceutiques, d’agents environnementaux ou de modifications génétiques à l’aide d’un modèle in vivo sensible, reproductible et éthiquement favorable.

Introduction

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L’évaluation de la neurotoxicité est essentielle pour évaluer les effets nocifs potentiels des composés environnementaux et pharmaceutiques sur le système nerveux en développement1. Les tests de neurotoxicité traditionnels reposent sur des modèles de mammifères, tels que les rongeurs, qui sont coûteux, prennent du temps et sont soumis à des contraintes éthiques2. Par conséquent, des modèles alternatifs permettant un dépistage rapide et à haut débit des neurotoxiques sont nécessaires3. Des études soulignent que la mouche des fruits est devenue un puissant organisme modèle pour l’étude de la neurotoxicité en raison de sa génétique bien caractérisée, de ses voies neurodéveloppementales conservées et de son cycle de vie court 4,5. Parmi les paramètres comportementaux, la dysfonction motrice sert de biomarqueur sensible et quantifiable de la déficience neurodéveloppementale, permettant la détection précoce des effets neurotoxiques qui peuvent être corrélés avec des troubles neurologiques humains6.

Les tests locomoteurs chez les mouches fournissent une mesure quantifiable de la neurotoxicité et permettent des évaluations dose-réponse, ce qui les rend pertinents pour la réduction du risque de neurotoxicité humaine7. Le dosage par géotaxie négative (grimpement) est une approche largement utilisée dans laquelle les mouches grimpent instinctivement après avoir été tapotées au fond d’un flacon, ce qui reflète leur niveau de développement moteur, de coordination et d’équilibre 8,9. Bien que cette méthode soit simple, rentable et utile pour évaluer les anomalies locomotrices graves et les perturbations manifestes, elle ne fournit qu’une évaluation unidimensionnelle du mouvement et peut manquer de sensibilité pour détecter les déficiences motrices subtiles, les altérations raffinées et la surveillance comportementale à long terme des symptômes induits par les neurotoxiques8. Pour remédier à ces limitations, des technologies de suivi de mouvement plus avancées, telles que le système Ethoscope, ont été développées10. Ce système d’enregistrement automatisé est un dispositif de suivi vidéo à haut débit spécialement conçu pour analyser le comportement des mouches avec une précision et une reproductibilité élevées11. Contrairement aux tests locomoteurs conventionnels, ce système fournit une surveillance continue et en temps réel des mouvements, capturant des anomalies comportementales subtiles que les tests d’escalade traditionnels peuvent négliger 11,12,13. La technologie comprend un suivi vidéo automatisé à l’aide d’un système de caméra éclairé par infrarouge qui enregistre en permanence les mouvements des mouches à haute résolution, éliminant ainsi le biais de l’observateur et améliorant la reproductibilité expérimentale13. De plus, il détecte les micromouvements, différenciant la marche, le repos et les mouvements fins tels que le toilettage, l’alimentation ou les contractions, fournissant une analyse plus détaillée du comportement moteur13. Une surveillance comportementale à long terme est possible, ce qui permet un suivi continu sur de longues périodes, ce qui la rend idéale pour évaluer les effets neurotoxiques progressifs10. L’évolutivité et la capacité à haut débit du système d’enregistrement vidéo permettent le suivi parallèle de plusieurs mouches, facilitant ainsi le dépistage simultané de plusieurs composés neurotoxiques et de maladiesgénétiques10. De plus, le système intègre un logiciel open source, permettant aux chercheurs de personnaliser les pipelines d’analyse en fonction des besoins expérimentaux, y compris les cycles veille-sommeil, les rythmes circadiens et les mesures locomotrices détaillées10,14. Des avancées récentes, telles que l’intégration d’Ethoscopy, un cadre basé sur Python, ont amélioré l’analyse des données, améliorant l’accessibilité et la reproductibilité des études comportementales14. Ce cadre permet aux chercheurs d’effectuer des analyses de locomotion plus complexes tout en réduisant les obstacles pour les utilisateurs non experts. Le laboratoire d’éthoscopes, un environnement basé sur Jupyter, facilite encore le traitement des données sans faille, favorisant la recherche collaborative et assurant la reproductibilité expérimentale14.

En exploitant la plate-forme de suivi vidéo à haut débit en plus des tests d’escalade traditionnels, cette étude fournit une évaluation complète et sensible de la dysfonction motrice après une exposition à des neurotoxiques pour le développement. La capacité d’analyser des défauts locomoteurs à petite échelle en fait un outil puissant pour le dépistage des composés qui perturbent le développement neuronal et la coordination motrice. L’utilisation de mouches des fruits pour le dépistage de la neurotoxicité offre plusieurs avantages, notamment la rentabilité et la capacité de débit élevé, par rapport aux modèles de vertébrés, où les dépistages à grande échelle sont souvent limités en raison de contraintes de coût15. Le modèle de mouche permet des manipulations génétiques rapides pour imiter les états pathologiques et identifier les voies moléculaires affectées par les neurotoxines16. Bien que plus simples que les systèmes nerveux des mammifères, les mouches conservent des voies conservées clés impliquées dans le développement neuronal et le contrôle moteur17. Les méthodes de suivi à haute résolution, telles que le système d’enregistrement vidéo en temps réel, améliorent la précision et la reproductibilité des données, ce qui permet de détecter à un stade précoce les déficits moteurs causés par l’exposition à des substances toxiques11.

L’intégration de la technologie de pistage et des tests d’escalade traditionnels a permis une surveillance comportementale continue et à haute résolution, fournissant une méthode robuste et évolutive pour détecter les déficiences locomotrices subtiles induites par l’exposition à des neurotoxiques. La combinaison d’outils génétiques, d’un cycle de vie court et d’une analyse comportementale avancée positionne la mouche des fruits comme une alternative puissante aux modèles de vertébrés pour le dépistage de la neurotoxicité, contribuant ainsi au développement de médicaments plus sûrs et à l’amélioration des évaluations des risques environnementaux.

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Protocole

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À titre d’exemple, ce protocole a été utilisé pour évaluer le potentiel neurotoxique de la fraction de venin de Physalis physalis . Le groupe témoin n’a reçu que le tampon physiologique et la solution de saccharose sans le composé d’essai. Toutes les expériences ont été réalisées sur la souche W118 . L’autorisation éthique n’est pas requise pour les expériences avec la drosophile, car elles ne sont pas couvertes par la réglementation sur les soins aux animaux.

1. Réactifs et préparation des échantillons

  1. Préparez un tampon biologique tel que le PBS (10 mM, pH 7,0) ou HEPES (10 mM, pH 7,0), selon les exigences de l’essai spécifique, et une solution mère de saccharose à 10 M. Calculez le volume de l’échantillon en fonction du nombre de répétitions et de la durée de l’expérience.
  2. Diluer l’échantillon à la concentration souhaitée à l’aide d’un tampon biologique, complété par une solution de saccharose jusqu’à une concentration finale de 1 M. Si l’échantillon est transparent, vous pouvez ajouter un colorant alimentaire approprié (par exemple, 0,1 mg/mL de colorant bleu ou rouge) pour évaluer visuellement le comportement alimentaire. Dans la présente étude, la fraction de venin de Physalia physalis a été diluée à l’aide de PBS jusqu’à une concentration finale de 10 μg/μL, puis complétée par une solution de saccharose et un colorant alimentaire.
  3. Préparez une solution de témoin négatif contenant uniquement le tampon et complétez la solution avec du saccharose jusqu’à une concentration finale de 1 M et un colorant alimentaire. Dans la présente étude, le PBS complété par du saccharose et un colorant alimentaire a été utilisé comme solution de contrôle négatif.
  4. Pour le milieu de mouches des fruits, suivez le protocole fourni en18.

2. Maintenance du matériel biologique

  1. Transférez des mouches adultes en bonne santé et sexuellement matures dans une bouteille contenant un milieu alimentaire fraîchement préparé. Pour continuer, tapotez les mouches au fond de la bouteille, ouvrez-la et transférez-les par inversion de la bouteille dans une nouvelle bouteille contenant du milieu anti-mouches. Placez le flacon dans un incubateur réglé à 25 °C avec un cycle lumière/obscurité de 12 h et 50 % d’humidité. Laissez les mouches pondre des œufs pendant la nuit (environ 16-22 h) pour recueillir suffisamment d’œufs synchronisés.
  2. Après la ponte, utilisez une nouvelle bouteille contenant 70 % d’éthanol pour jeter les mouches adultes. Cela permet d’éviter une ponte supplémentaire et d’assurer la synchronisation de l’âge, ce qui est crucial pour obtenir une cohorte d’adultes avec une variation d’âge minimale.
  3. Pour favoriser un développement uniforme, maintenez les bouteilles dans les mêmes conditions contrôlées (25 °C, cycle lumière/obscurité de 12 h, 50 % d’humidité). Les adultes commencent à émerger vers le 9e ou le 10e jour. Le suivi des progrès du développement peut aider à anticiper le moment de l’émergence des adultes.
  4. Maintenez les mouches collectées dans les mêmes conditions contrôlées jusqu’à ce qu’elles atteignent l’âge souhaité pour le test. Utilisez-les dans les 24 à 48 heures suivant la levée. Ce processus de vieillissement contrôlé permet de minimiser la variabilité et d’améliorer la fiabilité des résultats expérimentaux.

3. Dosage négatif de la géotaxie

REMARQUE : Une représentation schématique de l’analyse négative de la géotaxie est présentée à la figure supplémentaire 1.

  1. Le jour de l’expérience, transférez doucement les mouches dans une bouteille vide.
  2. Les mouches doivent être brièvement anesthésiées sur de la glace avant le transfert afin de minimiser le stress lié aux mouvements et à la manipulation. Pour cela, placez la bouteille contenant les mouches à l’intérieur d’une boîte de glace, en recouvrant toute la bouteille.
  3. Après 1 min, tapotez doucement le flacon pour vérifier que toutes les mouches sont anesthésiées. Maintenez-les sur la glace pendant 1 min de plus pour assurer une anesthésie complète sans induire de stress ni affecter leur capacité de montée.
    REMARQUE : Sachez que certains anesthésiques, tels que le CO2, peuvent affecter les comportements ultérieurs, y compris le comportement d’escalade altéré, et affecter les résultats du test de géotaxie négatif.
  4. Pendant que les mouches sont anesthésiées, préparez un récipient plus petit rempli de glace et placez une boîte de Pétri ou une surface plane et propre sur la glace pour créer une plate-forme réfrigérée. Cette configuration aide à maintenir l’anesthésie pendant le tri et minimise les mouvements des mouches lors de la récupération.
  5. Évaluer l’anesthésie en confirmant l’immobilisation complète des mouches après 2 min sur glace. Une fois complètement anesthésiées, transférez doucement les mouches en inversant le tube sur une boîte de Pétri réfrigérée et en les tapotant doucement pour les libérer. La surface froide aidera à maintenir les mouches immobilisées pendant la manipulation.
  6. À l’aide d’un pinceau fin et sous un stéréomicroscope (à un grossissement de 10x et 20x, si disponible), séparez doucement les mouches mâles et femelles en fonction de caractéristiques distinctives, telles que la taille et les motifs de pigmentation. Les mâles sont généralement plus petits avec de larges bandes noires, tandis que les femelles sont plus grandes avec un abdomen plus clair et allongé. Effectuez cette étape aussi rapidement que possible pour minimiser l’effet de l’anesthésie sur les mouches.
    REMARQUE : Si la différenciation sexuelle n’est pas nécessaire pour l’expérience, omettez l’étape de séparation. Minimisez le temps d’exposition et manipulez les mouches avec douceur pour réduire le stress et les altérations comportementales potentielles.
  7. Transférez soigneusement les mouches triées dans des flacons vides avec l’attribution appropriée. Laissez-les récupérer de l’anesthésie pendant environ 30 minutes dans un environnement contrôlé (25 °C, cycle lumière/obscurité 12 h/12 h, 50 % d’humidité) avant de procéder au test.
  8. Pour la préparation d’aliments microcapillaires, à l’aide d’une pipette, charger manuellement 10 μL de la solution d’essai dans chaque tube microcapillaire. Assurez-vous que le volume est constant dans tous les échantillons afin de normaliser les conditions d’alimentation.
  9. À l’aide d’une pipette, ajoutez 3 à 5 μL d’huile minérale à l’extrémité ouverte du microcapillaire. Cela empêche l’échantillon de s’évaporer et de fuir pendant l’expérience.
  10. Insérez les microcapillaires préremplis à travers les trous des bouchons de flacon de coton, en vous assurant qu’ils sont bien placés. Si nécessaire, utilisez des pointes préalablement coupées pour ajuster étroitement le coton sans obstruer la circulation de l’air.
  11. Placez les flacons contenant les mouches dans un incubateur réglé à 25 °C avec un cycle lumière/obscurité de 12 h/12 h. Laissez-les pendant toute la durée de l’expérience et remplacez manuellement les microcapillaires par des aliments fraîchement préparés quotidiennement pour assurer une exposition constante. La période d’exposition dépend de la toxicité et de la nature de l’échantillon et s’étend généralement entre 2 et 7 jours.
  12. À 12 heures d’intervalle, transférez les mouches dans un flacon propre et vide pour évaluer l’activité locomotrice.
  13. Mesurez et tracez une ligne à 7 cm du bas du flacon à l’aide d’un marqueur permanent. Cette hauteur servira de cible d’escalade.
  14. Placez une caméra ou un téléphone dans un endroit stable pour enregistrer le comportement d’escalade. Assurez-vous d’un éclairage adéquat et d’un arrière-plan transparent pour l’analyse. Vérifiez que la configuration expérimentale est compatible avec le champ de vision de la caméra.
  15. Tapotez doucement le flacon pour ramener les mouches au fond, puis commencez immédiatement l’enregistrement. Évitez de forcer excessivement qui pourrait blesser ou désorienter les mouches.
  16. Examinez les enregistrements et mesurez le temps qu’il faut à chaque mouche pour atteindre la ligne de 7 cm marquée. Fixez une limite de temps maximale (par exemple, 30 s) ; Attribuez ce temps à toute mouche qui n’atteint pas la ligne.
  17. Portez une attention particulière à tout comportement anormal, tel qu’un mouvement non coordonné, un début retardé de l’escalade ou des schémas d’escalade irréguliers. Ces signes peuvent indiquer les effets neurotoxiques du composé testé.
    REMARQUE : Pour des instructions détaillées sur la préparation des aliments, veuillez vous référer au protocolede dosage CAFE (Capillary Feeder) 19. Cette méthode fournit des directives précises pour la préparation de sources de nourriture liquide pour les mouches des fruits, assurant une quantification précise de l’apport alimentaire et minimisant la variabilité des expériences d’alimentation.

4. Tests de surveillance en temps réel

REMARQUE : Pour la configuration, y compris la représentation schématique des composants du système de suivi et le protocole d’étalonnage, veuillez suivre les publications précédentes11,12. Un aperçu général des expériences est présenté dans la figure supplémentaire 2.

  1. Test de locomotion en temps réel (Tracking sey)
    1. Répétez les étapes 3.8-3.9 pour préparer l’alimentation des microcapillaires avec le joint d’étanchéité à l’échantillon et à l’huile minérale.
    2. Préparez des chambres de locomotion individuelles à l’aide de pailles en plastique transparent d’environ 6 cm de long chacune. Ces pailles servent de boîtiers économiques et transparents adaptés aux enregistrements. Les tubes doivent être compatibles avec l’arène de sommeil11, qui peut accueillir 20 tubes pour des études comportementales à haut débit.
    3. Scellez une extrémité de chaque paille avec un film transparent, en assurant une fermeture hermétique. Près de l’extrémité scellée, créez un petit trou pour permettre l’insertion du microcapillaire d’alimentation. Assurez-vous que le trou est suffisamment grand pour maintenir solidement le microcapillaire sans provoquer de fuites ou de mouvements pendant le test.
    4. Répétez les étapes 3.1 à 3.6 pour anesthésier, éventuellement séparer, et placez doucement une mouche anesthésiée dans chaque tube à l’aide d’un pinceau fin. Scellez l’extrémité ouverte de chaque tube avec un film transparent ou un bouchon de coton, assurant la circulation de l’air et le confinement des mouches.
    5. Placez les tubes assemblés dans l’arène, en veillant à ce que chaque microcapillaire reste accessible à l’extérieur pour un remplacement quotidien. Insérez un microcapillaire prérempli dans chaque tube. Laissez les mouches se rétablir et s’acclimater pendant environ 30 minutes avant de commencer le test.
    6. Placez l’appareil dans une chambre où les conditions environnementales sont contrôlées (par exemple, 25 °C, cycle lumière/obscurité 12 h/12 h, 50 % d’humidité). Connectez l’appareil au réseau ou au système de suivi local.
    7. Accédez à la plateforme et localisez l’appareil attribué à l’expérience. Assurez-vous que le système suit avec précision chaque mouche, comme indiqué par les marqueurs. Entrez toutes les métadonnées expérimentales pertinentes et commencez à enregistrer le test. Pour une analyse de données avancée, utilisez le framework rethomics, un package R conçu pour l’analyse de données comportementales à haut débit11,12.
    8. Remplacez quotidiennement les aliments dans les microcapillaires par des solutions fraîchement préparées. Inspectez visuellement chaque mouche quotidiennement pour assurer la survie et le bon comportement tout au long de la période expérimentale qui s’étend généralement entre 3 et 5 jours.
  2. Évaluation du rythme circadien
    1. Pour étudier le rythme circadien des mouches et leurs altérations potentielles, assurez-vous que l’expérience commence en synchronisation avec un cycle lumière/obscurité défini. Maintenez une photopériode de 12 h de lumière / 12 h d’obscurité tout au long de la phase d’enregistrement pour éviter les perturbations des rythmes endogènes. Une fois les conditions définies, répéter les étapes 4.1.1 à 4.1.8 pour s’assurer que toutes les procédures sont exécutées de manière uniforme dans les phases claires et sombres.
  3. Évaluation du comportement de préférence clair/foncé
    1. Répétez les étapes 3.1 à 3.11 pour préparer les mouches et nourrir les microcapillaires.
    2. Une fois les flacons d’alimentation préparés, placez-les dans l’incubateur pour permettre aux mouches de se nourrir de l’échantillon d’essai pendant 2 h (ou une autre durée déterminée par les données d’activité locomotrice antérieures).
    3. Pour évaluer le comportement de préférence pour la lumière, préparez des chambres de locomotion individuelles couvrant 50 % de chaque tube avec une feuille d’aluminium pour créer une zone sombre définie. Assurez une couverture cohérente sur tous les tubes pour permettre une comparaison standardisée.
    4. Répétez les étapes 4.1.2 à 4.1.4 pour transférer les mouches individuellement dans les chambres de locomotion, en omettant l’insertion de microcapillaires.
    5. Placez les tubes préparés dans l’arène et laissez les mouches s’acclimater pendant environ 30 min.
    6. Répétez les étapes 4.1.6 à 4.1.7 et enregistrez le comportement des mouches pendant 60 minutes. Les tubes dans lesquels un mouvement réduit est enregistré peuvent indiquer une préférence pour l’obscurité, car le système de suivi ne détecte pas les mouches situées dans la région recouverte de feuille pour signaler l’obstruction.

5. Analyse des données

  1. Préparez le modèle de métadonnées en incluant toutes les informations nécessaires telles que l’ID, le traitement, les détails du composé, la durée du test et d’autres variables pertinentes. Un exemple de modèle et le pipeline de traitement des données correspondant sont inclus dans le tableau supplémentaire 1.
  2. Enregistrez le fichier de métadonnées complété au format CSV. Pour garantir la compatibilité, ouvrez le fichier CSV dans un éditeur de texte pour vérifier qu’il ne contient pas de caractères inutiles ou de problèmes de formatage. Supprimez tous les caractères superflus s’ils sont présents.
  3. Avant de procéder à l’analyse des données, créez une sauvegarde des données. Ouvrez un terminal et exécutez la commande suivante : sudo python backup_tool.py. Cette étape protège les données contre la perte ou la corruption potentielles pendant l’analyse.
  4. Identifier et noter l’emplacement des fichiers de données correspondant à l’expérience. Assurez-vous que ces fichiers sont accessibles pour analyse.
  5. Analysez les données à l’aide de Rethomics. Ouvrez RStudio et chargez les paquets Rethomics nécessaires à l’analyse des données comportementales. Des instructions détaillées et des tutoriels sont disponibles sur le site Web de Rethomics : https://rethomics.github.io/scopr.html

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Résultats

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À titre d’exemple, ce protocole a été utilisé pour évaluer le potentiel neurotoxique de la fraction de venin de Physalis physalis . Le groupe traité était composé de mouches nourries avec un tampon physiologique complété par une solution de saccharose (jusqu’à une concentration finale de 1 M) et la fraction de venin d’essai. Le groupe témoin n’a reçu que le tampon physiologique et la solution de saccharose sans le composé d’essai. Toutes les expériences ont été réalisées sur la souche W118 .

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Discussion

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Principalement, l’établissement d’une dose non létale (sublétale) est une première étape essentielle pour mener les expériences de neurotoxicité. Cela permet de s’assurer que les mouches restent viables tout au long de l’étude, ce qui permet d’observer les effets comportementaux et locomoteurs sans le facteur confondant de la mortalité. Dans notre étude, la dose sublétale de la fraction de venin de Physalia physalis a été déterminée à 10 μg/μL. Pour garantir des résultats robust...

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Déclarations de divulgation

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L’auteure Zuzanna Tomkielska était employée par Mesosystem S.A., et l’auteure Ana Casas est également affiliée à Mesosystem S.A. Les autres auteurs déclarent que la recherche a été menée en l’absence de toute relation commerciale ou financière qui pourrait être interprétée comme un conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été financée par le projet MOD dans le cadre des subventions de l’EEE. PN. FRM.059.PT.V03 – Physalia physalis : une source innovante et inexploitée de produits cosmétiques à haute valeur ajoutée ; par le « Pacto da Bioeconomia Azul » (Projet n° C644915664-00000026) dans le cadre du WP5 - Algae Vertical, financé par le Fonds européen Next Generation EU et le Plan portugais pour la relance et la résilience (PRR) ; et par la Fundação para a Ciência e a Tecnologia (FCT) par l’intermédiaire de la CBA (UIDB/05292/2020 et UIDP/05292/2020).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Feuille d’aluminium  ;--
Colorant bleu  ;  ; RAYNER-Rayners colorant bleu 28ml
Module de caméra 2 NoIRRaspberry Pi  ;096-4062Fourni sur Mauser.pt
Mèche de cotonSigma-AldrichBR28205
Bouteilles de stock de drosophileVWRVWRI734-1249Bouteille Fly Round 60Z
Flacons de drosophileVWRWRI734-2255
Boîte de Pétri en verreSigma-AldrichBR455701
Micro hématocrite capillaireSigma-AldrichBR749321
Carte MicroSD--Producent recommande d’utiliser une carte SD avec au moins 32 Go de stockage pour les installations de Raspberry Pi OS
Alimentation micro-USBRaspberry Pi  ;096-4585Fourni sur Mauser.pt
Huile minérale  ;BIO-RAD#1632129
Pinceau--
Saline tamponnée au phosphate (PBS)Composants provenant de diverses entreprises-Tampon utilisé pour préparer les aliments pour le groupe témoin et utilisé pour la dilution des échantillons ; 10 mM pH 7
Bouchons pour flacons et flacons de drosophileVWRVWRI734-2875
Bouchons pour flacons et flacons de drosophileVWRVWRI734-2673
Film d’étanchéitéSigma-AldrichHS234526C
Ordinateur monocarte  ; (3 Modèle B)Raspberry Pi  ;096-5700Fourni sur Mauser.pt
SuccroseSigma-AldrichS9378
Paille en plastique transparent--Tout compatible avec l’arène de sommeil éthoscopique (6,5 cm x 0,5 cm)

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Pandey, U. B., Nichols, C. D. Human disease models in Drosophila melanogaster and the role of the fly in therapeutic drug discovery. Pharmacol Rev. 63 (2), 411-436 (2011).
  2. Bellen, H. J., Tong, C., Tsuda, H. 100 years of Drosophila research and its impact on vertebrate neuroscience: a history lesson for the future. Nat Rev Neurosci. 11 (7), 514-522 (2010).
  3. Rand, M. D. Drosophotoxicology: the growing potential for Drosophila in neurotoxicology. Neurotoxicol Teratol. 32 (1), 74-83 (2010).
  4. Gupta, S. C., et al. Chlorpyrifos induces apoptosis and DNA damage in Drosophila through generation of reactive oxygen species. Ecotoxicol Environ Saf. 73 (6), 1415-1423 (2010).
  5. Grandjean, P., Landrigan, P. J. Neurobehavioural effects of developmental toxicity. Lancet Neurol. 13 (3), 330-338 (2014).
  6. Bal-Price, A., et al. International STakeholder NETwork (ISTNET): creating a developmental neurotoxicity testing roadmap for regulatory purposes. Arch Toxicol. 89 (2), 269-287 (2015).
  7. Cabrita, R., et al. Motor dysfunction in Drosophila melanogaster as a biomarker for developmental neurotoxicity. iScience. 25 (7), 104541(2022).
  8. Mendes, C. S., Bartos, I., Akay, T., Márka, S., Mann, R. S. Quantification of gait parameters in freely walking wild-type and sensory deprived Drosophila melanogaster. Elife. 2, e00231(2013).
  9. Dubovický, M., et al. Evaluation of developmental neurotoxicity: some important issues focused on neurobehavioral development. Interdiscip Toxicol. 1 (3-4), 206-210 (2008).
  10. Pereira, T. D., Shaevitz, J. W., Murthy, M. Quantifying behavior to understand the brain. Nat Neurosci. 23 (12), 1537-1549 (2020).
  11. Geissmann, Q., et al. Ethoscopes: an open platform for high-throughput ethomics. PLoS Biol. 15 (10), e2003026(2017).
  12. Geissmann, Q., Garcia Rodriguez, L., Beckwith, E. J., Gilestro, G. F. Rethomics: an R framework to analyse high-throughput behavioural data. PLoS One. 14 (1), e0209331(2019).
  13. Blackhurst, L., Gilestro, G. F. Ethoscopy and ethoscope-lab: a framework for behavioural analysis to lower entrance barrier and aid reproducibility. Bioinform Adv. 3 (1), vbad132(2023).
  14. gilestrolab/ethoscopy. , https://github.com/gilestrolab/ethoscopy (2025).
  15. Bilder, D., Irvine, K. D. Taking stock of the Drosophila research ecosystem. Genetics. 206 (3), 1227-1236 (2017).
  16. Hirth, F. Drosophila melanogaster in the study of human neurodegeneration. CNS Neurol Disord Drug Targets. 9 (4), 504-523 (2010).
  17. Affleck, J. G., Walker, V. K. Drosophila as a model for developmental toxicology: using and extending the Drosophotoxicology model. Methods Mol Biol. 1965, 139-153 (2019).
  18. Frias, J., Simoes, N. Fruit Fly Potato Culture Media. protocols.io. , (2020).
  19. Diegelmann, S., et al. The Capillary Feeder (CAFE) Assay measures food intake in Drosophila melanogaster. J Vis Exp. (121), e55024(2017).
  20. Bartholomew, N. R., Burdett, J. M., VandenBrooks, J. M., Quinlan, M. C., Call, G. B. Impaired climbing and flight behaviour in Drosophila melanogaster following carbon dioxide anaesthesia. Sci Rep. 5, 15298(2015).
  21. Gilestro, G. F. Video tracking and analysis of sleep in Drosophila melanogaster. Nat Protoc. 7 (5), 995-1007 (2012).
  22. Ardekani, R., et al. Using GFP Video to Track 3D Movement and Conditional Gene Expression in Free-Moving Flies. PLoS One. 7 (7), e40506(2012).
  23. Mackay, T. F. C., et al. The Drosophila melanogaster Genetic Reference Panel. Nature. 482, 173-178 (2012).

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Neurotoxicit chez la drosophileTest de grimpeCriblage comportementalSuivi en temps r elG otaxie n gativeAlimentation par microcapillairesD ficience motriceSuivi de l activitPr f rence lumineuse

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