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Article de méthode

Mise en place d’un système d’élevage de thrips de piment (Scirtothrips dorsalis Hood) pour le dépistage de la virulence des champignons entomopathogènes

1.5K vues

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DOI :

10.3791/68600

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18 juillet 2025

 ,  ,  , 
1Master Program in Plant Medicine and Good Agricultural Practice, National Chung Hsing University, 2Department of Entomology, National Chung Hsing University, 3Applied Zoology Division, Taiwan Agricultural Research Institute, 4International Doctoral Program in Agriculture, National Chung Hsing University

Dans cet article

Résumé

Un protocole d’essai biologique sur feuilles détachées a été établi pour l’élevage en masse des thrips du piment à l’aide d’une méthode modifiée à feuilles détachées dans des contenants en verre contenant de la gélose, assurant une survie élevée et un développement synchronisé. Ce système permet un dépistage efficace de la virulence des champignons entomopathogènes contre les larvesdu 2e stade et fournit un approvisionnement fiable en thrips pour les évaluations en laboratoire, en serre et sur le terrain.

Résumé

Le thrips du piment (Scirtothrips dorsalis Hood) est un ravageur économiquement important des cultures ornementales et vivrières à Taïwan. Les champignons entomopathogènes (EPF) agissent comme un agent de lutte biologique respectueux de l’environnement pour lutter contre les thrips. Il est crucial de dépister la virulence des isolats EPF contre les thrips de piment dans des conditions de laboratoire avant l’application sur le terrain. Cependant, les données limitées sur la méthode d’élevage des thrips du piment posent des défis pour le dépistage en laboratoire à grande échelle. Pour résoudre ce problème, nous avons développé une méthode d’élevage en laboratoire modifiée pour la production de masse de S. dorsalis.

La méthode utilise un système d’élevage à feuilles détachées à l’aide d’un récipient en verre contenant de la gélose qui convient à l’évaluation de l’EPF contre les thrips du piment. Ce système optimisé d’essai biologique à feuilles détachées est adapté à l’évaluation de l’efficacité de l’EPF contre les thrips du piment. Le système a la capacité de produire un grand nombre de thrips au même stade de développement pour le dépistage de la virulence. Selon le test, le résultat a montré que l’isolat de Cordyceps cateniannulata (Cc-NCHU-213) présentait la virulence la plus élevée (53,6 %) contre les larves du 2e stade de thrips de piment 7 jours après l’inoculation (d.p.i.). De plus, les disques foliaires incrustés dans la gélose sont restés frais pendant plus de 7 jours, ce qui a permis aux thrips de survivre (taux de survie de 90 % du traitement témoin) tout au long de la période d’observation, ce qui indique la stabilité du système d’élevage. Ce protocole démontre un système d’élevage stable pour la production de masse et pour l’évaluation de la virulence des isolats d’EPF contre les thrips de piment et qui peut avoir une utilité pour d’autres thrips, permettant le dépistage d’isolats d’EPF potentiels pour lutter contre les thrips sur le terrain.

Introduction

Les thrips du piment (Scirtothrips dorsalis Hood ; Thysanoptera : Thripidae) est un ravageur polyphage infestant plus de 100 espèces de plantes dans 40 familles différentes de plantes, y compris les légumes et les cultures ornementales et fruitières1. Il est originaire d’Asie tropicale et subtropicale - Asie du Sud-Est, d’Inde, du Japon et de Taïwan2. À notre connaissance, le thrips du piment est le ravageur des cultures agricoles et ornementales, notamment la mangue, le thé, la myrtille et le lotus à Taïwan. Au cours des deux dernières décennies, le thrips du piment est devenu un ravageur économique important dans plusieurs pays en raison de la mondialisation accrue et de l’ouverture du commerce agricole. De plus, le potentiel de reproduction élevé et la capacité d’adaptation aux zones nouvellement envahies ont contribué à la propagation de ce ravageur 1,3.

Le thrips du piment se nourrit principalement de jeunes feuillages, de pousses, de pétales de fleurs et de fruits immatures, entraînant la nécrose et la mort des tissus3. De plus, ils servent de vecteur pour diverses maladies des plantes, notamment le virus de la nécrose des bourgeons de l’arachide (GBNV), le virus de la tache nuancée chlorotique de l’arachide (GCFSV), le virus de la tache jaune de l’arachide (GYSV)4 et le virus de la tache jaune du tabac (TSV)5. Par conséquent, l’alimentation des thrips du piment peut réduire considérablement le rendement et la valeur des cultures touchées. La gestion réussie des thrips du piment repose sur un plan de lutte antiparasitaire intégrée qui utilise des stratégies de lutte culturale, biologique et chimique1. À Taïwan, les agriculteurs biologiques utilisent couramment des matériaux non chimiques, tels que l’huile à fourchette étroite et l’huile de neem, ou des méthodes de lutte biologique, y compris l’utilisation d’acariens prédateurs et de minuscules punaises pirates (par observation personnelle). Cependant, d’après les commentaires des agriculteurs, l’application de ces huiles pendant la saison de floraison et de fructification peut interférer avec la pollinisation et endommager le pollen, entraînant une réduction du rendement et de la valeur économique. Par conséquent, le développement de mesures alternatives efficaces de lutte contre les thrips du piment est crucial pour les agriculteurs biologiques.

Les champignons entomopathogènes (EPF) sont un groupe de champignons tueurs d’insectes qui se sont avérés être une technique de lutte antiparasitaire efficace et durable 6,7,8. Plusieurs études ont démontré l’efficacité de l’EPF contre les thrips du piment. Les EPF commerciaux, Beauveria bassiana GHA (BotaniGard_ES) et Metarhizium brunneum F52 (Met-52 EC), ont montré un contrôle significatif des thrips du piment sur les rosiers 9,10. Les populations de thrips du piment sur les plants de poivron peuvent également être réduites par Cordyceps javanica (= Isaria fumosorosea)11. D’autres EPF, tels que Lecanicillium lecanii et Purpureocillium lilacinum, ont été testés contre les thrips du piment dans différentes cultures, y compris le piment et le thé, et se sont révélés efficaces dans la lutte contre ce ravageur12,13.

Certaines études antérieures portant sur l’efficacité des FPE pour la lutte contre les thrips en serre ou sur le terrain ont été menées sans dépistage préalable des espèces ou souches de FPE les plus efficaces, ce qui a limité leur efficacité. Un dépistage minutieux des EPF peut grandement améliorer la lutte antiparasitaire. De nombreuses études ont élevé des thrips pour des essais biologiques sur des plantes intactes dans des cages11,14. Bien qu’un système d’élevage de plantes intact offre un environnement plus naturel pour les thrips, ils posent des défis dans la gestion des différents stades de développement, car les thrips présentent des comportements distincts à chaque stade. Cette variabilité peut compliquer la sélection des étapes ciblées à des fins expérimentales spécifiques. De plus, les conditions du sol dans le système d’élevage intact peuvent influer sur la nymphose et l’éclosion des thrips du piment, réduisant ainsi le nombre d’individus disponibles pour les essais biologiques ultérieurs15, limitant ainsi les ressources pour d’autres essais biologiques. De plus, les systèmes d’élevage de plantes entières nécessitent plus d’espace et des soins continus pour les plantes, car les plantes stressées peuvent modifier le comportement des thrips et peuvent prendre plus de temps et de ressources. Il existe peu de rapports sur des systèmes d’élevage de thrips basés sur du matériel végétal non vivant (p. ex. tissus végétaux détachés ou régimes artificiels) pour des expériences d’essais biologiques en laboratoire, mais les détails de ces méthodes étaient souvent peu clairs ou omis12,16.

Cette étude visait à développer un système d’élevage de masse simple, rentable et durable de thrips du piment dans des conditions de laboratoire. Dans ce protocole, une méthode d’élevage en disque foliaire7 a été modifiée pour offrir une approche plus efficace et contrôlée pour l’élevage en masse des thrips, permettant une sélection précise des stades de développement pour les essais biologiques grâce à un contrôle strict des conditions environnementales. De plus, un système d’essai biologique stable et reproductible a été mis au point pour évaluer la virulence des isolats de champignons entomopathogènes (EPF) par 50 % de temps létal (LT50) et 50 % de concentration létale médiane (CL50), qui se réfèrent au temps estimé sous une dose spécifique, et à la concentration de suspension fongique nécessaire pour provoquer 50 % de mortalité des thrips de piment. respectivement. Grâce à l’application de cette méthode, les thrips collectés sur le terrain peuvent être correctement identifiés, et les colonies stables de thrips en laboratoire peuvent être maintenues pour tester l’efficacité de différents isolats fongiques à l’aide d’une méthodologie plus facile et plus reproductible.

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Protocole

REMARQUE : L’organigramme expérimental complet est illustré à la figure 1.

1. Collecte sur le terrain des thrips du piment et entretien des colonies

  1. Collecte de thrips de piment
    1. Examinez visuellement les deux côtés des feuilles et à l’intérieur des fleurs pour détecter une infestation de thrips du piment sur les plants de bleuets d’une bleuetière touchée.
    2. Consigner les détails de chaque échantillon (p. ex., la partie de la plante et la gravité de l’infestation) et confirmer les pratiques de production avec les agriculteurs, comme l’agriculture conventionnelle ou l’agriculture biologique, y compris l’application d’huile minérale et d’ennemis naturels.
    3. Coupez les feuilles et les fleurs infestées de thrips du piment et transférez-les dans le sac en plastique à fermeture éclair (Tableau des matériaux), puis fermez le sac à fermeture éclair avec un peu d’air à l’intérieur pour garder les thrips en vie. Apportez l’échantillon au laboratoire dans les 3 heures.
      REMARQUE : Mettre l’échantillon dans une glacière lorsque le temps de collecte sur le terrain est supérieur à 3 h.
    4. Préparez un récipient d’élevage en verre (35 mm de hauteur, 45 mm de diamètre intérieur), placez trois couches d’essuie-tout circulaire (diam. 40 mm) au fond du récipient d’élevage en verre, puis ajoutez 8 à 10 gouttes (400-500 μL) d’eau filtrée (figure 1 et tableau des matériaux).
    5. Ramassez une jeune feuille de manguier rouge dans les champs de manguiers (figure 1). Lavez la feuille et vérifiez au microscope optique (Table des matériaux) la présence d’œufs d’insectes ou d’autres contaminants d’insectes avant de préparer le récipient d’élevage en verre. Coupez la feuille de manguier à l’aide d’un emporte-pièce en cuir (tableau des matériaux) en un disque circulaire (40 mm) et placez-la sur l’essuie-tout humide.
      REMARQUE : Les feuilles de manguier sont des ressources plus stables pour nourrir les thrips que les jeunes feuilles de myrtille, qui ne poussent que de manière saisonnière.
    6. Observez les thrips du piment au microscope optique à un grossissement de 10x, puis transférez 10 thrips adultes (cinq mâles et cinq femelles) à l’aide d’un pinceau fin (Table des matières) dans le récipient d’élevage en verre.
    7. Scellez chaque récipient d’élevage en verre avec deux couches de parafilm (Table des matériaux) et faites environ 40 petits trous à l’aide d’une épingle à insectes #00 pour la ventilation (Table des matériaux).
    8. Conservez le récipient d’élevage en verre dans un incubateur à 25 ± 1 °C, ~70 % d’humidité relative avec une photopériode lumière :obscurité (L :D) = 12 h : 12 h (Tableau des matériaux).
    9. Retirez les adultes à l’aide d’un pinceau après 48 h.
      REMARQUE : D’après notre observation, les thrips femelles pondront des œufs ~2 jours après avoir été transférés dans le récipient d’élevage en verre.
    10. Observez les tissus foliaires des œufs au microscope pour confirmer la ponte (figure 1 et tableau des matériaux). Placez un disque de feuille de manguier fraîche sur la feuille avec les œufs et ajoutez 8 à 10 gouttes d’eau filtrée sur l’essuie-tout pour maintenir l’humidité.
  2. Maintien de la population de thrips du piment
    REMARQUE : Les œufs éclosent en larves du 1er stade après ~5-7 jours.
    1. Transférez directement la feuille contenant les larves du1er stade dans un nouveau récipient d’élevage en verre.
      REMARQUE : À l’aide d’un pinceau, transférez doucement les larves du 1er stade dans un nouveau récipient d’élevage en verre, en évitant la contamination par la croissance fongique pourrie et inattendue sur les feuilles de manguier. D’après notre observation, une femelle adulte pond en moyenne 6 œufs par jour.
    2. Observez les thrips du piment tous les jours. Ajoutez 8 à 10 gouttes d’eau filtrée tous les 4 jours sur l’essuie-tout. Ajoutez un disque de feuille de manguier fraîche à l’intérieur du récipient tous les 4 jours, avant que l’ancienne feuille ne sèche.
      REMARQUE : Les larves du1er stade émergent en adultes en ~7 à 10 jours, selon les facteurs environnementaux tels que la température et l’humidité.
    3. Observez quotidiennement la population de thrips du piment jusqu’à ce qu’ils deviennent adultes, et répétez les étapes de l’étape 1.1.4 pour le maintien de la population à long terme.
  3. Élevage en masse de thrips du piment
    1. Prélever des femelles adultes de la population maintenue et préparer un récipient d’élevage en verre en suivant les étapes ci-dessus.
    2. Transférez 10 femelles adultes dans le récipient et suivez les étapes des étapes 1.1.4 à 1.1.10 pour obtenir une feuille avec des œufs.
      REMARQUE : Une femelle adulte pond en moyenne 6 œufs par jour.
    3. Transférez doucement ~120 larves du 1er stade dans un nouveau récipient d’élevage en verre à l’aide d’un pinceau.
    4. Observez les thrips du piment tous les jours. Ajoutez 8 à 10 gouttes d’eau filtrée sur l’essuie-tout tous les 4 jours. Ajoutez un disque de feuille de manguier frais dans le récipient tous les 4 jours avant que l’ancienne feuille ne sèche.
    5. Récoltez les larves du1er stade 5 à 7 jours après la ponte des œufs ; Récolter les larvesdu 2e stade après 7 à 10 jours ; prélever des adultes après ~14 jours pour l’essai biologique (figure 2).
      REMARQUE : Observez la morphologie pour distinguer les différents stades des thrips du piment pour d’autres expériences (figure 2).

2. Identification moléculaire des thrips du piment

REMARQUE : Les thrips prélevés sur le terrain doivent être identifiés au niveau de l’espèce par identification moléculaire à l’aide d’un fragment du gène de la cytochrome oxydase I (COI) mitochondriale, un marqueur couramment utilisé pour les thrips du piment17,18.

  1. Extraction de l’ADN génomique du thrips du piment
    1. Prélever un thrips du piment adulte dans un tube à centrifuger de 1,5 mL (tableau des matériaux).
    2. Homogénéiser les thrips du piment à l’aide d’un pilon en granulés, puis isoler l’ADN génomique à l’aide du kit commercial selon le protocole du fabricant (Table des matériaux).
  2. Amplification PCR et séquençage de l’ADN
    1. Amplifiez le fragment d’ADN attendu des thrips du piment en utilisant la PCR Master Mix (2x) avec une paire d’amorces COI, une amorce directe LCO 1490 et une amorce inverse HCO 2198, qui amplifie le gène COI mitochondrial partiel (Table of Materials).
      1. Préparez un mélange PCR de 20 μL contenant 2 μL de matrice d’ADN génomique de thrip, 1 μL d’amorces directes et inverses, 10 μL de 2x PCR Master Mix et 6 μL de ddH2O (Table des matériaux).
      2. Effectuez la PCR avec un thermocycleur dans les conditions de cycle suivantes : dénaturation initiale à 94 °C pendant 2 min, 35 cycles de 94 °C pendant 30 s, 52 °C pendant 1 min, 72 °C pendant 1 min, suivie d’une extension finale de 72 °C pendant 10 min (Tableau des matériaux).
    2. Vérifiez l’amplicon de PCR par électrophorèse dans un gel d’agarose à 1 % pour vérifier le résultat de l’amplification (Figure 3).
    3. Exciser la bande cible (la taille d’amplicon attendue était de 658 pb) et purifier l’amplicon COI PCR des thrips du piment à l’aide d’un kit de purification Gel/PCR selon le protocole du fabricant. Envoyez le produit purifié pour séquençage par l’intermédiaire d’un service de séquençage commercial. (Table des matériaux).
  3. Analyse séquentielle
    1. Évaluez la qualité de la séquence à l’aide du logiciel référencé (Table des matériaux).
    2. Ouvrez le fichier FASTA ou TXT et découpez manuellement les bases de mauvaise qualité aux extrémités 5' et 3' en supprimant les séquences indésirables.
    3. Effectuez une recherche BLAST dans la base de données NCBI (https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi) en utilisant les paramètres par défaut pour confirmer l’identité de l’espèce.

3. Préparation de champignons entomopathogènes

REMARQUE : Les isolats d’EPF utilisés dans cette étude sont énumérés dans le tableau 1.

  1. Récupération d’isolats fongiques à partir d’une bibliothèque de ressources fongiques
    1. Décongeler le stock de conidies fongiques conservées (conidies suspendues dans 30 % de glycérine) d’un congélateur à -80 °C.
    2. Transvaser environ 10 μL de suspension de conidies et l’étaler uniformément sur une plaque de gélose au dextrose Sabouraud (SDA) de 5,5 cm à l’aide d’un épandeur de cellules dans une hotte à flux laminaire. Le milieu est préparé en mélangeant 0,75 g de bouillon de dextrose Sabouraud et 1,5 g de gélose dans 100 mL d’eau doublement distillée (jdH2O) (Table des matières).
    3. Scellez la boîte de Pétri avec du parafilm (Table des matériaux) et transférez la plaque dans un incubateur à 25 °C pendant 10 à 14 jours.
    4. Sous-culture du mycélium fongique en croissance active par stries sur une plaque fraîche de gélose au dextrose de Sabouraud (SDA). Incuber les champignons dans l’obscurité à 25 °C pendant 10 à 14 jours pour permettre le développement des conidies avant la récolte.
      REMARQUE : Utilisez des cultures fongiques datant d’environ 10 jours pour les essais biologiques ultérieurs. Les cultures de plus de 14 jours ne sont pas recommandées pour les tests de virulence en raison des réductions potentielles de la viabilité des conidies.
  2. Préparation de la suspension de conidies
    1. Ajouter 2 à 3 mL de 0,03 % de Tween 80 à la surface d’une culture fongique de 10 à 14 jours sur 1/4 de SDA. Grattez doucement les conidies à l’aide d’une boucle stérile (Table des matériaux).
    2. Transférez la suspension fongique dans un tube à centrifuger propre de 15 ml.
    3. Homogénéiser la suspension par vortex à la vitesse maximale et la filtrer à travers du papier filtre pour éliminer les débris d’hyphes et obtenir une suspension de conidies pures.
    4. À l’aide d’un hémocytomètre (table des matériaux), vérifier le nombre de conidies au microscope optique et diluer la suspension à 108 conidies/mL.
    5. Transférez la suspension conidique dans un micro-pulvérisateur stérilisé à la lumière UV pour une application ultérieure d’essai biologique.
      REMARQUE : Assurez-vous que la suspension conidiale est bien vortexée avant chaque transfert pour éviter de se déposer. Avant utilisation, stérilisez le micro-pulvérisateur en l’exposant aux rayons ultraviolets pendant 30 minutes à l’intérieur d’une hotte à flux laminaire.

4. Dépistage de la virulence contre les thrips du piment

  1. Préparation des larves du2e stade
    1. Prélevez les larves du 2e stade en suivant les étapes 1.3.1 à 1.3.5 de l’expérience suivante.
      REMARQUE : Distinguer les larves du 2e stade par la couleur jaune de leur corps et leur abdomen large par rapport aux larves du premier stade (figure 2).
  2. Préparation du récipient d’inoculation
    REMARQUE : Sélectionnez l’espèce de feuille en fonction de la culture cible de thrips du piment. Dans cette étude, des thrips du piment ont été récoltés dans un champ de feuilles de bleuet infestées 'Biloxi' (V. corymbosum L. × V. darrowii Camp). Par conséquent, le dosage biologique de l’EPF contre les thrips du piment sera effectué sur des feuilles de myrtille.
    1. Ramassez les jeunes feuilles de bleuet d’une myrtière et lavez-les pour enlever la poussière de surface et tout autre arthropode s’il y en a.
    2. Faites sécher les feuilles à l’air libre ou utilisez du papier absorbant pour essuyer l’eau ; Ensuite, vérifiez la surface des feuilles de bleuet pour détecter d’autres arthropodes ou œufs au stéréomicroscope. Retirez tous les arthropodes s’ils sont présents.
    3. Coupez un disque de feuille de 2,8 cm de diamètre à l’aide d’un coupe-cuir (Table des matériaux), désinfectez la feuille avec de l’eau de Javel à 1 % (solution d’hypochlorite de sodium) et rincez 2 fois à l’eau stérilisée pour éliminer tout résidu d’eau de Javel sur les feuilles.
      REMARQUE : Préparez le disque foliaire avant la solidification de la gélose pour vous assurer que le disque foliaire peut être correctement intégré dans la gélose à l’eau.
    4. Autoclave une solution de gélose à l’eau à 2,5 % (2,5 g de gélose par 100 mL de ddH2O) pour la stérilisation.
    5. Versez 3 ml de gélose à l’eau à 2,5 % dans de petits récipients en verre (35 mm de hauteur, 30 mm de diamètre intérieur) à l’intérieur d’une hotte à flux laminaire avant que la gélose ne se solidifie. Laisser refroidir la gélose à environ 40 °C jusqu’à ce qu’elle atteigne un état semi-solide.
    6. Placez délicatement le disque foliaire (côté adaxial vers le haut) sur la gélose, en l’enfonçant légèrement avec une exposition minimale au-dessus de la surface de la gélose. Une fois que la gélose à l’eau s’est complètement solidifiée, les récipients en verre sont prêts pour l’essai biologique.
  3. Inoculation et observation de l’EPF
    1. Avant l’application, vortex la suspension conidique à fond. À l’aide d’un micropulvérisateur, appliquer uniformément 0,1 mL de la suspension (préparée à l’étape 3.2.4) sur la surface de chaque disque foliaire à une distance d’environ 10 cm à l’intérieur du récipient en verre.
      REMARQUE : Testez les zones de pulvérisation avant l’expérience. Assurez-vous que la pulvérisation recouvre uniformément tout le disque foliaire d’une fine couche. Si les gouttelettes s’accumulent dans l’eau stagnante sur la feuille, réduisez le volume d’inoculation pour éviter de trop mouiller.
    2. Faites sécher à l’air libre la suspension de conidies sur la feuille pendant 30 min dans des conditions stériles (par exemple, dans une hotte à flux laminaire).
    3. Transférez 10 des larves du 2e stade dans chaque récipient à l’aide d’un pinceau fin et scellez chaque récipient d’élevage en verre avec deux couches de parafilm.
    4. Faites ~30 petits trous à l’aide d’une épingle à insectes #00 (Table des matériaux) pour la ventilation.
    5. Inoculer le récipient à 25 ± °C dans un incubateur avec une humidité relative de ~70 % et une photopériode de L :D = 12 h : 12 h.
    6. Observer et consigner la mortalité des thrips du piment au microscope stéréoscopique à un grossissement de 10x par jour pendant 7 jours.
    7. Conservez les larves mortes à l’intérieur du récipient en verre pour l’observation de la mycose afin de confirmer l’infection par l’EPF.

5. Essai biologique sur des isolats EPF sélectionnés

REMARQUE : L’isolat d’EPF le plus virulent ou plusieurs isolats très virulents peuvent être sélectionnés pour un essai biologique dose-dépendant contre les thrips du piment. Trois concentrations différentes de conidies, allant de 106 à 108 conidies/mL, ont été utilisées pour évaluer la relation entre la dose et la pathogénicité.

  1. Préparation de la suspension de conidies
    1. Récupérez l’isolat EPF sélectionné en suivant l’étape 3.1.
    2. Préparez trois concentrations de suspensions de conidies (106, 107 et 108 conidies/mL) comme décrit à l’étape 3.2.
  2. Préparation des larves du2e stade
    1. Prélevez les larves du deuxième stade en suivant l’étape 4.1 pour obtenir des adultes nouvellement émergés.
  3. Préparation du récipient d’inoculation
    1. Suivez l’étape 4.2. Pour préparer le récipient d’inoculation contenant des disques de feuilles de myrtille noyés dans de la gélose à l’eau.
  4. Inoculation et observation de l’EPF
    1. Procéder à l’inoculation de l’EPF avec trois concentrations de suspension de conidies, comme décrit à l’étape 4.3.

6. Analyse statistique

  1. Calcul de la mortalité
    1. Transformer les données de mortalité de chaque souche fongique par transformation d’Arcsin avant d’effectuer une analyse de variance à un facteur (ANOVA) pour évaluer les différences entre les traitements fongiques (niveau de signification fixé à p < 0,05).
    2. Effectuez des comparaisons a posteriori des moyens de traitement à l’aide du test Honest Significant Difference (HSD) de Tukey.
  2. Calcul du temps létal médian (LT50) et de la concentration létale médiane (CL50)
    1. Calculez les valeurs médianes de temps létal (LT50) et de concentration létale médiane (CL50) à l’aide de l’analyse de régression Probit.
    2. Créez et remplissez les variables nommées « total », « réponse » et « durée » (pour LT50) ou « concentration » (pour LC50) avec les données observées dans l’interface logicielle.
      REMARQUE : Si la mortalité cumulée ne dépasse pas 50 % au cours de la période d’observation, les valeurs LT50 et/ou CL50 ne peuvent pas être estimées de manière fiable.
    3. Effectuez une analyse Probit en accédant à Analyser | Régression | Probit. Définissez le « total » comme le nombre total d’insectes testés, la « réponse » comme le nombre d’insectes morts et la « durée » ou la « concentration » comme covariable. Définissez le niveau de signification du facteur d’hétérogénéité sur 0,05 en appuyant sur Options et en définissant le niveau de signification pour l’utilisation du facteur d’hétérogénéité sur 0,05.

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Résultats

L’organigramme expérimental présenté dans cette étude a démontré que le système d’élevage stable des thrips du piment a pu être établi, en commençant par la collecte sur le terrain jusqu’au dépistage de la virulence des isolats d’EPF (Figure 1). Bien que l’observation morphologique puisse distinguer les thrips du piment des autres thrips des fleurs, l’utilisation de la séquence COI partielle comme marqueur moléculaire, y compris la taille de l’amplicon PCR et...

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Discussion

Le thrips du piment est un ravageur d’importance mondiale qui affecte de nombreuses cultures économiquement importantes telles que le maïs, l’arachide, le poivre, le soja, la fraise, la patate douce et la tomate 1,11,19. Les stratégies de lutte actuelles reposent sur des approches intégrées impliquant des pratiques culturales, des agents de lutte biologique et des traitements chimiques, y compri...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’il n’y a pas de conflit d’intérêts impliqué dans ce travail.

Remerciements

Nous remercions tout particulièrement M. Lin, Huanf-Jen de la plantation de myrtilles Humi (Wufeng Dist., Taichung City), qui a fourni les plants de myrtilles. Cette recherche a été soutenue par 113-2313-B-005 -024 -MY3 du Conseil national des sciences et de la technologie (NSTC).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
#00 épingle insecteEntosphinx  ;DMM0220Fabriqué au Royaume-Uni
Tube à centrifuger de 1,5 mLCorning incorporéeMCT-175-CFabriqué aux États-Unis
10 &mu ; L Boucle d’inoculationNEST Scientific718201Fabriqué aux États-Unis
Échelle d’ADN III de 100 pbGeneaidDL007Fabriqué à Taïwan.
2x SuperRed PCR Master MixBiooutilsTE-SR01Fabriqué à Taïwan
Boîte de Pétri de 6 cmAlpha Plus Scientifique16021Fabriqué à Taïwan
agar-agarBioman ScientificAGR001.1Qualité microbiologique
AgaroseBioman ScientificPB1200Fabriqué à Taïwan
BioGreen Safe Tampon de gel d’ADNBioman ScientificSDB001TFabriqué à Taïwan
Kit de tissus d’extraction facile de l’ADN à grande vitesseFisher BiotecET-100https://www.fisherbiotec.com.au/wp-content/uploads/2021/11/FB-EDNA-DNA-Kits-flyer-11Nov21.pdf (Fabriqué en Australie)
Primaire avant : LCO 1490Génomique  ;PO-PR220919G6Séquence : 5'-GGT CAA CAA ATC ATA AAG ATA TTG G-3'
GenepHlow Gel/PCR KitGeneaidDFH300http://www.protech-bio.com/UserFiles/file/Gene-Spin%20Genomic%20DNA%20Kit.pdf
conteneur d’élevage en verre  ;Entreprise Sunshine Lab EquipmentTaille : 35 mm de hauteur, 45 mm de diamètre intérieur. Peut être remplacé par n’importe quelle taille similaire de tasse en plastique ou en verre.
HémocytomètrePaul Marienfeld640030Fabriqué en Allemagne
incubateurHipointF740Fabriqué à Taïwan
Coupe-cuirVéritable atelier fait à la mainhttps://shopee.tw/jj891004 ? categoryId=100636& entryPoint=AchatParPDP& itemId=16023929406
Thermocycleur MiniAmpThermo Fisher ScientificN° A37834Fabriqué aux États-Unis
microscope optique  ;Nikon  ; Ci-LFabriqué au Japon
pinceauEntreprise de brosses Tian Cheng4716608400352Peut être remplacé par un pinceau aquarelle à pointe fine, équivalent à un pinceau rond de taille 0 ou 1.
essuie-toutpeut fleurirRéf. BLS007-8Fabriqué à Taïwan
Parafilm MBemisRéf. PM-996Fabriqué aux États-Unis
pilon à granulésBioman ScientificGT100RFabriqué à Taïwan
Apprêt inversé : HCO 2198Génomique  ;PO-PR220919G6Séquence : 5'-TAA ACT TCA GGG TGA CCA AAA AAT CA-3'
Bouillon de dextrose SabouraudHiMediaMH033-500GFabriqué en Inde
StéréomicroscopeSoptopSZN71Fabriqué à Taïwan
Tampon TAE 50XBioman ScientificTAE501000Fabriqué à Taïwan
Préadolescent 80PanReac AppliChem142050.1661Fabriqué à Taïwan
sac à fermeture éclairWenchen Plastic Company1809000061Taille : 12 cm de large et 17 centimètres de long. (Fabriqué à Taïwan)

Références

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