Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Modèle de résection tumorale adapté à la traduction pour les modèles précliniques murineux du carcinome épidermoïde buccal

733 vues

⸱

DOI :

10.3791/68621

⸱

3 avril 2026

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Katz Department of Oral and Maxillofacial Surgery, The University of Texas Health Science Center at Houston, School of Dentistry, 2Department of Head and Neck Surgery, The University of Texas MD Anderson Cancer Center, 3Department of Bioengineering, Rice University

Dans cet article

Résumé

Une méthode unique pour réséquer chirurgicalement les tumeurs du carcinome squameux buccal établies dans la cavité buccale est présentée ici.

Résumé

Actuellement, le traitement de première intention pour la forme la plus courante de carcinome squameux de la tête et du cou (HNSCC), le carcinome squameux de la cavité buccale (OSCC), est la résection chirurgicale, suivie de traitements adaptés au risque, tels que la chimioradiothérapie. Cependant, avec la norme actuelle de soins et même l’émergence de nouveaux traitements, tels que le blocage des points de contrôle, la survie globale aux maladies avancées et récurrentes reste élevée, et la prévalence des cancers de la tête et du cou devrait continuer à augmenter dans les années à venir. Ainsi, une investigation plus approfondie des modalités actuelles de soins standards, en plus des thérapies novatrices, est nécessaire pour transposer les options de traitement potentielles et prometteuses aux patients atteints de HNSCC. Les modèles précliniques sont utilisés pour évaluer la sécurité et l’efficacité des interventions thérapeutiques potentielles. Malheureusement, les modèles précliniques actuels ne parviennent pas à incarner pleinement la procédure chirurgicale que de nombreux patients subissent, car ils impliquent principalement des modalités de traitement non chirurgicales, telles que la radiothérapie, la chimiothérapie ou l’immunothérapie. De plus, les modèles chirurgicaux existants sont limités par des réactifs supplémentaires nécessaires pour soutenir l’établissement de tumeurs dans les sites orthotopiques et la nécessité d’une microchirurgie pour l’ablation des tumeurs. Cela justifie la création de modèles précliniques améliorés et simplifiés pour étudier les traitements et obtenir des informations sur la récidive tumorale locorégionale et la résistance au traitement. Cet article décrit un nouveau modèle de résection orthotypique murine, orthotopique, cliniquement pertinent, qui reprend la norme de soins dans l’OSCC. Ce modèle simplifie les modèles existants et entraîne une récidive mesurable après une résection chirurgicale de tumeurs muqueuses buccales. L’utilisation de ce modèle pourrait permettre d’obtenir des informations précieuses sur la récidive tumorale et la résistance au traitement chez les patients atteints d’OSCC. L’établissement de ce modèle préclinique ouvre la voie à de nouveaux travaux visant à étudier comment l’OSCC répond aux traitements adjuvants post-résection, en capturant l’état tumoral à la fenêtre cliniquement pertinente à laquelle les patients commencent généralement ces traitements ultérieurs.

Introduction

Les tumeurs malignes originaires du larynx, du pharynx, de l’hypopharynx, de la cavité nasale, des glandes salivaires et de la cavité buccale sont classées comme cancers de la tête et du cou. Le carcinome épidermoïde de la tête et du cou (HNSCC), qui représente plus de 90 % de ces cas, se développe à partir des cellules épithéliales squameuses qui tapissent ces sitesanatomiques. Plus précisément, le carcinome épidermoïde de la cavité buccale (OSCC) est une malignité confinée à la région buccale. En 2022, le cancer de la tête et du cou était le sixième cancer le plus répandu dans le monde, avec environ 947 000 nouveaux cas enregistrés dans le monde et 482 000 décèsannuels 2.

La résection chirurgicale est généralement la première formule de traitement pour les cancers de la tête et du cou, y compris l’OSCC, souvent suivie de chimioradiothérapie 1,3,4. Bien que ces thérapies standards soient potentiellement curatives dans les cas localement restreints ou à stade précoce, le taux de récidive locorégionale et lointaine reste élevé chez les patients atteints de CCOS. En fait, moins des deux tiers des patients atteints de CCOS survivent au-delà de cinq ans et subissent des effets secondaires importants 5,6,7. Il existe de plus en plus de preuves que le stress traumatique subi lors de la chirurgie déclenche les processus physiologiques impliqués dans les lésions tissulaires et la cicatrisation desplaies 8,9. De plus, des études ont également rapporté que la résection chirurgicale contribue à des dysfonctionnements immunologiques pouvant, à leur tour, contribuer au risque de récidive10.

Bien qu’une majorité de patients subissent une résection chirurgicale comme traitement de première intention pour l’OSCC, il reste actuellement nécessaire de modèles précliniques de résection orthotopique pertinents pour l’OSCC, qui standardisent l’établissement des tumeurs et la résection subtotale et préservent les mécanismes immunologiques associés à la récidive tumorale afin de fournir un contexte critique pour la recherche dans cedomaine 11, 12,13. Des études antérieures rapportant des modèles de résection animale incluent un modèle de résection de tumeur mammaire 4T1 qui a été utilisé pour étudier les effets immunosuppresseurs de la chirurgie14. Pour les études en OSCC, l’utilisation d’un modèle hétérotope de résection subtotale de tumeur MOC1-OVA dans le flanc murin a étérapportée 15. Dans les sites orthotopiques, l’utilisation de la lignée cellulaire oropharyngée du HPV, mEERL95, a été employée pour établir des tumeurs submentales pour la modélisation de la résection et de la récidive, tout en transférant chirurgicalement des ganglions lymphatiques drainants à des souris naïves pour une étudeultérieure 16. Des études orthotopiques pertinentes portant sur la récidive chez des souris immunodéficientes ont également étérapportées 13.

Voici un protocole nouvellement établi pour un modèle préclinique immunocompétent, syngénique et orthopique OSCC de survie à la résection tumorale et à la récidive, observé dans la semaine suivant la résection. Cette procédure simplifie encore les modèles existants en réalisant l’ablation de tumeurs sans microchirurgie et en utilisant la lignée cellulaire de tumeurs orales murines (MOC2), qui ne nécessite pas l’ajout de matrice cellulaire ou membranaire basale pour établir les tumeurs.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

La procédure suivante, ainsi que l’hébergement et l’entretien des animaux, ont été menées au Centre de médecine et de soins des animaux de laboratoire du Centre des sciences de la santé de l’Université du Texas à Houston (UTHealth), en coordination avec le comité institutionnel de bien-être animal. Le protocole associé a été approuvé par le Comité de soins et d’utilisation des animaux institutionnels (IACUC) et est conforme aux principes et directives éthiques énoncés dans la politique du Service de santé publique américaine sur les soins humains et l’utilisation des animaux de laboratoire. Veuillez veiller au respect de toutes les politiques établies par l’IACUC locale et à garantir qu’un protocole d’utilisation des animaux approuvé par l’IACUC (ou équivalent) est en place avant de procéder aux sections suivantes. Les réactifs et l’équipement utilisés sont listés dans le tableau des matériaux.

1. Établissement des tumeurs buccales orthotopiques de la muqueuse buccale

REMARQUE : Pour ce protocole spécifique, des cellules MOC2 ont été utilisées pour établir les tumeurs17. Cependant, d’autres lignées ou types cellulaires peuvent également être utilisés. La quantité de cellules tumorales nécessaires à l’établissement des tumeurs in vivo dépend de la lignée cellulaire et doit être optimisée avant l’inoculation pour la chirurgie.

  1. Lorsque la culture de cellules tumorales atteint environ 80 % de confluence, on prélève les cellules en aspirant et en éliminant le milieu de culture.
  2. Pour éliminer le sérum restant, lavez les cellules avec du sérum physiologique tamponné phosphate (PBS) sans magnésium ni calcium, suffisamment volumineux pour recouvrir complètement la surface du vaisseau (par exemple, la fiole) avec les cellules attachées.
  3. Ajoutez 0,05 % de trypsine à la fiole de culture pour couvrir suffisamment le fond de la fiole. Incubez les cellules à 37 °C avec 5 % deCO-2 pendant environ 5 minutes pour le décollement cellulaire.
    REMARQUE : La période d’incubation requise (2 à 15 minutes) pour détacher les cellules peut varier selon les cellules (c’est-à-dire la lignée cellulaire) utilisées. Cependant, une exposition prolongée à la trypsine peut être dommageable pour les cellules. Si un temps supplémentaire est nécessaire pour un décollement cellulaire adéquat, surveillez périodiquement et de près les cellules.
  4. Après l’observation du décollement cellulaire, tremper avec au moins deux fois le volume de trypsine utilisé avec un milieu complet (par exemple, pour 5 mL de trypsine, tremper avec au moins 10 mL de milieu complet).
  5. Centrifugez la suspension à 350 x g pendant 5 minutes à température ambiante, puis aspirez le surnageant.
  6. Resuspendez dans un PBS froid et prenez une aliquote pour le comptage. Répétez les étapes 1.5-1.6 pour un lavage supplémentaire afin d’éliminer tout reste de substrat.
  7. En utilisant des PBS supplémentaires, ajustez à la concentration optimisée des cellules pour l’inoculation (c’est-à-dire 3 x 10 cellulesde 4 MOC2 par volume de 30 μL). Gardez la suspension des cellules sur la glace jusqu’à ce que vous soyez prêtes à l’emploi.
  8. Anesthésiez la souris avec de l’isoflurane à 1 % à 3 %, complété avec 1,5 L/min d’oxygène dans une chambre pour petits animaux.
    REMARQUE : L’épilation n’est pas nécessaire mais recommandée à ce stade pour aider à visualiser le site d’inoculation et améliorer la consistance de l’inoculation. Si vous retirez à ce stade, suivez les instructions aux étapes 3.3-3.5.
  9. Mélangez soigneusement la suspension cellulaire pour assurer une répartition uniforme des cellules et collectez dans une seringue d’insuline de 0,3 mL.
  10. Maîtrisez la souris sédatée en lui grattant la nuque arrière d’une main pour que le côté antérieur murin fasse face au manipulateur et la tête vers le haut pour que la bouche soit ouverte et accessible.
  11. Insérez soigneusement la seringue dans la bouche ouverte, à un angle descendant vers le vestibule mandibulaire inférieur gauche. Continuez à insérer l’aiguille par la muqueuse buccale inférieure.
  12. Administrez 30 μL de suspension cellulaire dans cette région et retirez soigneusement la seringue, maintenez cette position pendant 5 secondes, puis retirez lentement la seringue pour éviter de laisser une suspension cellulaire supplémentaire lors du retrait.
  13. Assurez-vous que la souris est dans un état physique et comportemental normal après l’inoculation.
  14. Surveillez le poids de la souris et la croissance de la tumeur avec une balance et un pied à coulisse numérique, respectivement. Surveillez régulièrement le développement de la tumeur, deux fois par semaine ou selon le protocole spécifié.

2. Installation des matériaux pour la chirurgie

REMARQUE : Il est fortement recommandé qu’au moins un autre chirurgien ou assistant chirurgical soit présent pour aider à l’installation et à l’organisation tout au long de la procédure afin d’assurer le maintien de la stérilité.

  1. Choisissez une salle de procédure propre, avec une porte fermable et un trafic limité.
  2. Préchauffez une nouvelle cage, contenant une literie propre et sèche ainsi qu’un nid d’essuie-tout, en la plaçant partiellement sur un chauffe-eau électrique.
  3. Chauffez un stérilisateur à billes à la température de fonctionnement (250-265 °C).
  4. Installez la chambre d’induction à l’isoflurane et l’appareil d’anesthésie portable, avec le cône de nez approprié, et connectez-vous à l’isoflurane, à l’oxygène et au système de récupération correspondant.
    REMARQUE : Lors de l’utilisation de la chambre d’induction, anesthésiez les souris avec un réglage d’environ 3 % d’isoflurane. Lors de l’utilisation du cône nasal, anesthésiez les souris avec 1 % à 2 % d’isoflurane.
  5. Allumez la bouillie chirurgicale chauffée à l’eau à 38,9 °C et fixez la source d’isoflurane à la tête de la serviette.
  6. Désinfectez la surface de travail prévue et le coussinet chirurgical avec un désinfectant et couvrez l’espace de travail avec un plateau de travail propre.

figure-protocol-1
Figure 1 : Instruments chirurgicaux sélectionnés et matériaux pour la résection tumorale. (1) Gants chirurgicaux, (2) drape, (3) compresse de gaze, (4) seringue d’insuline de 0,3 mL, (5) drapé serviette, (6) tampon d’écouvillon à alcool isopropylique, (7) scalpel, (8) scalpel sans lame, (9) hémostate Hartman, (10) pinces hémostatiques à moustiques, (11) ciseaux micro-disséquateurs, (12) pinces micro-disséquatrices, (13) pinces Brown-Adson (14) pinces micro-disséquatrices, (15) applicateurs à pointe de coton, (16) coupeuse, (17) suture de vicryle enrobée de 4-0, (18) bupivacaïne à 0,25 % et (19) pommade lubrifiante pour les yeux. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

3. Préparation de l’animal à la chirurgie

  1. Peser la souris 24 heures avant l’intervention afin de déterminer la posologie appropriée d’anesthésie et de médicaments contre la douleur, selon le protocole spécifié.
  2. Anesthésiez la souris dans la chambre d’induction pendant environ 2 minutes, puis administrez des analgésiques au moins 30 minutes avant l’opération. Celle-ci doit être injectée par voie sous-cutanée à la nuque de la murine.
  3. Si ce n’est pas déjà fait au moment de l’inoculation ou si les cheveux déjà dégagés ont commencé à repousser, ajoutez une petite quantité de crème dépilatoire à l’aide d’un applicateur en coton directement sur les cheveux au site de résection tumorale, avec suffisamment de marges pour empêcher les poils d’entrer dans l’espace de l’incision pendant la procédure.
  4. Laissez la crème reposer environ 10 secondes et essuyez les cheveux avec une gaze sèche et propre.
  5. Retirez toute crème restante du site avec de la gaze humidifiée au sérum ou à l’eau, puis séchez la zone avec une gaze sèche et propre.
    REMARQUE : L’épilation par un tondeuse électronique est une méthode alternative acceptable mais moins appréciée, car la peau autour de la tête et du cou peut être fine et délicate. Si vous utilisez une tondeuse, veillez à éviter les zones sensibles, comme les yeux, et à garder toute peau relâchée tendue pour éviter les blessures indésirables de la souris.
  6. Administrez un analgésique systémique par voie sous-cutanée et un analgésique local sur le site de l’incision.
  7. Placez la souris anesthésiée sur la bouillotte, allongée sur le dos, le côté antérieur tourné vers le haut. Son nez doit être juste à l’intérieur du couvercle du cône nasal.
  8. Appliquer une petite quantité (c’est-à-dire suffisante pour couvrir l’œil) de pommade lubrifiante stérile sur chaque œil de la souris pour éviter que les yeux ne sèchent pendant la procédure.
  9. À l’aide d’un applicateur propre à pointe de coton, prélève le site de résection avec de l’alcool isopropylique à 70 % suivi de 10 % d’iode trois fois, en veillant à retirer l’iode après la dernière passe avec de l’alcool isopropylique à 70 %.
  10. Portant des gants stériles et un équipement de protection individuelle approprié (peignoir, coiffure), préparez le champ stérile d’au moins 18"L x 26"L, et disposez tous les outils et matériaux appropriés (gaze en coton stérile, cotons-tiges stériles, sérum physiologique, applicateurs d’alcool isopropylique, outils chirurgicaux) (Figure 1).
  11. Couvrez la souris d’un drap stérile et découpez un trou d’accès juste au-dessus du site de résection à l’aide de ciseaux stériles.

4. Résection chirurgicale de tumeurs orales établies

REMARQUE : Tout au long de l’intervention, le chirurgien ou l’assistant doit vérifier la respiration et le réflexe de la souris afin de garantir une oxygénation appropriée pendant l’anesthésie. Ajustez l’isoflurane conformément aux directives vétérinaires et à la politique institutionnelle selon les besoins.

  1. À l’aide d’un nouveau scalpel chirurgical, créez une incision sous-mandibulaire, juste sous la tumeur et le long de la mâchoire gauche, occupant toute la longueur de la tumeur (Figure 2A,B).
  2. Utilisez prudemment les hémostats de Hartman pour élargir l’ouverture vers la tumeur. Si besoin, tapotez le sang avec une gaze stérile.
  3. Localiser la tumeur et utiliser des pinces pour la maintenir en place (Figure 2B).
    REMARQUE : Un assistant peut aider à ce stade à utiliser des pinces pour maintenir l’accès au site tumoral (c’est-à-dire retirer la peau).
  4. À l’aide de ciseaux chirurgicaux, coupez autour de la base de la tumeur pour réséquer toutes les parties visibles (Figure 2C). Repositionner la peau sur le site tumoral réséqué et fermer l’incision avec quatre à six points de suture interrompus, en utilisant des sutures vicryl 4-0 de longue durée (Figure 2D).
    REMARQUE : Veillez à ne pas serrer trop fort les points de suture pour préserver la peau sans nuire davantage aux souris, ainsi que pour éviter d’éventuelles blessures lors d’un retrait ultérieur.
  5. Pour poursuivre les interventions chirurgicales supplémentaires, nettoyez les surfaces des instruments chirurgicaux avec de l’alcool isopropylique à 70 % et placez-les dans le stérilisateur à billes chauffées pendant 10 à 15 secondes avant chaque utilisation supplémentaire. Le même ensemble d’outils peut être utilisé pour opérer jusqu’à 5 souris ou, selon les directives et pratiques institutionnelles.
    REMARQUE : Les tumeurs réséquées peuvent être rejetées ou prises pour traitement et analyse ultérieure (c’est-à-dire fixation pour l’histologie et l’imagerie ; dissociation tissulaire et coloration immunitaire pour l’analyse de phénotypage par cytométrie de flux, selon les plans expérimentaux spécifiques del’étude 18,19 (Figure 2E).

figure-protocol-2
Figure 2 : Les tumeurs buccales, établies transoralement via la muqueuse buccale inférieure, peuvent être réséquées par approche sous-mandibulaire sans complications de cicatrisation. (A) Tumeur établie (flèche rouge) dans la cavité buccale. (B) Incision sous-mandibulaire exposant la tumeur. (C) La tumeur réséquée. (D) Fermeture de la plaie avec plusieurs sutures vicryles interrompues. (E) Tumeur excisée. (F) Schéma résumé pour l’inoculation transorale. Image créée dans BioRender. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figurine.

5. Soins post-résection

  1. Après avoir fermé l’incision, coupez le débit anesthésique à 0 % et continuez uniquement O2 à 1,5 L/min jusqu’à ce que la souris commence à reprendre conscience (moins de 5 minutes). Si la souris reste immobile et inconsciente après plusieurs minutes, consultez les politiques institutionnelles concernant l’intervention vétérinaire.
  2. Transférez doucement la souris dans la cage préchauffée. Continuez à surveiller la souris pour détecter sa conscience et sa mobilité post-opératoires. Il devrait retrouver pleine conscience et mobilité en 10 minutes.
  3. Effectuer une surveillance post-opératoire quotidienne conformément aux protocoles approuvés et aux politiques institutionnelles.
  4. Immédiatement après l’opération, fournissez de la nourriture « molle » à la souris en plaçant directement dans la cage des granulés trempés dans l’eau, dans un récipient accessible (c’est-à-dire un peseur en plastique). Si aucune complication ne survient, la souris peut reprendre la consommation normale d’aliments solides lors de la prochaine tétée régulière.
  5. Surveillez les souris deux fois par jour pendant les 48 premières heures (2 jours) et une fois par jour pendant un minimum de 96 heures (4 jours) après l’opération. Ensuite, reprenez un programme de suivi normal (c’est-à-dire 2 fois par semaine).
  6. Au septième jour post-opératoire, retirez les points sous anesthésie, en faisant attention à ne pas couper ni blesser les souris.
  7. Continuez à surveiller les souris et, une fois qu’elles atteignent leur point d’arrivée humain, euthanasiez les animaux de manière humaine conformément aux critères d’euthanasie approuvés et à l’American Veterinary Medical Association.
    REMARQUE : L’analyse statistique de la cinétique de croissance tumorale et de la survie animale sont des indicateurs pertinents pour cette méthodologie. Pour les courbes de survie de Kaplan-Meier, des analyses statistiques utilisant le test log-rank/Mantel-Cox ont été réalisées via un logiciel d’analyse statistique. Pour les courbes de croissance tumorale, le test de comparaison multiple de Šídák par une analyse ANOVA bidirectionnelle a été utilisé pour comparer la taille des tumeurs entre groupes non réséqués et réséqués. Des valeurs p inférieures à 0,05 ont été considérées comme significatives.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Observations de la muqueuse buccale murine MOC2
À l’aide de la lignée cellulaire MOC2, des tumeurs ont été établies dans la muqueuse buccale murine de la cavité buccale (Figure 2A-F). Les tumeurs primaires établies ont été réséquées à une taille tumorale de 25 à 36mm2. Lors de la résection, les souris retrouvaient généralement une mobilité complète en 5 à 10 minutes. Les souris ont ensuite été ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Cet article décrit ici une procédure simple pour l’établissement et la résection totale des tumeurs dans la muqueuse buccale de la cavité buccale chez la souris. Des études antérieures ont également démontré la faisabilité d’établir des tumeurs par la langue murine, la muqueuse buccale ou le plancher de la bouche pour une analyse en aval des tumeurs réséquées, ainsi que pour étudier la récidive locale ultérieure et les métastases régionales et lointaines, chacune avec ses propres

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Remerciements

Ce travail a été financé par 1R21DE034543 (NIH-NIDCR). Nous remercions également le personnel administratif, vétérinaire et de maintenance du Centre UTHealth pour la médecine et les soins des animaux de laboratoire pour leur soutien et leurs soins.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
0,05 % de trypsineCorning25-052-CL0,53 mM EDTA, 1 X [-] bicarbonate de sodium   ;
Injection de bupivacaïne HCl à 0,25 %McKesson10772802,5 mg/kg-1 mg/kg, DI/SC 20-30uL
0,9 % de chlorure de sodium, USPMcKesson1617365 mL/kg, SC, IV 1,5 mL
Aiguille 23 GBecton, Dickinson et Compagnie [McKesson]402
Vicryl enduit 4-0McKesson100700
Tubes coniques de 50 mLThermo Scientific33965
Coussinets absorbants pour établiVWR115-0684
Écouvillon d’alcool Alcool isopropylique 70 %Becton, Dickinson and Company [VWR]326895
Pochette auto-scellante 5 & frac14 ; ” x 10"   ;McKesson960944
ÉquilibreOhaus [VWR]30253019
Bioclave MiniBenchmark ScientificB4000-M
Pinces Brown-AdsonROBOZ [VWR]RS-5231
Applicateur à extrémité de coton stérile de 6 poucesMcKesson999736
Le Phophate de Dulbecco a tamponné la solution physiologique / ModifiéCytivaSH30028.02[-] calcium, [-] magnésium
Ethiqa XRÒ ;*Santé animale FidelisNDC 86084-100-303,25 mg/kg SC
Drapé polyvalentMcKesson68107
Stérilisateur de billes de verreVWR75999-324
Perles de verreVWR75999-332
Hémostats de HartmanOutils scientifiques de qualité [VWR]13003-10
Dispositif d’anesthésie portable de haute qualitéVétérinaire Patterson07-8915662
Isoflurane, USPMcKesson8032504-5 % d’induction, 1-3 % d’entretien
MedLED & Ograve ; Chrome (phare)KLS MartinML-MC7-HT-HK-X21
Pinces micro-disséquantesROBOZ [VWR]RS-5174
Micro Dissection CiseauxROBOZ [VWR]RS-5914
Seringues à insuline monojectSanté Cardinale [McKesson]8881600145
Pinces hémostatiques de moustiquesROBOZ [VWR]RS-7100
Crème dépilante NairÉglise & Dwight Co., Inc.
Porte-aiguilleROBOZ [VWR]RS-7154
Solution de préparation PVP 10 % d’iode de povidoneMcKesson911740
ScalpelROBOZ [VWR]RS-9843
Scalpel Blades en acier au carbone n° 10McKesson862685
Coussin chauffant pour petits animauxK& H Pet Products [Amazon]9 x 12 pouces 20 W
Petite chambre de sourisVétérinaire Patterson07-893338
Petit cône de nezVétérinaire Patterson78909681
Steri-DrapeMcKesson5713
Compresses stériles en gaze 2" x2" &ndash ; 12 PLYDukal Corporation [Amazon]RÉF. : 1212
Pommade oculaire lubrifiante stérileMcKesson730979
Gants chirurgicauxMcKesson20-2070N
Seringue 1ccMcKesson1065984
Étriers numériques en fibre de carbone traçablesMarque Fischer15-077-957
Kit de coupe-bordureWAHL [Amazone]BravMini

Références

  1. Klein, J. D., Grandis, J. R. The molecular pathogenesis of head and neck cancer. Cancer Biol Ther. 9 (1), 1-7 (2010).
  2. Lee, A. M., Weaver, A. N., Acosta, P., Harris, L., Bowles, D. W. Review of current and future medical treatments in head and neck squamous cell carcinoma. Cancers (Basel). 16 (20), 3488(2024).
  3. Liu, Y., Zhang, N., Wen, Y., Wen, J. Head and neck cancer: Pathogenesis and targeted therapy. MedComm (Beijing). 5 (9), e702(2024).
  4. Qiao, X., et al. The evolving landscape of PD-1/PD-L1 pathway in head and neck cancer. Front Immunol. 11, 1721(2020).
  5. Bakos, O., Lawson, C., Rouleau, S., Tai, L. -H. Combining surgery and immunotherapy: turning an immunosuppressive effect into a therapeutic opportunity. J Immunother Cancer. 6 (1), 86(2018).
  6. Chaves, P., et al. Preclinical models in head and neck squamous cell carcinoma. Br J Cancer. 128 (10), 1819-1827 (2023).
  7. International Agency for Research on Cancer. Estimated number of new cases from 2022 to 2050, both sexes, age [0-85+]. Globocan. , World Health Organization. (2022).
  8. Bonomi, M., Patsias, A., Posner, M., Sikora, A. The role of inflammation in head and neck cancer. Adv Exp Med Biol. 816, 107-127 (2014).
  9. Tang, F., Tie, Y., Tu, C., Wei, X. Surgical trauma-induced immunosuppression in cancer: recent advances and the potential therapies. Clin Transl Med. 10 (1), 199-223 (2020).
  10. Tai, L. -H., et al. A mouse tumor model of surgical stress to explore the mechanisms of post-operative immunosuppression and evaluate novel perioperative immunotherapies. J Vis Exp. (85), e51253(2014).
  11. Kansal, V., Kinney, B. L. C., Schmitt, N. C. Characterization of the tumor microenvironment in the mouse oral cancer (MOC1) model after orthotopic implantation in the buccal mucosa. Head Neck. 46 (5), 1056-1062 (2024).
  12. Oweida, A. J., et al. Intramucosal inoculation of squamous cell carcinoma cells in mice for tumor immune profiling and treatment response assessment. J Vis Exp. (146), e59195(2019).
  13. Behren, A., et al. Development of an oral cancer recurrence mouse model after surgical resection. Int J Oncol. 36 (4), 849-855 (2010).
  14. Tai, L. -H., et al. Preventing post-operative metastatic disease by inhibiting surgery-induced dysfunction in natural killer cells. Cancer Res. 73 (1), 97-107 (2013).
  15. Sharon, S., et al. A platform for locoregional T-cell immunotherapy to control HNSCC recurrence following tumor resection. Oncotarget. 12 (13), 1201-1213 (2021).
  16. Mermod, M., et al. Mouse model of postsurgical primary tumor recurrence and regional lymph node metastasis progression in HPV-related head and neck cancer. Int J Cancer. 142 (12), 2518-2528 (2018).
  17. Judd, N. P., Allen, C. T., Winkler, A. E., Uppaluri, R. Comparative analysis of tumor-infiltrating lymphocytes in a syngeneic mouse model of oral cancer. Otolaryngol Head Neck Surg. 147 (3), 493-500 (2012).
  18. Cossarizza, A., et al. Guidelines for the use of flow cytometry and cell sorting in immunological studies (third edition). Eur J Immunol. 51 (12), 2708-3145 (2021).
  19. Gurina, T. S., Simms, L. Histology, staining. , StatPearls Publishing. (2025).
  20. Cognetti, D. M., Weber, R. S., Lai, S. Y. Head and neck cancer: An evolving treatment paradigm. Cancer. 113 (7 Suppl), 1911-1932 (2008).
  21. Anderson, G., et al. An updated review on head and neck cancer treatment with radiation therapy. Cancers (Basel). 13 (19), 4912(2021).
  22. Johnson, D. E., et al. Head and neck squamous cell carcinoma. Nat Rev Dis Primers. 6 (1), 92(2020).
  23. Friedman, J., et al. Neoadjuvant PD-1 immune checkpoint blockade reverses functional immunodominance among tumor antigen-specific T cells. Clin Cancer Res. 26 (3), 679-689 (2020).
  24. Zhou, S., et al. Neoadjuvant and adjuvant immunotherapy in the treatment of oral squamous cell carcinoma. J Biochem Mol Toxicol. 39 (3), e70199(2025).
  25. Shibata, H., Saito, S., Uppaluri, R. Immunotherapy for head and neck cancer: a paradigm shift from induction chemotherapy to neoadjuvant immunotherapy. Front Oncol. 11, 727433(2021).
  26. Saddawi-Konefka, R., et al. Lymphatic-preserving treatment sequencing with immune checkpoint inhibition unleashes cDC1-dependent antitumor immunity in HNSCC. Nat Commun. 13 (1), 4298(2022).
  27. Darragh, L. B., et al. Elective nodal irradiation mitigates local and systemic immunity generated by combination radiation and immunotherapy in head and neck tumors. Nat Commun. 13 (1), 7015(2022).
  28. Saddawi-Konefka, R., et al. Defining the role of immunotherapy in the curative treatment of locoregionally advanced head and neck cancer: Promises, challenges, and opportunities. Front Oncol. 11, 738262(2021).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Mots-clés

R section tumorale orthotopiquer currence tumoraler section chirurgicaleinoculation tumoraletumeurs de la muqueuse buccalecytom trie en fluximmunohistochimie
Modèle de résection tumorale adapté à la traduction pour les modèles précliniques murineux du carcinome épidermoïde buccal
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d'utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.