Article de méthode

Modèle murin d’occlusion veineuse cérébrale par ligature bilatérale des veines jugulaires

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DOI :

10.3791/68626

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12 septembre 2025

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1Institut du Cerveau-Paris Brain Institute-ICM, Hôpital de la Salpêtrière, INSERM, CNRS, Sorbonne Université, 2Inserm, UMRS-1144, Optimisation Thérapeutique en Neuropsychopharmacologie, Université Paris Cité, 3Department of Neurology, AP-HP, Hôpital Lariboisière, FHU NeuroVasc, 4Department of Neurology, Yale University School of Medicine, 5Department of Neuroradiology, AP-HP, Pitié-Salpêtrière Hospital

Dans cet article

Résumé

Ce protocole détaille une méthode chirurgicale permettant d’induire l’occlusion veineuse cérébrale chez la souris par ligature bilatérale des veines jugulaires internes et externes.

Résumé

Les vaisseaux lymphatiques jouent un rôle clé dans le maintien de l’homéostasie liquidienne et de la surveillance immunitaire dans les tissus. À la frontière du cerveau, les méninges durales contiennent des vaisseaux lymphatiques étroitement voisins des sinus veineux. Chez l’homme, l’hypertension intracrânienne idiopathique (HII) est associée à la sténose des sinus veineux duraux, ce qui suggère que les troubles de l’écoulement veineux peuvent affecter la régulation du liquide cérébral et le drainage lymphatique méningé. Pour explorer cette relation dans un cadre contrôlé, nous avons développé un modèle murin d’occlusion veineuse cérébrale par ligature bilatérale des veines jugulaires internes et externes (JVL). Ce protocole chirurgical est reproductible, non invasif et permet d’obtenir un taux de réussite élevé (98,4 %) avec des signes postopératoires attendus tels qu’un gonflement du visage et du cerveau ainsi qu’un remodelage vasculaire extracrânien. Une phlébographie IRM bidimensionnelle à temps de vol (2D-TOF) suivie d’une reconstruction tridimensionnelle (3D) a confirmé la congestion veineuse en amont. Ce modèle permet l’étude longitudinale des conséquences de l’écoulement veineux cérébral altéré sur l’architecture cérébrovasculaire, le remodelage lymphatique et l’élimination du liquide cérébral. En manipulant les vaisseaux au niveau du cou, JVL permet d’étudier ces processus sans endommager les structures intracrâniennes. Malgré les différences anatomiques entre les espèces, JVL offre une approche robuste et accessible pour disséquer l’interaction entre l’écoulement veineux, le drainage lymphatique et l’homéostasie liquidienne dans le cerveau.

Introduction

La dure-mère est la couche la plus externe des méninges qui protège le cerveau et la moelle épinière. La dure-mère fournit un soutien structurel et fonctionne comme une plate-forme immunitaire caractérisée par des réseaux vasculaires spécialisés et des populations immunitaires diversifiées 1,2. Les sinus veineux duraux collectent le sang de toutes les veines cérébrales et le dirigent dans les veines jugulaires 3,4,5. Les sinus veineux durals sont étroitement voisins des MLV, avec des motifs conservés entre les souris et les humains 6,7,8,9,10. Les MLV contribuent au drainage des fluides cérébraux et assurent le trafic des antigènes, des macromolécules et des cellules immunitaires des méninges vers les ganglions lymphatiques cervicaux 2,7,9,11,12.

Le rétrécissement (sténose) des sinus veineux durs entraîne une altération de l’écoulement veineux cérébral et est associé à des affections neurologiques telles que l’hypertension intracrânienne idiopathique (HII) - une maladie qui affecte principalement les jeunes femmes en surpoids et qui se caractérise par une pression intracrânienne élevée sans cause sous-jacente claire13,14. Les patients atteints d’HII peuvent être traités par une endoprothèse endovasculaire, qui rétablit à la fois l’écoulement veineux cérébral physiologique et la pression intracrânienne normale15.

Pour mieux comprendre le rôle de l’écoulement veineux dans l’homéostasie du liquide cérébral et l’implication des MLV dans ce processus, nous avons développé un modèle murin d’occlusion de l’écoulement veineux cérébral par ligature bilatérale des veines jugulaires externes et internes. Aucun modèle murin de sténose des sinus veineux durales n’a été décrit jusqu’à présent, et les modèles qui conduisent à une occlusion veineuse intracrânienne cérébrale ont endommagé les structures durales d’intérêt 16,17,18. De plus, les modèles JVL utilisés pour étudier la régulation de la pression intracrânienne, le drainage du liquide cérébral et le remodelage vasculaire dural se sont principalement concentrés sur la ligature des veines jugulaires externes seules, ce qui a entraîné des phénotypes légers sans résultats significatifs19,20. Des études antérieures ont démontré la faisabilité de ligaturer les veines jugulaires externes et internes ; Cependant, les protocoles décrits impliquent une transsection complète des vaisseaux après la ligature - une étape qui augmente le caractère invasif local et peut fausser l’interprétation des résultats physiologiques, en particulier ceux liés aux circuits lymphatiques, étant donné les relations anatomiques étroites entre les veines jugulaires internes et les lymphatiques cervicaux au niveau du cou21,22.

Le présent article décrit un protocole chirurgical affiné pour le JVL afin d’induire l’occlusion de l’écoulement veineux cérébral chez les jeunes souris femelles adultes C57Bl6/J âgées de 6 à 8 semaines. Notre approche est originale en ce qu’elle combine la ligature de la veine jugulaire interne et externe avec une analyse systématique à plusieurs moments après la chirurgie, ce qui nous permet de définir précisément les conséquences de l’hypertension veineuse sur le remodelage vasculaire et l’élimination du liquide cérébral.

Protocole

Toutes les procédures in vivo ont été conformes aux directives et aux politiques institutionnelles de l’INSERM et de la Commission de soin et d’utilisation des animaux de l’Institut du Cerveau (APAFIS#34974-2022012017455126).

1. Transfert et prétraitement des animaux

  1. Transférez des souris femelles C57Bl6/J âgées de 6 à 8 semaines et pesant environ 20 g dans la salle d’expérimentation.
    1. Administrer à chaque souris les injections sous-cutanées suivantes à l’aide d’aiguilles à insuline (30-31 G) :
      Buprénorphine 0,1 mg/kg (12,5 μg/mL ; 200 μL).
      Carprofène 20 mg/kg (50 mg/mL, dilué 1:20 dans du NaCl stérile à 0,9 % ; 200 μL).
      Chlorure de sodium 0,9 % (200 μL) pour l’hydratation pré-anesthésique.
  2. Induction et entretien de l’anesthésie
    1. Placez la souris dans la chambre d’anesthésie à l’isoflurane et commencez l’anesthésie avec 3-4 % d’isoflurane à un débit d’air de 400-500 mL/min.
    2. Maintenez l’anesthésie à 1,5 % avec un débit d’air de 140-250 mL/min, en ajustant en fonction de la fréquence respiratoire de la souris.
  3. Retirez la fourrure du cou de la souris au site chirurgical, de préférence à l’aide d’une crème dépilatoire.
  4. Allumez l’isoflurane dans le masque nasal anesthésique (paramètres 1.2.2).
  5. Appliquez du gel ophtalmique sur les yeux pour prévenir le dessèchement.
  6. Mettez la souris en position couchée, le dos sur des rideaux stériles au-dessus d’un coussin chauffant.
  7. Assurez-vous que la tête de la souris est totalement sous le masque nasal anesthésique.
  8. Étendez les pattes à environ 90° de l’axe du corps pour faciliter une bonne exposition des vaisseaux du cou.
  9. Collez les pattes arrière dans l’alignement de l’axe du corps pour assurer un bon positionnement et une bonne stabilité pendant la procédure.
  10. Utilisez des rubans chirurgicaux pour stabiliser les pattes.
  11. Assurez-vous que la tête reste en extension ; Si nécessaire, insérez doucement une paire de pinces dans la bouche pour aider à maintenir cette position.
  12. Vérifiez la profondeur de l’anesthésie en pinçant la queue ou la patte.
  13. Surveillez la température corporelle à l’aide d’une sonde rectale et régulez le coussin chauffant pour maintenir 37 °C tout au long de la procédure.
  14. Désinfectez le site chirurgical.
    1. Appliquez un gommage à la povidone iodée sur le site à l’aide d’un chiffon stérile.
    2. Rincer avec des cotons-tiges imbibés de NaCl (trois passes).
    3. Séchez la zone et appliquez une solution de povidone iodée.

2. Phase opératoire

REMARQUE : L’ensemble de la procédure est effectué sous une loupe binoculaire et une lampe éclairante. Tout l’équipement et les instruments chirurgicaux nécessaires à l’intervention sont répertoriés à côté des réactifs utilisés dans la table des matériaux et illustrés à la figure 1.

  1. Exposition de la veine jugulaire
    1. Faites une incision cutanée longitudinale, d’environ 1,5 cm, à l’aide de petits ciseaux chirurgicaux le long de la ligne médiane de la région ventro-cervicale, à 5 mm au-dessus du manubrium sternal.
    2. À l’aide de deux pinces fines, séparez doucement les glandes sous-mandibulaires le long de la ligne médiane pour accéder aux vaisseaux sous-jacents, puis procédez à une dissection contondante pour libérer les couches superficielles et pré-trachéales du fascia cervical.
    3. Pour améliorer la visibilité du champ opératoire, déplacez soigneusement les tissus environnants à l’aide de petits écarteurs émoussés.
      REMARQUE : Commencez par disséquer et ligaturer les veines jugulaires externes, puis les veines jugulaires internes, comme indiqué dans le plan ci-dessous. La ligature des veines jugulaires externes augmente d’abord le flux à travers les VJI, ce qui les fait se dilater, ce qui facilite leur dissection.
    4. Dissection de la veine jugulaire externe
      1. Identifiez les veines jugulaires externes situées juste au-dessus de la cage thoracique, latéralement, où elles se trouvent superficiellement.
      2. Disséquez soigneusement chaque veine en commençant par sa partie caudale juste au-dessus de la cage thoracique et en s’étendant sur environ 1 cm vers le crâne.
        REMARQUE : Pour ce faire, soulevez doucement la veine à l’aide d’une pince à pointe émoussée en saisissant la graisse environnante, et disséquez autour d’elle à l’aide d’une pince ultra-fine et pointue.
    5. Dissection de la veine jugulaire interne
      1. Disséquez à l’aide de pinces fines le fascia qui relie les muscles de la trachée aux muscles sterno-mastoïdien et omohyoïdien.
      2. Utilisez des écarteurs pour rétracter doucement le muscle sternocléido-mastoïdien latéralement et les muscles prétrachéaux médialement.
        REMARQUE : La veine jugulaire interne sera alors visible à l’intérieur d’une gaine fasciale qui contient également l’artère carotide interne, le nerf vague et les vaisseaux lymphatiques cervicaux. La veine jugulaire interne se trouve en avant des autres structures de la gaine fasciale.
      3. Disséquez soigneusement le fascia en le pinçant doucement et en l’élevant pour séparer la veine jugulaire interne des structures environnantes, tout en minimisant la manipulation des tissus.
        REMARQUE : Évitez de saisir la veine directement, car elle est extrêmement fragile - au lieu de cela, soulevez-la par le fascia environnant. De préférence, utilisez une pince à pointe ultrafine pour la dissection et une pince semi-émoussée pour maintenir la veine en place.
  2. Ligature de la veine jugulaire
    REMARQUE : Les étapes suivantes s’appliquent aux quatre vaisseaux, en commençant par les veines jugulaires externes. Assurez-vous d’une bonne hydratation des organes tout au long de l’intervention en appliquant des gouttes de NaCl sur le site chirurgical, en particulier avant de suturer l’incision cutanée.
    1. Une fois le vaisseau disséqué, glissez doucement la pince ultrafine sous le vaisseau pour l’isoler soigneusement et retirer tout tissu conjonctif restant.
    2. Tenez la suture tressée 6.0 (sans aiguille) avec les pointes de la pince et passez-la délicatement derrière la veine jugulaire, tout en soulevant doucement la veine à l’aide d’une pince semi-émoussée.
    3. Effectuez un nœud de chirurgien en croisant les extrémités du matériau de suture l’une sur l’autre, puis serrez pour fixer le vaisseau.
    4. Faites des lancers supplémentaires, deux à trois, pour vous assurer que le nœud est ferme.
      REMARQUE : En cas d’incertitude quant à l’exhaustivité de la ligature initiale, placez une deuxième ligature sur le même vaisseau par mesure de précaution. Cette suture secondaire doit être positionnée à quelques millimètres au-dessus ou en dessous du premier nœud, le long du même axe. Notez que la distance entre les deux nœuds n’est pas strictement normalisée, car elle n’affecte pas de manière significative le résultat. N’effectuez cette étape que lorsque cela est nécessaire pour assurer une occlusion complète du vaisseau, comme illustré à la figure 2.
  3. Fermeture des tissus
    1. Remettez les tissus disséqués dans leur position d’origine.
    2. À l’aide d’une pince, saisissez doucement les bords de l’incision cutanée pour les exposer clairement.
    3. Assurez-vous que les deux bords de l’incision sont propres, exempts de débris et alignés aussi étroitement que possible.
    4. Tenez le fil de suture avec l’aiguille (polypropylène 5.0 non résorbable) avec le porte-aiguille au niveau de la partie emboutie de l’aiguille.
    5. Insérez l’aiguille à une extrémité de l’incision, à environ 3-5 mm du bord. Utilisez un angle de 90° par rapport à la surface du tissu pour une insertion en douceur.
    6. Déplacez l’aiguille à travers le tissu, en vous assurant qu’elle passe uniformément des deux côtés de l’incision.
    7. Faites le premier nœud et resserrez-le doucement sans étrangler le tissu.
    8. Faites deux lancers supplémentaires et assurez-vous que le nœud est ferme.
    9. Après le serrage, coupez les extrémités de la suture pour laisser environ 1 à 2 mm de suture au-delà du nœud.
    10. Répétez la procédure pour fermer complètement l’incision cutanée en plaçant six sutures individuelles, régulièrement espacées d’environ 0,25 cm.
      REMARQUE : Pour établir des contrôles appropriés dans la conception expérimentale, des souris fonctionnant avec des simulacres peuvent être incluses. Ces animaux subissent la même intervention chirurgicale pour l’exposition des veines, mais sans ligature (c.-à-d. en omettant l’étape 2.2).

3. Soins postopératoires

  1. Après l’opération, placez l’animal dans une chambre de récupération chauffée.
  2. Surveiller la respiration de l’animal par observation visuelle pendant 2 min toutes les 5 minutes jusqu’à ce qu’il reprenne complètement conscience.
  3. Assurez-vous que l’animal a suffisamment de chaleur.
  4. Vérifiez les signes de douleur tels que : dos arqué, léthargie, absence de mouvement à l’ouverture de la cage.
  5. Administrer de la buprénorphine par voie sous-cutanée (0,1 mg/kg ; 12,5 μg/mL ; 200 μL) toutes les 8 à 12 h pendant 2 jours après la chirurgie.
    REMARQUE : Si la buprénorphine est insuffisante, l’injection sous-cutanée de carprofène (5 mg/kg, dilué 1:80, 200 μL) peut être ajoutée toutes les 12 heures à partir du premier jour après la chirurgie.
  6. Ce n’est qu’une fois réveillé et complètement rétabli que l’animal retourne dans sa cage d’hébergement avec ses compagnons de portée.
    REMARQUE : À ce stade, et pour une durée de 48 h, la nourriture standard et l’eau sous forme de gel sont placées directement dans la cage plutôt que sur les supports de la cage, permettant aux souris de manger et de boire confortablement sans avoir besoin d’étirer leur cou.
  7. Surveiller le bien-être des animaux quotidiennement pendant les 48 premières heures suivant l’opération, puis tous les 2 jours jusqu’au jour 7, et une fois par semaine par la suite.
    REMARQUE : La surveillance comprend l’apparence, le comportement naturel et provoqué, le poids corporel et le site chirurgical, ce qui permet de détecter la douleur, le stress ou la détérioration clinique. Sur la base de ces observations, des mesures appropriées doivent être prises, y compris une analgésie, des soins de soutien ou l’euthanasie si nécessaire.

Résultats

Immédiatement après la ligature veineuse, le segment du vaisseau en amont du site de ligature s’élargit visiblement, tandis que le segment aval s’effondre, apparaissant plat et pâle en raison de l’interruption de l’écoulement sanguin (Figure 2). La redirection du flux sanguin suite à la première ligature provoque une légère dilatation des trois autres veines jugulaires de manière pulsatile.

L’intervention chirurgicale nécessite environ 20 minutes lorsqu’elle est réalisée par un opérateur formé, avec un taux de survie postopératoire de 98,4 % (128/130 souris). Cependant, lors de la mise en œuvre initiale, le taux de réussite peut être plus faible - environ 93,8 % (122/130) - principalement en raison d’une compression du nerf vague (5/130) ou d’une hémorragie vasculaire (3/130).

Parmi les souris qui ont subi des chirurgies JVL réussies et qui ont été suivies à long terme, 77,5 % (86/111) ont développé un gonflement diffus du visage et de la tête, évident dès un jour après la chirurgie (Figure 3). L’œdème s’est progressivement atténué, avec une résolution partielle observée chez 15,3 % des souris (17/111) au septième jour et une résolution complète chez tous les animaux au quatorzième jour (0/111).

La comparaison de la phlébographie IRM bidimensionnelle à temps de vol (2D-TOF) réalisée avant et deux jours après la chirurgie JVL, suivie d’un post-traitement 3D, montre une hypertrophie veineuse des veines faciales extracrâniennes en amont des sites de ligature, indiquant une chirurgie réussie (Figure 4). La méthodologie complète, ainsi que les résultats détaillés et les analyses quantitatives, sont disponibles dans El Kamouh et al.23.

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Figure 1 : Instruments et réactifs utilisés pour la chirurgie. (A) Ciseaux Noyes (droits), (B) Ciseaux à iris (droits), (C) Pinces à moustiques (droites), (D) Pinces à épiler courbes, (E) Pinces à épiler fines incurvées, (F) Pinces à épiler droites fines, (G) Écarteurs. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 2 : Résultat chirurgical direct : modifications morphologiques de la veine jugulaire. (A,B) Images représentatives d’une veine jugulaire externe (EJV) avant (A) et après (B) ligature, avec le vaisseau délimité dans une boîte noire. Après la ligature, le segment du vaisseau en amont du site de ligature est engorgé (flèche blanche), tandis que le segment aval apparaît incolore et affaissé (flèche noire) en raison de l’interruption de l’écoulement du sang. Barre d’échelle = 2 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Évolution temporelle du gonflement du visage après une chirurgie JVL. (A) Images représentatives illustrant le gonflement facial postopératoire chez les souris JVL, mis en évidence par la flèche rouge (panneau de gauche), montrant un gonflement qui dépasse la largeur faciale normale indiquée par les flèches blanches. (B) L’incidence de l’enflure diffuse du visage a été évaluée longitudinalement à plusieurs moments après la chirurgie JVL. La fréquence de l’enflure a culminé à 77,5 % dès 2 heures après la chirurgie, suivie d’une baisse prononcée à 15,3 % au jour 7 (dps 7) et à une résolution complète au jour 14 (dps 14). Les données représentent des observations longitudinales de 111 souris ayant subi avec succès une chirurgie JVL. Barre d’échelle = 1 cm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : L’IRM de souris révèle une hypertrophie des veines faciales extracrâniennes après une ligature. (A,B) Vue latérale du cerveau et des veines crâniennes/extracrâniennes avant (A) et 2 jours après la chirurgie JVL (B). La reconstruction 3D a été générée avec 3D-Slicer (https://www.slicer.org) et réalisée par post-traitement 3D d’images de séquences d’écho multi-gradient (MGE) et de temps de vol (TOF) acquises avec un scanner 11,7 T. Notez l’élargissement après la chirurgie des veines extracrâniennes, y compris la veine faciale postérieure (PFV), la veine faciale antérieure (AFV) et la veine maxillaire (mv) rejoignant la veine faciale commune (CFV). Sinus veineux méningés : sigmoïde (SVS). Barre d’échelle = 2 mm. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Discussion

Cet article méthodologique décrit la procédure chirurgicale pour induire l’occlusion de l’écoulement veineux cérébral chez la souris par ligature bilatérale des veines jugulaires internes et externes. Les souris femelles ont été sélectionnées en fonction du sexe et de l’âge des patients généralement touchés par l’HII. Ce modèle induit efficacement les principales caractéristiques cliniques de l’HII, telles que l’hypertension intracrânienne et la rétention de liquide cérébral, mettant en évidence l’altération de l’écoulement veineux cérébral comme une caractéristique physiopathologique centrale de la maladie et soutenant la pertinence de ce modèle23. Cependant, en raison du remodelage vasculaire compensatoire, ces caractéristiques ne sont que transitoires. Les souris atteintes de JVL n’imitent donc pas la physiopathologie de l’IIH et ne reproduisent pas les conséquences à long terme des troubles veineux chroniques. Cependant, ils fournissent un modèle intéressant pour étudier les processus de remodelage induits dans le système vasculaire sanguin et lymphatique pour rétablir un flux sanguin normal et un drainage du LCR après une altération de l’écoulement veineux cérébral. Les changements dynamiques du phénotype vasculaire observés sur plusieurs semaines après la chirurgie font des souris JVL un modèle approprié pour étudier les mécanismes du remodelage vasculaire cérébral et son impact sur l’élimination des fluides et la surveillance immunitaire23. Le protocole actuel par étapes assure un haut niveau de cohérence entre les expériences, en particulier lorsqu’elles sont effectuées par des praticiens qualifiés, ce qui en fait une approche efficace pour étudier la physiopathologie des perturbations de l’écoulement veineux. De plus, ce modèle offre des possibilités d’études longitudinales, permettant aux chercheurs d’évaluer la progression et la résolution de la congestion veineuse.

Le principal avantage et la nouveauté de la procédure chirurgicale JVL réside dans sa capacité à induire une occlusion de l’écoulement veineux cérébral tout en préservant l’intégrité des structures vasculaires durales. Contrairement aux approches intracrâniennes 16,17,18, cette technique évite les dommages directs à la dure-mère et aux vaisseaux méningés associés, permettant une analyse fiable des changements de clairance vasculaire et liquidienne en aval. Comparée à d’autres techniques cervicales impliquant la coagulation ou la double ligature suivie d’une transsection de vaisseau21,22, cette méthode est moins invasive et minimise la manipulation des tissus. En évitant la cautérisation ou les manipulations excessives du vaisseau, il réduit le risque d’endommager les vaisseaux lymphatiques cervicaux adjacents - des structures de plus en plus reconnues pour leur rôle dans le drainage du liquide cérébral et la surveillance immunitaire.

Cependant, la chirurgie reste techniquement exigeante et nécessite une surveillance postopératoire étroite, surtout pendant les premières 48 heures. L’un des principaux défis est la nécessité d’une grande précision chirurgicale. La procédure implique une dissection et une ligature soigneuses des veines jugulaires internes et externes tout en évitant de blesser les structures critiques adjacentes. Le bon positionnement de l’animal est essentiel : la souris doit être fixée de manière stable, avec les membres antérieurs étendus à angle droit par rapport au corps et la tête maintenue en extension pour optimiser l’exposition cervicale. La veine jugulaire interne est particulièrement délicate à isoler en raison de sa proximité avec l’artère carotide, le nerf vague et les vaisseaux lymphatiques cervicaux. Une dissection méticuleuse est nécessaire pour éviter des blessures potentiellement mortelles. La compression ou l’endommagement du nerf vague peut entraîner une mort subite en raison de graves troubles autonomes, et des saignements importants - en particulier dus à la perforation des vaisseaux - peuvent entraîner une détérioration rapide et la mort s’ils ne sont pas rapidement contrôlés. L’anesthésie doit être surveillée attentivement tout au long de la procédure, le taux d’isoflurane étant ajusté à la fréquence respiratoire et la température corporelle maintenue par un coussin chauffant. Une hydratation adéquate est également essentielle, en particulier en cas de saignement peropératoire. L’utilisation de la kétamine n’est pas recommandée, car son profil anesthésique est instable et sa durée d’action est mal adaptée à la durée et aux exigences de l’intervention.

De plus, plusieurs limites doivent être reconnues. Ce modèle n’a été validé que chez de jeunes souris femelles C57BL/6J, et les résultats peuvent varier en fonction du sexe, de l’âge ou du patrimoine génétique. De plus, l’occlusion veineuse dans ce modèle est extracrânienne, alors que l’IIH chez l’homme implique une sténose du sinus dural intracrânien. Le gonflement facial observé dans ce modèle, résultant d’une hypertension veineuse extracrânienne, ne se produit pas chez les patients atteints d’HII et peut limiter la pertinence translationnelle de certaines caractéristiques périphériques. Les différences anatomiques entre les espèces limitent encore l’extrapolation directe à la physiologie humaine. Par exemple, chez la souris, les veines jugulaires externes contribuent plus substantiellement au drainage veineux cérébral que les veines jugulaires internes chez l’homme23. De plus, les veines vertébrales jouent un rôle plus important chez la souris que chez l’homme24,25. Enfin, le drainage veineux cérébral chez l’homme dépend en grande partie de la gravité en position verticale, ce qui influence le retour veineux. Chez la souris, la taille plus petite du cerveau et la posture horizontale réduisent le rôle de la gravité, ce qui affecte moins l’efficacité et le mécanisme du retour du sang veineux du cerveau26.

Néanmoins, ce modèle offre une plate-forme robuste et unique pour étudier comment l’affaiblissement de l’écoulement veineux cérébral entraîne le remodelage des vaisseaux sanguins cérébro-méningés et des lymphatiques méningés, ainsi que les changements dans la dynamique du fluide cérébral au fil du temps. Malgré ses limites à imiter les aspects chroniques et anatomiques des troubles veineux humains, le modèle JVL est facile à mettre en œuvre et hautement reproductible, ce qui en fait un outil précieux pour étudier les mécanismes clés impliqués dans la régulation du flux sanguin cérébral et l’élimination du liquide cérébral.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ces travaux ont été soutenus par Venolymphatic (BBT.1300), NEIMO (FRN, Fond de Recherche Neurosciences), BrainWash (ANR-17-CE14-0005), Lymbrain (ANR-20-CE16-0027-01). Les auteurs sont financés par les sources suivantes : M.-R. El Kamouh, ANR-Lymbrain ; M. Spajer, BBT.1300 Venolymphatic et INCA (Institut National du Cancer) ; Anne-Laure Joly Marolany : NEIMO (FRN) et ANR-11-INBS-0006 ; R. Singabahu : BBT.1300 Venolymphatic, INCA (Institut National du Cancer) ; S. Lenck : Institut National de la Santé et de la Recherche Médicale et Assistance Publique des Hôpitaux de Paris CIHU-2021.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Seringue de 1 mL Omnifix 100 SoloB.BraunRéf 91611708VUtilisé pour l’hydratation/dilution
Balancier KERN 400-45NKERN & SOHN400 à 45 NUtilisé pour le suivi du poids des animaux
Microscope stéréotaxique binoculaire (Leica S6E)Leica BIOSYSTEMS  ;Leica S6E
Fil tresséLe18020-60Utilisé pour la ligature veineuse
Buprénorphine (Buprecare), 0,3 mg/mLCentravetRéf. BUP002Utilisé pour l’analgésie
Cartouche pour Inventor 2010 Scavenger (anesthésie)PHYMEP8438025Utilisé pour l’anesthésie
Tissu MedicompHartmann411029Utilisé pour le maintien de conditions aseptiques
Cotons-tigesCentravetCOT010Utilisé pour le maintien de conditions aseptiques
Pince à épiler incurvée (motif étroit, incurvé, dentelée)PHYMEPRéf. 11003-20
Euthasol, 400 mg/mLCentravetEUT003Utilisé pour l’euthanasie
Pince à épiler fine incurvée (pince McPherson)  ;PHYMEPRéf. 11063-07
Ciseaux à iris fins droits  ;PHYMEPN° 22002-10 ou n° 14094-11
Pince à épiler fine droite (Dumont Inox Medbio Forceps)PHYMEPRéf. 11254-20
Chambre de chauffe VET-TECHPHYMEPHE011Utilisé pour maintenir la température corporelle à 37 ° ; C
Système de surveillance homéothermique Thermostar RWD  ;PHYMEP69027Utilisé pour surveiller la température corporelle
Seringue à insuline 0,5 mL U-100 (0,33 mm (29 G) x 12,7 mmBD Microfine TM+Réf 324892  ;Utilisé pour l’analgésie
Isoflurane (Iso-vet), 1000 mg/gCentravetISO005Utilisé pour l’anesthésie
Pince anti-moustiques droitePHYMEPRéf. 13010-12
Suture en polypropylène 5.0 non absorbante (Dafilon 5.0)CentravetDAF003Utilisé pour la suture cutanée
Ciseaux Noyes droits  ;PHYMEPRéf. 15012-12
Gel ophtalmique (Ocrygel)CentravetOCR002Utilisé pour protéger les yeux contre l’irritation et la sécheresse
Solution iodée de povidum (Vetedine), 75 mg/mLCentravetVET001Utilisé pour le maintien de conditions aseptiques
Gommage Povidum 4 % (savon)CentravetPOV008Utilisé pour le maintien de conditions aseptiques
Enrouleurs (Guthrie)PHYMEPRéf. 17021-13
Rimadyl (carprofène), 50 mg/mLCentravetRIM012Utilisé pour l’analgésie
Rasoir MOSER Allemagne  ;BiosebBIO-1556Utilisé pour le rasage de la fourrure
Petite boîte d’anesthésie inductionPHYMEPpas de ré ; fé ; rence
Solution de chlorure de sodium 0,9 % B.BRAUNCentravetCHL050Utilisé pour l’hydratation/dilution
Cadre stéréotaxique KOPF  ;PHYMEPRéférence 963076AUtilisé pour positionner l’animal
Lampe chirurgicale (ré ; f : KL 1500 LED)LEICA BIOSYSTEMS  ;KL 1500 à DEL
Ruban chirurgicalCentravetCOL427Utilisé pour sécuriser les membres supérieurs et inférieurs
TERUMO AGANI Aiguilles 26 G x (0.45 x 13 mm) Biseau régulier 11° ;Terumo  ;AN*2613R1Utilisé pour l’analgésie
Xylazine (Paxman), 20 mg/mLCentravet221631Utilisé pour l’analgésie

Références

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Occlusion veineuse c r braleligature de la veine jugulairedrainage lymphatiquehom ostasie des fluides c r brauxhypertension intracr niennephl bographie par RMremodelage vasculairelymphatiques m ning s
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