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Clairance optique transitoire à l’aide de molécules absorbantes pour l’imagerie ex vivo et in vivo

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DOI :

10.3791/68629

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11 juillet 2025

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1Department of Physics, The University of Texas at Dallas, 2Department of Electrical and Computer Engineering, The University of Texas at Dallas

Dans cet article

Résumé

Les techniques de clarification optique, telles que l’absorption de solutions de molécules, réduisent temporairement la diffusion de la lumière pour améliorer l’imagerie biologique et offrir des stratégies d’imagerie in vivo biocompatibles et réversibles pour les organes profondément intégrés. Ce protocole présente des procédures expérimentales détaillées ainsi qu’un traitement d’image avancé pour obtenir une imagerie dynamique de haute qualité pour la dynamique en temps réel chez les animaux vivants.

Résumé

L’imagerie dynamique est un outil fondamental en biologie et en médecine, mais elle est limitée par la diffusion de la lumière dans les tissus vivants causée par des déséquilibres d’indice de réfraction, ce qui réduit la profondeur de pénétration et la résolution dans les tissus biologiques. Des travaux antérieurs ont introduit une nouvelle approche pour obtenir une transparence optique chez les animaux vivants en utilisant des molécules fortement absorbantes. Lorsque ces molécules absorbantes, telles que la tartrazine, un colorant approuvé par la FDA couramment utilisé dans les aliments, se dissolvent dans l’eau, elles modifient l’indice de réfraction du milieu aqueux par le biais de relations de Kramers-Kronig. Cette modulation permet de réduire le décalage de l’indice de réfraction entre les composants séparés des tissus avec des indices de réfraction distincts, atténuant ainsi la diffusion. Cet article présente la méthodologie détaillée de la technique de clarification tissulaire à l’aide d’une solution aqueuse à base de tartrazine, appliquée à la fois sur des échantillons ex vivo et in vivo . Cette approche rend de manière réversible les corps de souris vivantes transparents dans le spectre visible, ce qui permet une imagerie plus claire et plus profonde des processus et des structures internes. Un algorithme avancé de traitement d’images a ensuite été utilisé pour améliorer le contraste et la segmentation des organes d’intérêt. De plus, une grande transparence dans les échantillons ex vivo , tels que la poitrine de poulet, traitée avec une solution à base de tartrazine, est démontrée. Cette méthode offre une approche polyvalente et accessible pour améliorer les capacités d’imagerie dans diverses modalités et ouvre la voie à l’avancement de la compréhension des systèmes biologiques complexes.

Introduction

L’imagerie biologique a longtemps été mise à l’épreuve par la diffusion de la lumière, qui obscurcit les structures d’intérêt1. Les techniques de clarification optique visent à réduire la diffusion de la lumière et à améliorer la clarté visuelle, permettant ainsi de visualiser des structures auparavant cachées2. Le développement de ces techniques a conduit à un large éventail de méthodes conçues pour améliorer l’imagerie optique de tissus biologiques ex vivo, même d’animaux entiers, sans dissection physique des échantillons3. Cependant, le développement de techniques similaires pour des applications in vivo a été un défi. Des techniques telles que CLARITY Clear Lipid-exchanged Acrylamide Rigid Imaging / Immunostaining / in situ-hybridization-compatible Tissue hYdrogel), offrent une imagerie à haute résolution mais manquent de réversibilité, ce qui les rend inadaptées aux études sur les animaux vivants4. Constantini et al. ont montré des progrès plus lents dans l’imagerie in vivo par rapport à la clarté de l’imagerie ex vivo, ce qui est dû à la complexité de maintenir la viabilité des tissus tout en évitant les niveaux toxiques d’agents nécessaires à la transparence des tissus5. Genina insiste sur le fait que l’avenir du nettoyage des tissus optiques repose sur des méthodes non invasives et réversibles6. Des études récentes ont démontré l’efficacité des colorants absorbants solubles dans l’eau pour la clairance optique in vivo. Par exemple, Miller et al. ont montré que l’application topique de tartrazine augmentait significativement la profondeur d’imagerie à la fois en OCT et en microscopie photoacoustique (PAM) de la peau de souris vivantes, en réduisant la diffusion et en augmentant l’indice de réfraction des composants du tissu interstitiel7. Jia et al. ont utilisé une solution de tartrazine à 15 % p/p pour améliorer l’imagerie PAM in vivo de l’oreille et du tissu abdominal de la souris, révélant de fines structures microvasculaires avec une résolution subcellulaire qui étaient autrement obscurcies8. Zuo et al. ont également démontré l’imagerie cérébrale à travers le cuir chevelu et le crâne intacts chez des souris vivantes en utilisant 0,6 M de tartrazine, atteignant une intensité de signal quatre fois plus élevée et une résolution 3,5 fois supérieure par rapport aux tissus non traités9. Dans une autre application, Narawane et al. ont permis l’imagerie OCT transsclérale profonde dans les yeux porcins en appliquant de la tartrazine, obtenant une visualisation claire de l’espace suprachoroïdien, qui était auparavant inaccessible en raison de la forte diffusion sclérale10. Bien que les méthodes de clarification tissulaire ex vivo telles que CLARITY et iDISCO (Immunomarking-enabled three-dimensional imaging of solvent-cleared organs) atteignent une transparence optique et une résolution subcellulaire élevées grâce à l’élimination des lipides ou à la clarification à base de solvant, elles sont souvent inadaptées à l’imagerie in vivo avec des animaux vivants 4,11,12. Cette limitation affecte l’imagerie dynamique, qui est cruciale pour l’imagerie biomédicale des processus dynamiques à l’intérieur des animaux vivants, tels que le développement de maladies et les traitements.

Les molécules absorbantes à haute solubilité aqueuse et aux formes de bandes d’absorption distinctes, telles que la tartrazine, un colorant de qualité alimentaire, offrent des avantages prometteurs pour obtenir une transparence optique chez les animaux vivants13. En introduisant spécifiquement la tartrazine, le tissu absorbe sélectivement les longueurs d’onde ultraviolettes et bleues en raison des caractéristiques spectrales uniques du colorant, ce qui permet d’obtenir un profil d’indice de réfraction modifié qui réduit la diffusion à des longueurs d’onde plus longues. Cette technique contre-intuitive de clarification des tissus optiques est optimisée pour l’imagerie in vivo, et les relations Kramers-Kronig fournissent une base scientifique pour la transparence observée lors de l’utilisation de molécules fortement absorbantes comme la tartrazine14,15. Pour l’imagerie in vivo, la tartrazine est combinée à des particules d’agarose chauffées et à de l’eau pour créer une solution cohésive qui adhère mieux à la peau. La nature hydrosoluble de la tartrazine facilite également le retrait facile de la solution à base de colorant des animaux vivants, réduisant ainsi les effets potentiels d’une exposition prolongée aux solutions de colorant. De plus, la méthode a été adaptée pour diverses applications biomédicales afin d’améliorer la profondeur, la résolution et la sensibilité de l’imagerie, notamment la tomographie par cohérence optique 7,16 et l’imagerie photoacoustique 7,9, démontrant ainsi son potentiel pour la communauté plus large de l’imagerie biomédicale.

Avec l’intérêt croissant pour l’application de molécules absorbantes dans l’imagerie biomédicale17,18, le protocole présente une procédure détaillée d’utilisation de colorants alimentaires pour des applications ex vivo et in vivo, ainsi que le traitement d’images et l’imagerie in vivo réversible. Ce protocole est appliqué à des tissus de poitrine de poulet pour démontrer une transparence ex vivo, puis est modifié pour l’imagerie de la tête et de l’abdomen in vivo de souris, montrant la réversibilité. Une solution appliquée sur la peau de souris in vivo crée une transparence temporaire et réversible sans nuire à l’intégrité de la peau ou des tissus. Cette technique peut être intégrée à un pipeline de traitement d’images, y compris le débruitage, pour créer un protocole d’imagerie optimisé pour l’imagerie optique in vivo des organes internes. Lorsqu’elles sont combinées, ces techniques permettent une meilleure imagerie longitudinale non invasive pour l’observation en temps réel des processus biologiques. L’utilisation d’agents plus sûrs qui démontrent une réversibilité permet de surmonter les limitations précédentes et de fournir une méthode plus adaptée à l’imagerie biologique dynamique.

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Protocole

Toutes les expériences sur les animaux menées ont été approuvées par l’Institutional Animal Care and Use Committee (IACUC) de l’Université du Texas à Dallas, conformément au Guide des NIH pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux. Le code de traitement d’image est disponible sur Github : https://github.com/ou-group-utd/JoVE-2025-Image-Processing

1. Préparation de la solution de tartrazine

  1. Pour les échantillons ex vivo
    1. Pour préparer des solutions de colorant, calculez la masse requise de poudre de colorant (tartrazine) pour préparer le volume souhaité de la solution. Utilisez la formule :
      Masse (g) = Molarité (M) × Poids moléculaire (g/mol) × Volume (L)
      REMARQUE : Pour calibrer la molarité réelle, mesurez l’absorbance des solutions préparées à l’aide d’un spectromètre UV-VIS et appliquez la loi de Beer-Lambert19.
      ATTENTION : Utilisez une balance analytique pour peser la quantité précise de poudre. Portez un EPI (équipement de protection individuelle) approprié, y compris une blouse de laboratoire, des gants et des lunettes de sécurité, lorsque vous travaillez avec des poudres de colorant. Évitez l’inhalation ou le contact avec la peau.
    2. Transférez la poudre de colorant dans un flacon en verre propre et ajoutez le volume requis d’eau désionisée (DI) à l’aide d’une pipette jaugée pour assurer la précision volumétrique.
    3. Si la poudre ne se dissout pas complètement à température ambiante, placez le flacon en verre dans un four ou un four de laboratoire préchauffé à 40 °C et chauffez pendant 10 minutes ou jusqu’à ce que la poudre soit complètement dissoute (Figure 1A).
      REMARQUE : Les solutions à faible molarité sont complètement solubles à température ambiante et restent sous forme liquide, tandis que les solutions à haute concentration (>0,37 M) nécessitent un chauffage.
      ATTENTION : Un chauffage excessif évaporera l’eau et modifiera la concentration réelle de la solution.
    4. Agiter sur le mélangeur vortex pendant 30 s à 1 min pour assurer une dissolution complète.
    5. Pour préparer une solution à 0,65 M, dissoudre 427,5 mg de poudre de tartrazine dans 1 mL d’eau DI19. Pour les autres concentrations, voir le tableau 1.
      REMARQUE : Éliminez les solutions de colorants non utilisées et les matériaux contaminés conformément aux procédures standard d’élimination des déchets chimiques.
  2. Pour les échantillons in vivo
    1. Calculer la masse requise de microparticules d’agarose à basse température de fusion et de tartrazine pour préparer une concentration de 0,65 M avec une solution d’hydrogel d’agarose à 0,4 % (4 mg/mL).
      REMARQUE : Suivez les précautions de sécurité standard décrites à l’étape 1.1.1 lors de la manipulation de tous les réactifs.
    2. Transférez les poudres lestées dans un flacon en verre propre. Ajouter de l’eau DI à l’aide d’une pipette jaugée.
    3. Placez le flacon dans un four ou un four de laboratoire préchauffé à 75 °C pendant environ 10 à 15 minutes ou jusqu’à ce que les particules d’agarose soient complètement dissoutes.
    4. Mélanger de temps en temps à l’aide d’un mélangeur vortex pendant le processus de chauffage pour une dissolution uniforme.
    5. Laissez la solution refroidir à température ambiante avant de l’utiliser. S’il se solidifie sous forme de gel, utilisez le mélangeur vortex pendant 30 secondes pour le liquéfier à nouveau.
    6. Pour préparer une solution d’hydrogel à 0,65 M, dissoudre 427,5 mg de poudre de tartrazine et 4 mg d’agarose dans 1 mL d’eau DI. Pour préparer des solutions d’autres concentrations, maintenir la concentration d’agarose à 0,4 % (4 mg/mL) et se référer au tableau 1 pour la masse correspondante de tartrazine17.

2. Clarification optique des tissus ex vivo

  1. Préparation des échantillons
    1. Pour préparer le tissu ex vivo , coupez le tissu de poitrine de poulet à l’épaisseur souhaitée parallèlement aux fibres de collagène.
    2. Nettoyez doucement le tissu tranché avec de l’eau.
    3. Mesurez l’épaisseur en plaçant le tissu entre deux lames de microscope propres. Appuyez doucement sur les lames ensemble et utilisez un pied à coulisse pour mesurer la distance entre les lames au centre du tissu.
    4. Trempez le tissu dans la solution de colorant.
      ATTENTION : Assurez-vous que le volume de la solution est supérieur au volume de l’échantillon et que le tissu est complètement immergé.
    5. Placez le récipient sur un agitateur orbital et agitez à 100 tours par minute pendant 10 min.
    6. Laissez le tissu rester dans la solution pendant 60 min à température ambiante pour les faibles concentrations ≤0,4 M et à 40 °C pour les concentrations plus élevées >0,4 M.
  2. Imagerie
    1. Retirez le tissu de la solution de colorant à l’aide d’une pince propre.
    2. Placez l’échantillon entre deux lames de verre transparent et capturez les images à l’aide d’un appareil photo numérique ou scientifique avec des paramètres de résolution et de grossissement appropriés.
    3. Effectuez le processus d’imagerie dans un environnement à lumière contrôlée afin de minimiser les interférences lumineuses externes.
    4. Répétez le processus d’imagerie pour des échantillons de tissus d’épaisseurs et de concentrations de solution de colorant différentes (Figure 2B).
      REMARQUE : Utilisez une source lumineuse LED pour le rétroéclairage. Cependant, cela fonctionne exactement de la même manière pour une source lumineuse d’éclairage supérieur.
  3. Mesures de transmission optique
    1. Pour mesurer la transmission optique, prenez en sandwich le tissu de poulet entre deux lames de verre transparent et mesurez la transmission à l’aide d’un spectromètre UV-Visible-NIR (Figure 2C).
    2. Assurez-vous que le système est correctement calqué et que le faisceau lumineux traverse la même région du tissu avant et après l’avoir traité avec des solutions de colorant pour maintenir la cohérence.
      REMARQUE : Enregistrez les spectres de transmission sur une gamme de longueurs d’onde de 400 nm à 2000 nm, en utilisant une vitesse de balayage moyenne et un intervalle de données de 1,0 nm. Le balayage spectral complet prend environ 5 minutes par échantillon.

3. Transparence optique chez les animaux vivants

  1. Préparation des animaux
    1. Avant l’expérience, mesurez le poids de l’animal et notez le niveau d’activité général pour établir une base physiologique.
    2. Utilisez un coussin chauffant dont la température est réglée à 37 °C pour maintenir la température corporelle de l’animal pendant l’expérience.
      ATTENTION : Surveillez en permanence l’animal pour éviter la surchauffe.
    3. Administrer une anesthésie (selon les protocoles approuvés par l’établissement) pour l’imagerie optique d’animaux vivants à partir de sites d’imagerie. Pour l’imagerie abdominale, utilisez des anesthésiques par inhalation pour une récupération rapide et des anesthésiques injectables pour l’imagerie cérébrale.
    4. Pour l’anesthésie par inhalation, induire avec de l’isoflurane à 1,5 % à 3 % et un débit de 0,8 L/min pendant environ 5 minutes avant l’expérience d’imagerie et le maintenir à 1 % à 2 % tout au long de l’expérience.
      ATTENTION : Surveillez en permanence le schéma respiratoire et la profondeur de l’animal. Utilisez un endroit bien ventilé pour minimiser l’exposition du personnel à l’anesthésique.
    5. Pour une anesthésie injectable, préparez un cocktail contenant de la kétamine HCL (16 mg/mL) et de la dexmédétomidine HCL 0,2 mg/mL. Dose en fonction du poids de l’animal et des protocoles institutionnels approuvés.
    6. Coupez la fourrure à l’aide d’une tondeuse pour petits animaux dans la zone d’imagerie souhaitée.
    7. Appliquez une crème dépilatoire sur la zone de peau coupée pendant moins de 60 s pour éliminer les poils résiduels. Retirez immédiatement la crème et nettoyez la peau à l’aide de lingettes imbibées d’alcool pour éviter toute irritation de la peau.
    8. Utiliser l’atipamézole comme médicament d’inversion pour l’anesthésie injectable après l’expérience. Surveillez l’animal pendant sa convalescence et assurez-vous qu’il retrouve une respiration et une mobilité normales avant de retourner dans sa cage d’origine.
  2. Procédure de transparence des tissus
    1. Préparez l’installation d’imagerie en plaçant un coussin chauffant réglé à 37 °C sous l’animal pour éviter l’hypothermie. Alignez la source lumineuse et l’appareil photo pour capturer les images.
    2. Utiliser une solution d’hydrogel de tartrazine 0,65 M mélangée à un gel d’agarose à 0,3 % à 0,4 % pour l’application (étape 1.2).
    3. Appliquez la solution sur la peau (ventre ou tête, selon la nature de l’expérience) à l’aide d’un compte-gouttes et laissez-la reposer pendant quelques secondes pour initier l’absorption (figure 3A).
    4. Frottez doucement la zone à l’aide d’un coton-tige pour une répartition uniforme de la solution de colorant et faciliter l’absorption cutanée.
    5. Massez doucement la zone avec un coton-tige propre et appliquez plus de solution jusqu’à ce que la peau commence à montrer de la transparence et que les organes internes soient visibles. Lors de l’absorption, la peau présentera d’abord l’apparition de points rouge orangé, qui se fondent progressivement en une couleur uniforme. Ce changement de couleur est un indicateur visuel clé de la pénétration adéquate du colorant et du début de la clairance optique.
      ATTENTION : Assurez-vous que la solution ne cristallise pas sur la zone d’application - la cristallisation peut bloquer les passages cutanés, entravant l’absorption des molécules de colorant dans la peau, ce qui est très crucial pour obtenir la transparence. Une absorption suffisante des molécules de colorant transforme la couleur de la peau en rouge orangé.
    6. Continuez à masser doucement la zone jusqu’à ce que la peau commence à montrer de la transparence et que les organes internes deviennent visibles. Ce processus prend généralement environ 3 à 5 minutes de massage pour une petite zone, mais la durée peut varier en fonction de la taille de l’animal et de l’épaisseur de la peau.
    7. Capturez des images à l’aide de la caméra alignée. Ajustez la mise au point, l’exposition et la balance des blancs pour optimiser la qualité de l’image.
    8. Placez délicatement une lame de verre ou une lamelle sur la peau pour minimiser la brillance et réduire les reflets pour des images de meilleure qualité.
      ATTENTION : Manipulez toutes les solutions chimiques avec un équipement de protection individuelle approprié (blouse de laboratoire, gants et lunettes de protection) et éliminez les matériaux usagés conformément aux protocoles d’élimination des déchets chimiques de l’établissement.

4. Augmenter la visibilité des organes grâce au traitement d’image

  1. Étapes de traitement d’image
    1. Python avec OpenCV est utilisé pour le traitement des images. Importez OpenCV, numpy, matplotlib et PyWavelets.
    2. Chargez et normalisez l’image d’origine. Chargez l’image .tif d’origine à grande profondeur de bits. Si la valeur d’un pixel dépasse 255, normalisez tous les pixels à la plage [0, 255].
    3. Recadrez la région d’intérêt (ROI). Appelez le sélecteur de retour sur investissement d’OpenCV pour dessiner une boîte englobante autour de la zone de l’organe. Procédez uniquement en utilisant la version recadrée pour toutes les étapes suivantes.
      REMARQUE : Assurez-vous que le cadre de délimitation entoure étroitement la zone cible sans couper les structures pertinentes.
    4. Divisez en canaux LAB. Convertissez l’image couleur recadrée en espace colorimétrique LAB et divisez-la en canaux L (luminosité), A et B.
      REMARQUE : les images sont traitées en couleur, c’est pourquoi l’espace colorimétrique du laboratoire a été utilisé, les techniques de traitement d’image étant appliquées uniquement au canal L, où se trouvent les intensités de pixels.
    5. Analysez la distribution de l’intensité des pixels. Tracez un histogramme du canal L pour évaluer la propagation du contraste et de l’intensité.
      REMARQUE : Utilisez l’histogramme pour vérifier si l’amélioration du contraste est nécessaire et pour guider la sélection des paramètres d’amélioration du contraste. Vous souhaitez que votre histogramme soit réparti sur [0, 255].
    6. Appliquez CLAHE (Contrast Limited Adaptive Histogram Equalization) pour améliorer le contraste local. Créez un objet CLAHE avec clipLimit = 5.0 et tileGridSize = (16,16). Exécutez CLAHE sur le canal L et fusionnez le canal L amélioré par CLAHE avec les canaux A et B d’origine. Convertissez CLAHE de LAB en RVB pour la visualisation si nécessaire.
      REMARQUE : Si l’histogramme montre un bruit suramplifié (pics), ajustez 'clipLimit' ou 'tileGridSize' et réappliquez pour obtenir un contraste local équilibré.
    7. Débruitez l’image avec un contraste amélioré. Effectuez une décomposition en ondelettes discrètes à 2 niveaux sur le canal L normalisé de CLAHE (échelonné [0, 1]) avec un seuil doux de 0,1. Reconstruisez le canal L débruité, revenez à [0, 255] et fusionnez le canal L débruité avec les canaux A et B d’origine. Affichez l’image couleur recadrée d’origine par rapport au résultat débruité par ondelettes.
      REMARQUE : Le débruitage par ondelettes réduit les petites fluctuations qui pourraient être interprétées à tort comme un premier plan dans des régions uniformes.
    8. Segmentez les organes d’intérêt via le seuillage adaptatif d’Otsu. Calculez le seuil d’Otsu sur le canal L débruité. Soustrayez un biais de 15 du seuil pour inclure les régions d’organes de faible intensité.
      1. Appliquez un seuil binaire avec la valeur de biais pour obtenir un masque des pixels de l’organe. Fusionnez le masque avec les canaux A et B d’origine et convertissez-le en RVB pour l’affichage.
        REMARQUE : Le réglage du biais force l’inclusion des régions d’organes sous les vaisseaux. Réajustez le biais si nécessaire pour un autre ensemble de données.
    9. Procédez à l’analyse comme vous le souhaitez.

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Résultats

Démonstration de la transparence optique dans le tissu de poitrine de poulet ex vivo
Pour étudier la propagation de la lumière à travers les tissus ex vivo , nous avons utilisé des morceaux tranchés de poitrine de poulet crue désossée d’une épaisseur de 1,5 mm, 2,5 mm et 3,5 mm (figure 2B). Les tissus ont été coupés parallèlement aux fibres de collagène, assurant une orientation cohérent...

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Discussion

Ce travail présente une méthode de protocole complète et reproductible pour obtenir une transparence optique dans les tissus biologiques en utilisant des molécules absorbantes, en particulier le colorant alimentaire Tartrazine approuvé par la FDA (approuvé pour une utilisation dans les produits alimentaires, pas dans les applications médicales). Cette méthode minimise efficacement la diffusion intrinsèque dans les tissus en modifiant l’indice de réfraction dans le microenvironnement du t...

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Déclarations de divulgation

Tous les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

ZO remercie l’Université du Texas à Dallas pour son soutien.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Balance analytiqueHZKFA220S
Appareil d’anesthésie animaleRWD life science coTAIJI-FRAnesthésiques par inhalation
Atipamézole HCL injectable 5 mg/mLCovertus82124Anesthésie injectable
Caméra CMOSLaboratoires ThorCS165CU/M, Zelux
Dexmédétomidine HCL injectable 5 mg/10 mLCovertus72960Anesthésie injectable
Illuminateur de lumière à fibreRWD life science co76301Source lumineuse pour l’éclairage supérieur
Glissières en verreCravitySci0303-2122Lames de microscope de qualité supérieure
Couverture homéothermiqueRWD life science co69027Régulateur de température d’animal
Traitement d'imagesOpenCVPythonLogiciel
Seringue à insuline 0,5 mL 29 gPoint de confort26028Anesthésie injectable
L’isofluraneCovertusRéf. 029405Anesthésiques par inhalation
Ketmine HCL injectable 100 mg/mLDechra20042240Anesthésie injectable
Source lumineuse LEDSociété GGETLB-01Source lumineuse pour l’éclairage supérieur
LentilleLaboratoires ThorMVL4WADistance focale de 3,5 mm et ouverture f/1,4
NdayisabaÉglise & DwightL 1224Crème dépilatoire
PBS ph 7,4 (1x)Gibco2902869Anesthésie injectable
Q-TipEntreprise de produits médicaux puritainsHôpital 806-WC
SeaPlaque AgaroseLonza50101Chimique
TartrazineMilliporeSigmaNuméro CAS : 1934-21-0Chimique
Pipette de transfertFisherbrand13-711-9AMMD
Spectrophotomètre UV-VIS-NIRShimadzuSolidSpec-3700iInstrument
FlaconsQorpak242633
Pipettes jaugéesEppendorf research plus3123000063100-1000 et micro ; L
Système de purification de l’eauAvidité scienceSOLO SInstrument

Références

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Mots-clés

Imagerie ex vivoclaircissement tissulairecolorant tartrazinediffusion de la lumi reindice de r fractionimagerie biom dicaletransmission optique

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