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Échantillonnage et identification des microplastiques dans les eaux souterraines

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DOI :

10.3791/68652

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7 novembre 2025

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1National Institute of Biology, 2Geological Survey of Slovenia, Groundwater - Hydrogeology, 3Institute for Water of the Republic of Slovenia, Sector for Marine Waters

Dans cet article

Résumé

Nous fournissons ici une description détaillée de l’échantillonnage des eaux souterraines à partir d’un forage pour l’analyse des microplastiques à l’aide d’un système d’échantillonnage breveté développé à cet effet. Le protocole détaille les méthodes d’échantillonnage des microplastiques dans les trous de forage, ainsi que la séparation et l’identification chimique des microplastiques.

Résumé

La pollution des eaux souterraines par les microplastiques reste largement sous-déclarée dans la littérature scientifique. Cet article présente un protocole complet décrivant la méthodologie d’échantillonnage des eaux souterraines à partir des forages, ainsi que les étapes de séparation et d’analyse des microplastiques. Il fournit une description détaillée d’un système d’échantillonnage par filtration conçu spécifiquement à cet effet, ainsi que la procédure d’échantillonnage détaillée. De plus, il présente l’analyse en laboratoire des particules de microplastiques, y compris leur caractérisation en fonction de la taille, de la forme, de la couleur, de la transparence et de la structure chimique à l’aide de la spectroscopie infrarouge à transformée de Fourier à réflectance totale atténuée (ATR-FTIR) et de la spectroscopie micro-FTIR. Les facteurs qui peuvent influencer les résultats sont discutés et une attention particulière est accordée à la prévention de la contamination des échantillons. La méthodologie décrite tient également compte des exigences de l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission du 11 mars 2024 complétant la directive (UE) 2020/2184 du Parlement européen et du Conseil. Ce protocole écrit complet, accompagné d’un guidage vidéo, vise à soutenir l’élaboration d’une méthodologie synchronisée de surveillance des microplastiques dans les eaux souterraines ou l’eau potable. Cette ressource intéressera les chercheurs dans le domaine des microplastiques du monde entier.

Introduction

Ces dernières années, les microplastiques (MP) ont été identifiés comme un polluant environnemental important. En raison de leur potentiel à pénétrer dans l’atmosphère, les MP font partie du cycle de l’eau1. Les dépôts atmosphériques et le ruissellement de surface sont les principales voies par lesquelles les MP pénètrent dans les eaux de surface2. Les PM proviennent de diverses sources terrestres et aquatiques, les sources terrestres contribuant à 80 % de leur quantité totale3. Lorsqu’ils pénètrent dans les écosystèmes aquatiques, la majorité des MP terrestres sont transportés vers les océans par les rivières. Les autres PM persistent dans les environnements d’eau douce, les eaux de surface dans les zones densément peuplées et urbanisées - caractérisées par de longs temps de séjour de l’eau et une influence anthropique importante - présentant des niveaux plus élevés de pollution par les MP. Les eaux de surface peuvent également se connecter aux eaux souterraines dans les lits des rivières, les plaines inondables, les zones humides et les sources4.

Bien que les recherches menées dans les habitats d’eau douce représentaient moins de 4 % de la littérature disponible en 20185, la reconnaissance croissante de la nécessité de mieux comprendre les sources de MP dans les milieux aquatiques a depuis entraîné une augmentation notable des études axées sur les systèmes d’eau douce6. Bien que le nombre d’études sur les eaux souterraines reste limité, les preuves de la présence de MP dans les eaux souterraines ont été bien documentées. Les eaux souterraines étant la source d’eau douce la plus importante dans le monde, fournissant à plus de deux milliards de personnes un accès à l’eau potable salubre, à usage domestique, agricole et industriel7, la présence de députés dans les eaux souterraines soulève de nouvelles questions sur la sécurité des eaux souterraines au 21e siècle8.

Les sources terrestres de MP peuvent être très diverses, les MP fibreux provenant du lavage des textiles représentant environ 35 % des MP détectés dans les systèmes aquatiques9. D’autres sources importantes de différents types de MP dans l’environnement comprennent les produits de soins personnels et cosmétiques, les pneus, les films plastiques agricoles, le gazon artificiel et les revêtements routiers, les décharges, les plastiques mal éliminés, les emballages et les polluants de l’industrie de la construction 9,10.

En raison de leurs nombreuses sources différentes, les MP peuvent différer considérablement en termes de composition chimique, de couleur, de forme, de densité, de taille et d’autres caractéristiques11. La norme internationale ISO 24187:2023 classe les MP en deux catégories : 1) « microplastiques de grande taille » : particules de plastique solides, insolubles dans l’eau, d’une taille comprise entre 1 mm et 5 mm, et 2) « microplastiques » : toute particule de plastique solide insoluble dans l’eau d’une taille comprise entre 1 μm et 1 mm. Les particules inférieures à 1 μm sont considérées comme des nanoparticules12. Les matériaux polymères les plus fréquemment trouvés sous forme de MP sont le polyéthylène (PE) et le polypropylène (PP), qui sont les matériaux polymères les plus largement produits13.

Les MP peuvent être transportés dans les eaux souterraines à partir des sols et des sédiments, par des interactions avec les eaux de surface et l’eau de mer, et par des processus de recharge/décharge. Au cours de ces processus, les MP peuvent être transportés dans et depuis les eaux souterraines14. La zone hyporhéique (HZ) sert d’interface importante pour l’échange entre la rivière et le système d’eau souterraine peu profonde15. Le transport des MP à travers la ZH est influencé par diverses propriétés des particules (taille, forme, composition du matériau), ainsi que par certains facteurs hydrologiques et géochimiques, notamment la morphologie du lit de la rivière et la turbulence de l’écoulement15. La relation entre le diamètre des pores et la taille des MP est un autre facteur crucial dans ces processus16, car les MP de plus petites dimensions se déplacent plus facilement à travers l’espace interstitiel de la surface vers les couches souterraines15,16.

Les PM peuvent pénétrer dans les eaux souterraines par la zone non saturée17. La zone non saturée représente un lien important entre la surface terrestre et les eaux souterraines18. Les processus de transport et de rétention des MP dans la zone non saturée dépendent des propriétés des particules, des propriétés du sol et des facteurs environnementaux 17,19,20. Les organismes du sol tels que les vers de terre, les collemboles et les acariens peuvent influencer le transport des MP de la surface du sol vers les couches plus profondes par divers mécanismes tels que le déplacement, l’ingestion, l’engloutissement et l’adhérence21,22. Les invertébrés peuvent affecter indirectement le transport des microplastiques en formant des macropores dans le sol, qui agissent comme des voies de déplacement des microplastiques par lessivage21.

La principale préoccupation concernant la présence de MP dans les eaux souterraines est leur persistance liée à la grande surface, aux processus de dégradation moins respectueux de l’environnement (conduisant à la formation de micro- et même de nano-particules) et à leur forte hydrophobie17. Leur persistance risque d’affecter la qualité des eaux souterraines d’un point de vue chimique et biologique. Les MP peuvent polluer chimiquement les eaux souterraines en lessivant des monomères et des additifs non liés, ainsi que des produits chimiques sorbés de l’environnement (par exemple, des polluants organiques persistants hydrophobes)23. Les MP peuvent également servir de substrat pour la formation de biofilms et influencer la microbiologie des eaux souterraines. Les biofilms sur les MP peuvent également contenir des micro-organismes et des agents pathogèneslibres 23. En cas d’ingestion, les particules elles-mêmes représentent un danger physique. Plus la taille des particules est petite, plus elles risquent d’être absorbées par les cellules ou de traverser les barrières biologiques des organismes23.

La recherche sur les MP dans les eaux souterraines est de plus en plus reconnue comme essentielle en raison du risque potentiel qu’elles représentent pour la santé humaine. En conséquence, la directive révisée sur l’eau potable pour la mesure des MP est entrée en vigueur en janvier 2021. Les États membres de l’UE étaient tenus de transposer la directive dans leur droit national et de veiller au respect de ses dispositions avant le 12 janvier 2023. Néanmoins, le nombre d’études sur les parlementaires menées à ce jour reste limité. Il n’existe actuellement aucune procédure standard pour l’échantillonnage et l’analyse des MP dans les eaux souterraines. Les études évaluant la présence de MP dans les eaux souterraines sont difficiles à comparer car elles utilisent des approches d’échantillonnage et d’analyse différentes. Par conséquent, des études récentes ont mis en évidence le besoin urgent de normaliser les protocoles d’échantillonnage et d’analyse des MP afin d’assurer la collecte d’échantillons de haute qualité et d’obtenir des résultats comparables 12,17,24,25.

L’échantillonnage par filtration et l’échantillonnage instantané sont deux méthodes couramment utilisées pour prélever des échantillons d’eau souterraine dans les études MP à ce jour. La filtration consiste à faire passer l’eau à travers des filtres à mailles, soit des cartouches en acier inoxydable26 ou des tamis27, sur le terrain pour capturer les particules de MP. L’un des principaux inconvénients de l’utilisation de cartouches et de tamis est la difficulté de les nettoyer en profondeur des particules résiduelles, ce qui compromet la capacité d’assurer une analyse complète des échantillons et augmente le risque de contamination croisée. L’échantillonnage instantané, fréquemment utilisé dans de nombreuses études 28,29,30, est une approche plus simple où l’eau est recueillie directement à l’aide de bouteilles ou de récipients sans prétraitement. Bien qu’il convienne aux études exploratoires, l’échantillonnage instantané ne reflète pas avec précision les concentrations de MP en raison des petits volumes d’échantillons.

Cette étude présente un nouveau système d’échantillonnage des MP dans les eaux souterraines (figure 1), basé sur la filtration sur le terrain à l’aide de filtres disponibles dans le commerce de tailles de pores personnalisables. Le système permet la filtration simultanée de plusieurs échantillons et prend en charge la filtration en cascade. Conçu comme une configuration entièrement fermée, il empêche efficacement la contamination environnementale des échantillons. Un protocole d’échantillonnage détaillé est fourni, accompagné de directives vidéo, ainsi que des procédures d’analyse ultérieure de la composition chimique et d’autres caractéristiques des MP détectées. Le système vise à améliorer la qualité, la cohérence et la comparabilité des recherches futures dans ce domaine.

Protocole

1. Préparation du forage pour l’échantillonnage

REMARQUE : Pour éviter la contamination sur le terrain, gardez le système de filtrage fermé, sauf lors de l’insertion des filtres ou du prélèvement d’échantillons. Évitez d’utiliser des outils et des contenants en plastique. Évitez les vêtements synthétiques (p. ex., molleton) ; Portez une blouse de laboratoire en coton blanc.

  1. Ouvrez le trou de forage et retirez tous les échantillonneurs, le cas échéant. Mesurez le niveau de la nappe phréatique à l’aide d’un indicateur de niveau d’eau.
  2. Consignez les coordonnées GPS du trou de forage, la date de l’échantillonnage, le niveau de l’eau et d’autres détails d’échantillonnage sur la fiche technique (tableau 1).

2. Mise en place de l’équipement d’échantillonnage

  1. Assemblez et abaissez soigneusement la pompe submersible dans le puits à la profondeur souhaitée. Assurez-vous que l’entrée de la pompe est positionnée à environ 1 m au-dessus du haut du tamis filtrant pour éviter l’absorption de sédiments et maintenir un débit d’eau optimal.
    REMARQUE : Lors de l’installation, manipulez la pompe avec précaution pour éviter d’endommager son câblage ou ses composants mécaniques.
  2. Installez le système de filtrage sans les tamis de support de filtre et les filtres et placez-le horizontalement.
  3. Fermez la vanne principale et ouvrez la vanne de dérivation.
  4. Connectez le tuyau d’alimentation en eau.

3. Nettoyage du forage

  1. Démarrez la pompe submersible et laissez l’eau s’écouler à travers la dérivation pour nettoyer le trou de forage. Pompez au moins 3 fois le volume d’eau présent dans le trou de forage ou continuez à pomper jusqu’à ce que les paramètres physicochimiques se stabilisent, afin d’assurer l’échantillonnage de l’eau souterraine fraîche.

4. Nettoyage du système de filtrage avant l’échantillonnage

  1. Ouvrez les vannes des branches d’échantillonnage et la vanne principale du système de filtration. Ensuite, fermez la soupape de dérivation.
    REMARQUE : Laissez l’eau s’écouler à travers le système de filtration pendant une durée suffisante pour assurer un rinçage efficace, qui peut dépendre du débit de pompage. Pendant le processus de nettoyage, les tamis de support de filtre et les filtres doivent être retirés.

5. Insertion des filtres

  1. Ouvrez d’abord la soupape de dérivation, puis fermez la soupape principale.
  2. Ouvrez la chambre de filtration et vérifiez que les chambres de filtration sont propres. Rincer à l’eau ultra-pure, si nécessaire.
  3. Insérez l’écran de support de filtre.
  4. Rincez le filtre de la taille de pores souhaitée avec de l’eau ultrapure et placez-le sur l’écran de support du filtre.
  5. Fermez la chambre de filtration.
  6. Répétez le processus pour toutes les branches.
    REMARQUE : Plusieurs filtres avec des tailles de pores décroissantes peuvent être insérés séquentiellement pour la filtration en cascade. Des chambres de filtration supplémentaires avec des filtres de la même taille de pores que les filtres d’échantillonnage peuvent être installées ultérieurement. C’est ce qu’exige l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission du 11 mars 2024 complétant la directive (UE) 2020/2184 du Parlement européen et du Conseil pour l’échantillonnage des MP dans l’eau potable, qui impose l’utilisation de filtres de 100 μm et 20 μm suivis d’un autre ensemble de filtres de 100 μm et 20 μm (en tant que blancs à des fins de contrôle de la qualité).

6. Prélèvement d’échantillons

  1. Lisez et enregistrez le compteur d’eau ou mettez-le à zéro.
  2. Ouvrez la vanne principale, fermez la vanne de dérivation et marquez l’heure de début de l’échantillonnage.
  3. Surveillez le manomètre pendant l’échantillonnage pour vous assurer que la pression ne dépasse pas quatre bars afin d’éviter d’endommager l’équipement et de minimiser la fragmentation des MP.
  4. Arrêtez l’échantillonnage lorsque le volume d’eau prévu est filtré ou lorsque les filtres commencent à se boucher, ce qui se traduit par une augmentation de la pression ou une diminution significative du débit.
  5. Pour arrêter l’échantillonnage, ouvrez d’abord la vanne de dérivation, puis fermez la vanne principale et les vannes des branches de filtration.
  6. Éteignez la pompe.
  7. Enregistrez l’heure et les relevés finaux du compteur d’eau.
    REMARQUE : Pour obtenir un échantillon représentatif d’eau souterraine au point d’échantillonnage, il est recommandé d’échantillonner de plus grands volumes d’eau, par exemple au moins 1 m3/répétition.
    Il est impératif de surveiller en permanence l’ensemble du système d’échantillonnage, en particulier le compteur d’eau et le manomètre, tout au long de la procédure d’échantillonnage. Une augmentation de la pression accompagnée d’une diminution du débit d’eau indique que le filtre commence à se boucher. Lorsque cela se produit, il est conseillé d’arrêter le système et de remplacer les filtres usagés par des neufs. En collectant l’échantillon à travers plusieurs filtres de cette manière, le volume souhaité d’eau filtrée peut toujours être atteint efficacement.

7. Collecte des filtres

  1. Rincez une boîte de Pétri en verre avec de l’eau ultra-pure.
  2. Ouvrez la chambre du filtre et transférez soigneusement le filtre maintenu en position horizontale dans une boîte de Pétri propre.
  3. Scellez la boîte de Pétri avec un film d’étanchéité et étiquetez-la avec le nom de l’échantillon et la date de l’échantillonnage.
  4. Répétez cette procédure pour toutes les chambres de filtre (Figure 2).
  5. Après le prélèvement de l’échantillon, démontez le système. Rincez toujours le système à l’eau douce et séchez-le avant de le ranger.
    REMARQUE : Vous pouvez également stocker l’ensemble du composant de la chambre de filtration du système de filtrage pour un traitement ultérieur en laboratoire.

8. Séparation des microplastiques des échantillons

REMARQUE : Pour éviter la contamination dans le laboratoire, avant de commencer l’analyse des échantillons, assurez-vous que le laboratoire est nettoyé de la poussière, fermez la fenêtre et utilisez la climatisation avec un filtre HEPA. Évitez d’utiliser des outils et des récipients en plastique. La verrerie doit être rincée à l’eau ultra-pure et vérifiée au microscope avant utilisation. Utilisez des vêtements non synthétiques. Portez une blouse de laboratoire en coton blanc pour minimiser la contamination.

REMARQUE : Le stéréomicroscope doit être équipé d’une caméra et d’un logiciel d’analyse d’images qui permet une mesure précise de la taille des particules.

  1. Retirez le film d’étanchéité et ouvrez la boîte de Pétri.
  2. Transférez la boîte de Pétri sous le stéréomicroscope avec un grossissement d’au moins 30x et recherchez des particules potentiellement plastiques, en vous concentrant sur des caractéristiques telles que la couleur, la forme et d’autres caractéristiques visibles.
  3. Transférez chaque particule qui semble être du plastique, prenez une photo et mesurez sa taille. Évaluez les propriétés suivantes pour chaque particule MP : taille (particules : diamètre féretmax ou équivalent à une surface ; fibres : largeur et longueur), forme (particules : fragment, film, mousse, pastille, granule ; fibres), couleur et composition chimique (la méthodologie est décrite ci-dessous) (Figure 3).
    REMARQUE : Gardez à l’esprit que certains députés seront facilement identifiables par leur couleur et leur forme, tandis que d’autres peuvent être plus difficiles.
    Les principaux paramètres d’identification des MP sont décrits dans le protocole d’échantillonnage des MP à la surface de la mer et d’analyse des échantillons26. La lumière polarisante peut être très utile pour séparer les MP des sédiments et des particules organiques. Lorsque vous isolez des MP potentiels à partir des échantillons, optez pour une approche conservatrice en sélectionnant plus de particules plutôt que moins de particules pour une analyse détaillée.

9. Identification chimique des microplastiques

REMARQUE : L’analyse chimique des MP potentiels peut être effectuée pour les MP de grande taille (1-5 mm) à l’aide de l’ATR-FTIR et pour les MP de petite taille (<1 mm) à l’aide du micro-FTIR. D’autres méthodes, telles que la spectroscopie Raman, sont également possibles.
Le logiciel de l’instrument FTIR doit prendre en charge le contrôle précis des paramètres de mesure et l’acquisition de données spectrales en temps réel, ainsi que des outils de traitement avancés tels que la correction de l’arrière-plan et le lissage. Il doit inclure une bibliothèque complète de polymères et permettre une identification fiable des substances par comparaison spectrale afin de soutenir une analyse précise des microplastiques dans les échantillons environnementaux, en particulier dans les matrices complexes telles que les eaux souterraines.

  1. Spectroscopie ATR-FTIR
    1. Avant de commencer l’analyse, nettoyez soigneusement le cristal ATR et le presseur d’échantillons avec de l’alcool à 70 % et un chiffon non pelucheux.
    2. Configurez les paramètres de mesure sur 16 balayages avec un nombre d’onde allant de 4000 à 450 cm-1 et une résolution de 4 cm-1. Ensuite, collectez le spectre d’arrière-plan. Placez les particules une par une sur le cristal ATR, appliquez une pression et lancez les mesures.
    3. Faites correspondre les spectres infrarouges acquis avec ceux des bibliothèques de référence pour confirmer que les particules sont MP. En règle générale, une corrélation de 70 % avec les spectres de la banque est considérée comme suffisante pour une identification positive (figure 4).
    4. Exportez les données obtenues pour une analyse et un rapport plus approfondis.
  2. Spectroscopie Micro-FTIR
    1. Avant l’analyse, assurez-vous que toutes les parties pertinentes de l’instrument, telles que la platine, sont nettoyées avec de l’alcool et un chiffon non pelucheux.
    2. Si l’échantillonnage n’a pas été effectué directement sur une surface adaptée au mode de mesure sélectionné, comme l’ATR ou la réflexion, placez les particules de plastique potentielles sur une surface réfléchissante appropriée, telle que des membranes recouvertes d’or ou d’aluminium ou des lames de microscope.
    3. Sélectionnez les paramètres de mesure de la session, y compris le nombre de balayages, la plage spectrale, la résolution et le nom de la session. Localisez l’échantillon et capturez une image en mosaïque de la zone où se trouvent toutes les particules.
    4. Pour les mesures de réflexion, mesurez d’abord le bruit de fond avant de mesurer les spectres infrarouges des particules de plastique potentielles.
    5. Identifiez et marquez les points où les spectres infrarouges des particules sélectionnées seront mesurés. Si nécessaire, sélectionnez plusieurs points sur chaque particule. Après avoir sélectionné tous les points, commencez la mesure.
      REMARQUE : Il est également possible d’obtenir des images infrarouges de zones d’intérêt plus grandes, en particulier si l’échantillon est prélevé directement sur une surface de mesure infrarouge appropriée.
    6. Comparez les spectres infrarouges collectés avec ceux des bibliothèques de référence. Choisissez une valeur seuil pour établir la présence des députés. En règle générale, une correspondance de 70 % est suffisante pour une identification positive.
    7. Exportez les données obtenues pour une analyse et un rapport plus approfondis.

Résultats

Le premier résultat de ce protocole est la base de données de tous les MP trouvés dans chaque échantillon (Tableau 2), qui peut être utilisée pour une analyse plus approfondie de la quantité de MP et de ses propriétés (couleur, taille, forme dans la composition du matériau).

L’objectif principal de l’échantillonnage et de l’analyse des MP est de déterminer la quantité de particules MP par échantillon (figure 5). Ces données peuvent ensuite être normalisées par mètre cube (m3). La formule de normalisation est la suivante :
Particules MP par m3 par échantillon = N / V

Où:
N = somme des particules MP par échantillon
V = volume de l’échantillon (m3)

figure-results-1
Figure 1 : Schéma du système d’échantillonnage utilisé dans le protocole. Le système d’échantillonnage se compose d’un tuyau d’entrée à trois pieds, dans lequel un pied est disposé pour le raccordement à une pompe, un deuxième pied est disposé pour le raccordement à une unité de distribution et un troisième pied est disposé pour assurer une dérivation de l’eau au-delà des unités d’échantillonnage. L’unité de distribution comporte quatre branches disposées symétriquement pour la connexion à l’unité d’échantillonnage correspondante, dans lesquelles au centre de l’unité de distribution, un appareil de mesure de la pression est installé. Chaque unité d’échantillonnage est équipée d’une vanne, de trois porte-filtres et d’un débitmètre installés en aval du porte-filtre pour éviter la contamination de l’échantillon. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Exemple de filtres après 1 m3 d’eau souterraine échantillonnée. À gauche : filtre en filet en nylon avec une taille de pores de 100 μm, à droite : filtre en filet en nylon avec une taille de pores de 20 μm. La quantité de sédiments et de particules organiques peut différer d’un filtre selon le lieu d’échantillonnage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-3
Figure 3 : Exemples de particules représentatives de formes diverses. (A) fragments ; (B) fibres. Des barres d’échelle sont affichées dans les images. Les particules peuvent être de différentes couleurs, formes et tailles. La taille des fragments est mesurée en diamètre de Feret ou en diamètre équivalent à la surface, tandis que les fibres sont mesurées en longueur et en largeur. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-4
Figure 4 : Exemple de spectres mesurés sur une particule sélectionnée avec des pics marqués et leurs longueurs d’onde [cm-1], comparés à une bibliothèque spectrale. Le spectre de l’échantillon doit présenter une corrélation d’au moins 70 % avec les spectres de référence de la bibliothèque. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-5
Figure 5 : Exemple de résultats du nombre de microplastiques par m3 par lieu d’échantillonnage. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Lieu : Forage 1Date : 1er avrilChercheur(s) : Chercheur 1, chercheur 2, chercheur 3
Coordonnées GPS : 46.056946 N 14.505751 E
Projet : Échantillonnage des eaux souterraines
Conditions météorologiques : Ensoleillé
Température (°C) : 20
Échantillons
ID de l’échantillonGW1.1GW1.2GW1.3GW1.4
Position de filtration1234
Type de filtreNylon - 100 μm, 20 μmNylon - 100 μm, 20 μmNylon - 100 μm, 20 μmNylon - 100 μm, 20 μm
Profondeur d’échantillonnage (m)25252525
Heure de début10.0010.0010.0010.00
Compteur d’eau START (m3)437.4199
Heure de fin10.45
Compteur d’eau END (m3)438.421
Volume d’eau échantillonné (m3)1.001
Autre

Tableau 1 : Exemple de fiche technique d’échantillonnage, y compris des paramètres tels que l’emplacement, la date, les conditions environnementales et les données relatives à la filtration de l’eau.

EmplacementÉchantillonID de particuleFormeTaille (mm)CouleurComposition chimique% de correspondancePolymères prioritairesInstrumentSpectreAutre
Forage 1Borehole1_1_202422041particule0.54noirPolytétrafluoroéthylène80.2PTFESpectre deuxABC1111
Forage 1Borehole1_1_202422042fibre0.98bleuPolyéthylène téraphalate91.9Animal domestiqueRaptIRABC1112
Forage 1Borehole1_2_202422041fibre1.54bleuPolyamide75.0PAPARaptIRABC1113
Forage 1Borehole1_2_202422042fibre2.87rougePolyéthylène téraphalate98.0Animal domestiqueRaptIRABC1114
Forage 1Borehole1_2_202422043fibre3.04rougePolyéthylène téraphalate71.3Animal domestiqueRaptIRABC1115
Forage 1Borehole1_2_202422044fibre1.27bleuPolyéthylène téraphalate83.6Animal domestiqueRaptIRABC1116
Forage 1Borehole1_3_202422041particule1.93blancPolyéthylène85.3PESpectre deuxABC1117
Forage 1Borehole1_3_202422042particule0.96bleuPolyéthylène89.4PESpectre deuxABC1118
Forage 1Borehole1_3_202422043fibre0.54bleuPolyamide73.2PAPARaptIRABC1119

Tableau 2 : Exemple de base de données de toutes les particules de microplastiques isolées par échantillonnage, y compris des paramètres tels que la forme, la taille, la couleur et le matériau de chaque particule.

Discussion

L’analyse en laboratoire des particules détachées dans le présent protocole fait suite à l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission du 11 mars 2024 complétant la directive (UE) 2020/2184 du Parlement européen et du Conseil par l’établissement d’une méthodologie permettant de mesurer les particules polluantes dans les eaux destinées à la consommation humaine [annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission] et aux orientations relatives à la surveillance des déchets marins dans les mers européennes31 élaborée pour la mise en œuvre de la Directive-cadre stratégique pour le milieu marin (DCSMM). À l’issue de ce protocole, chaque particule ou fibre MP avec son propre ID est documentée avec une image, des spectres et toutes les propriétés acquises. Chaque particule de MP est décrite en termes de forme, de taille, de couleur, de transparence et de composition chimique (type de polymère).

Selon l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission, les MP sont divisés en deux types de formes : les particules et les fibres. Les particules peuvent être classées en fragments, films, mousses, granulés et granulés. Cette classification est utilisée pour le suivi des PM pour la DCSMM. La différenciation entre les différents types de formes de MP est décrite dans les directives MSFD31 et le protocole vidéo pour l’échantillonnage des MP à la surface de la mer32. La taille de chaque particule est mesurée comme le diamètre maximal deFeret 31 ou le diamètre équivalent à la surface (annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission), tandis que les dimensions des fibres sont enregistrées en termes de longueur et de largeur31. Bien que la couleur et la transparence ne soient pas incluses dans les données acquises conformément à l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission, elles sont incluses dans la liste des propriétés des PM collectées pour la DCSMM. Les classifications sont décrites dans les tableaux 7.3 et 7.4 des lignes directrices31 de la DCSMM.

Sur la base du résultat de la recherche spectrale dans la bibliothèque de spectre, les particules MP sont classées dans l’un des groupes de polymères prioritaires énumérés à l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441, section 1, points 14 et 15), ou classées comme autres matériaux au titre de la section 1, point 15). La composition chimique des fibres ne doit être analysée que si leurs dimensions et les capacités de l’instrument permettent d’identifier avec certitude le type de polymère ; sinon, elles doivent être indiquées comme fibres non identifiées.

La surveillance des MP dans les eaux souterraines se limite à un petit nombre d’études de recherche avec des méthodologies différentes qui peuvent influer sur les résultats finaux14. Les facteurs clés sont les suivants : 1) rinçage avant l’échantillonnage, 2) type de pompe, 3) système de filtration, 4) matériau filtrant et taille des pores, 5) volume d’échantillonnage, 6) traitement de l’échantillon, 7) détection et quantification des MP et 8) contrôle de la qualité. Ces facteurs et leurs caractéristiques sont examinés plus en détail ci-dessous.

Dans la plupart des études existantes, le prépompage (rinçage) avant l’échantillonnage n’est pas mentionné. Mais il faut aussi s’informer à ce sujet33, car la purge a un impact significatif sur la concentration des députés28. Notre protocole comprend le prépompage, car ce processus est crucial pour échantillonner l’eau souterraine douce de l’aquifère plutôt que l’eau stagnante accumulée dans le forage. Pour nettoyer efficacement le forage, il est nécessaire de pomper 2 à 3 fois le volume du trou de forage ou de continuer jusqu’à ce que les paramètres physico-chimiques de l’eau se stabilisent14. L’échantillon d’eau doit être prélevé à environ 1 m au-dessus du haut du tamis filtrant afin d’éviter l’absorption de sédiments et d’assurer l’homogénéité de l’échantillon.

La collecte d’échantillons d’eau souterraine dans les forages nécessite l’utilisation d’une pompe. Le débit est fortement influencé par la profondeur d’échantillonnage, le type de pompe utilisé et l’état du trou de forage, qui est étroitement lié aux caractéristiques de l’eau spécifiques à l’emplacement, telles que la teneur en sédiments, ainsi qu’aux conditions météorologiques actuelles et récentes au moment de l’échantillonnage.

En règle générale, la plupart des pompes contiennent des pièces en plastique, qui peuvent potentiellement contaminer les échantillons, mais la plupart des études ne précisent pas le type de pompe utilisé. Il est recommandé d’utiliser des pompes dont tous les composants sont en acier inoxydable. Si cela n’est pas possible, les matériaux doivent être spécifiés en termes de composition chimique à l’aide d’une analyse FTIR. Les spectres des matériaux utilisés doivent être inclus dans la bibliothèque, et les particules des échantillons doivent être comparées à celles-ci pour tenir compte d’une contamination potentielle.

Pour les pompes équipées de roues, les particules MP plus grosses peuvent être endommagées ou même fragmentées lors de leur passage dans la pompe. Pour éviter de surestimer la présence de MP, il est essentiel d’évaluer si la pompe de prélèvement contribue à la fragmentation des particules de plastique. Cela peut être testé en introduisant un nombre connu de particules MP bien caractérisées dans de l’eau préalablement nettoyée et en la pompant à travers le système de filtrage. Après le pompage, les particules doivent être recaractérisées pour déterminer si des changements physiques, tels que la fragmentation ou l’altération de surface, se sont produits. Cette étape de validation permet de s’assurer que le processus d’échantillonnage n’augmente pas artificiellement le nombre de MP en raison de la dégradation mécanique.

Pour fournir un grand volume d’eau échantillonnée, un système de filtrage adapté à une utilisation sur le terrain est nécessaire. Dans notre protocole, pour éviter toute contamination, le système de filtrage (le système d’échantillonnage est breveté sous SLO-P-202300155 et est en instance de brevet EPO-EP24217168.4) est en acier inoxydable avec tous ses composants soudés et n’inclut pas de téflon (PTFE) ou tout autre ruban isolant en matières plastiques. Comme les filtres peuvent se boucher très rapidement, la filtration en cascade est incluse en option, ce qui peut également permettre une distribution directe des particules dans les classes de taille souhaitées. En règle générale, des filtres avec des pores de 100 μm et 20 μm ou 10 μm sont utilisés. Des filtres supplémentaires peuvent être ajoutés pour résoudre d’éventuels problèmes de colmatage (par exemple, un filtre supplémentaire avec des pores entre 100 μm et 20 μm). L’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission recommande une filtration en cascade en quatre étapes : le premier filtre a des pores de 100 μm, le deuxième de 20 μm, le troisième de 100 μm et le quatrième de 20 μm. Les deux premiers filtres sont utilisés pour l’analyse des MP, et les troisième et quatrième sont utilisés pour l’évaluation des niveaux de contamination des MP (échantillonnage, contrôle de la qualité) et pour s’assurer que toutes les particules ont été filtrées par les deux premiers.

Le débitmètre (en particulier s’il s’agit d’un débitmètre mécanique) doit être installé après la cascade de filtres pour l’échantillonnage afin de mesurer avec précision le volume d’eau échantillonné. Lors de l’échantillonnage, il est essentiel de surveiller la pression du système. Si la pression dépasse 4 bars, cela indique que le filtre est bouché et le système doit être arrêté immédiatement pour éviter d’endommager le filtre ou le système. Pour éviter une fragmentation supplémentaire des MP, l’échantillonnage doit être effectué à la pression la plus basse possible.

Comme mentionné, la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission propose d’utiliser des filtres de 100 μm et de 20 μm. Dans cette étude, des filtres en nylon ont été utilisés. Cependant, dans ce cas, il est nécessaire de collecter les particules MP des filtres et de les transférer directement vers ATR-FTIR ou des lames réfléchissantes adaptées au travail en mode réflexion avec microscopie FTIR ou Raman. Les filtres en filet de nylon sont efficaces pour filtrer à travers des filtres avec des pores de 100 μm, car les particules de cette taille peuvent être manipulées manuellement. Cependant, lors de l’utilisation de filtres de 20 μm, des filtres recouverts de silicone ou d’aluminium sont recommandés pour faciliter les mesures en mode transmission ou réflexion à l’aide de la microscopie FTIR ou Raman.

La littérature suggère de prélever au moins 500 L d’eau pour éviter de sous-estimer la présence de MP34. Conformément à l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission, 1 m3 d’eau doit être échantillonné. Le volume recommandé doit être pris en compte pour éviter de surestimer la concentration de MP dans l’échantillon. Ce grand volume d’eau augmente le risque de colmatage du filtre, c’est pourquoi la filtration en cascade est fortement recommandée.

Les échantillons du système présenté sont immédiatement préparés pour l’analyse des MP à l’aide d’un stéréomicroscope. Il s’agit d’une méthode très rapide et économique. De nombreuses études détaillent les étapes de prétraitement pour éliminer le sable et la matière organique ; Cependant, ces procédures prennent du temps et peuvent impliquer l’utilisation de produits chimiques toxiques. Ces étapes de prétraitement peuvent également avoir un impact négatif sur les résultats car elles entraînent une fragmentation supplémentaire ou une perte de particules, en particulier les plus petites (< 100 μm)35. Par conséquent, il est préférable d’éviter ces étapes sauf si nécessaire. De telles instructions sont également décrites dans la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission, dans laquelle il est proposé que l’analyse des échantillons par microspectroscopie FTIR puisse être effectuée directement sur les filtres de collecte d’origine, s’ils sont compatibles avec la méthode d’analyse utilisée, et qu’une étape de flottation soit utilisée si nécessaire.

Tout d’abord, les échantillons de filtre sont analysés à l’aide de stéréomicroscopes, où chaque particule est photodocumentée, étiquetée en ID, mesurée en taille et évaluée en fonction de sa forme. La détermination de la forme est importante car elle peut fournir des informations sur la source des MP. Les fibres proviennent généralement du lavage des textiles et proviennent des stations d’épuration des eaux usées, tandis que les fragments proviennent généralement de la dégradation de grosses particules de plastique dans l’environnement. Dans la deuxième partie de l’analyse, la composition chimique de chaque particule est déterminée à l’aide de la microscopie ATR-FTIR ou FTIR/Raman. Généralement, toutes les particules du filtre vers les lames réfléchissantes sont transférées pour effectuer une analyse en mode réfléchissant avec la microscopie FTIR. Si l’échantillon est prélevé sur un filtre en silicone de 20 μm, une analyse directe avec le microscope Raman ou FTIR peut être effectuée, à condition que le filtre ne soit pas excessivement recouvert de particules de sable. Si les particules sont incrustées dans le sable, une séparation de densité et/ou des traitements chimiques ou enzymatiques peuvent être appliqués pour réduire la présence de matériaux non plastiques tels que les minéraux, les oxydes métalliques et les matières organiques naturelles. Les particules de MP doivent être séchées avant d’être mesurées, car l’eau absorbe fortement le rayonnement IR.

Pour garantir la crédibilité des résultats, les éléments de contrôle de la qualité suivants doivent être pris en compte : Tout d’abord, la prévention de la pollution de l’air : pour éviter la contamination atmosphérique lors de l’échantillonnage, un système de filtration fermé est essentiel. Pour éviter la contamination par voie aérienne pendant le processus d’analyse, une blouse de laboratoire en coton blanc et une filtration de l’air à travers un filtre HEPA sont nécessaires. Deuxièmement, la prévention de la contamination par le système de filtration : les seuls composants du système où les polymères sont inévitables sont les tuyaux. Les tuyaux en silicone sont recommandés et doivent être remplacés en cas de dommages visibles. Il est nécessaire de connaître les composants de la pompe et de tester la pompe pour détecter une contamination potentielle des échantillons si la présence de polymère est établie. Troisièmement, la prévention de la contamination pendant le travail en laboratoire : seuls les équipements de laboratoire en verre et lavés à l’eau ultrapure sont adaptés à l’analyse des MP. Quatrièmement, des échantillons parallèles pour assurer la reproductibilité et la signification statistique des résultats : ce système de filtration permet un échantillonnage simultané à partir de quatre branches. Un minimum de trois échantillons parallèles doit être prélevé afin d’assurer les mêmes conditions pour tous les échantillons et de gagner du temps. Cinquièmement, des échantillons vierges doivent être inclus dans toutes les étapes des processus d’échantillonnage et de laboratoire. Au cours de l’échantillonnage sur le terrain, des filtres à blanc de 100 μm et 20 μm sont installés après les filtres d’échantillonnage de 100 μm et 20 μm, comme proposé dans l’annexe de la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission. Les échantillons à blanc obtenus dans le cadre de la procédure d’échantillonnage doivent être pris en compte dans toutes les étapes d’analyse en suivant la même procédure.

Le protocole décrit dans ce document répond à toutes les exigences énoncées dans la décision déléguée (UE) 2024/1441 de la Commission et, par conséquent, constitue une excellente ressource pour tous les chercheurs qui étudient ou surveillent les MP dans les eaux souterraines. Le système de filtration décrit peut également être utilisé pour les eaux douces ou les eaux marines, car il permet d’échantillonner des MP à différentes profondeurs. La méthode d’échantillonnage est simple, conviviale et fournit des résultats rapides et précis dans la plupart des cas sans nécessiter de prétraitement de l’échantillon.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Le développement de ce protocole a été financé par l’Agence slovène de recherche et d’innovation dans le cadre du projet de recherche « Méthodes améliorées pour la détermination des processus de transport des MP dans les ressources en eau souterraine » (GWMicroPlast) (J1-50030) et du programme de recherche Eaux souterraines et géochimie (P1-0020), ainsi que par le projet « Microplastiques dans la géosphère » (Manca).

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Spectromètre ATR-FTIRPerkinElmerL160000FSpectrumTwo
Microscope FTIRThermoFischer ScientificIQLAADGAAGFARMMBMNRaptIR
Plaques de Petri en verreMarque45571760 mm de diamètre
Membranes en filets en nylonMerckNY1H04700Hydrophile, 100  ; & micro ; m, 47 & nbsp ; mm, 100
Membranes en filets en nylonMerckNY2004700Hydrophile, 20  ; & micro ; m, 47 & nbsp ; mm, 100
Pinces précisesBraunBBD335RMicro pince
Film d’étanchéitéAmcor Flexibles NordPM992Parafilm M
Stéréomicroscope   ;Zeiss495015-9880-010StereoDiscovery V8
Pompe à eau submersibleGrundfoss96510217SQ 5-70
Compteur de niveau d’eauHydrotechnik/Type 010

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