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Article de méthode

Méthodes électrophysiologiques pour évaluer le blocage de la douleur périphérique chez un rat anesthésié

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DOI :

10.3791/68740

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21 novembre 2025

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1Department of Physical Medicine and Rehabiliation, The MetroHealth System, 2Department of Physical Medicine and Rehabilitation, Case Western Reserve University School of Medicine

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons une méthode pour évaluer l’activation et le blocage des axones sensoriels dans les nerfs périphériques lors d’expériences aiguës, anesthésiées et in vivo sur des rats, en utilisant deux types de mesures électrophysiologiques spinales capables de discriminer l’activité des sous-types de fibres nerveuses : les potentiels de champ local et les enregistrements mononeuronaux à large plage dynamique.

Résumé

Les enregistrements électrophysiologiques in vivo de la région lombaire de la colonne vertébrale du rat peuvent être utilisés pour étudier l’activation des signaux neuronaux sensoriels dans les membres postérieurs, ainsi que l’efficacité des interventions thérapeutiques interrompant les signaux de douleur ascendants.

Ici, nous décrivons les interventions chirurgicales (laminectomie et exposition au nerf sciatique), la collecte de données et l’analyse de deux signaux électrophysiologiques complémentaires : les enregistrements du potentiel de champ local et les enregistrements neuronaux individuels à large plage dynamique. Les deux différencient l’activation des sous-classes de fibres nerveuses en fonction de la vitesse de conduction par rapport à une impulsion de stimulation électrique.

Les potentiels de champ local (LFP) peuvent différencier les fibres nerveuses A α/β et C mais ne peuvent pas détecter l’activité Aδ. Ils fournissent des informations sur l’activation globale de l’ensemble de la sciatique. Après stimulation électrique directe du nerf sciatique à l’aide d’une électrode bipolaire de type J-cuff, la surface sous les mesures de la courbe des deux creux correspondant à chaque composant est calculée.

Les enregistrements neuronaux à large plage dynamique (WDR) évaluent l’activité d’un sous-ensemble d’activation sciatique, et peuvent différencier les types de fibres Aα/β, Aδ et C. La stimulation électrique peut être appliquée directement sur la sciatique comme pour la LFP, ou via des électrodes à aiguille placées sur la surface plantaire de la patte arrière. Ce signal à haute fréquence provoque des pics élevés de potentiel d’action signal sur bruit. Les décomptes de pics dans les fenêtres de latence prédéfinies reflètent le niveau d’activité des différents types de fibres.

À ce jour, ces techniques ont été utilisées pour évaluer les propriétés temporelles de trois modalités différentes de blocage de la douleur : le blocage nerveux électrique en courant continu utilisant une électrode d’interface nerveuse séparée au carbone (CSINE) sur mesure, le courant alternatif à fréquence kilohertz, et la photobiomodulation à l’aide d’un laser de 830 nm. Cette préparation chirurgicale a été utilisée pour des interventions de bloc nerveux jusqu’à 5 heures.

Introduction

Le blocage direct des signaux de douleur dans les nerfs périphériques avant d’atteindre la moelle épinière a un potentiel pour plusieurs applications de traitement de la douleur, telles que l’arthrose du genou et le syndrome du membre fantômepost-amputation 1,2,3,4. En général, de telles interventions de traitement de la douleur réduiraient ou élimineraient les effets secondaires systémiques observés dans les anesthésiques et analgésiques pharmaceutiquesactuels 1,2.

Deux types de mesures électrophysiologiques complémentaires peuvent être enregistrées à partir de la moelle épinière lombaire pour évaluer l’activation sensorielle périphérique : les potentials de champ local (LFP)3,4 et les enregistrements neuronaux individuels à large plage dynamique (WDR)5,6,7. La LFP peut être enregistrée à partir des colonnes dorsales spinales. Ils sont utilisés pour mesurer l’activation de l’ensemble du nerf sciatique ; la LFP représente les réponses de nombreuses cellules, y compris les potentiels postsynaptiques excitateurs dans les dendrites et les potentiels d’action enregistrés à partir des terminaisons soma et axonale. Ils ont été utilisés pour étudier la neuroplasticité de la moelleépinière 3 et les effets atténuants de la douleur de la stimulation électrique de lamoelle épinière 8. À partir des signaux LFP, on peut mesurer l’amplitude des grands Aα/β myélinisés ainsi que l’amplitude des fibres Cnon myélinisées 3. Les neurones WDR sont présents dans la corne dorsale de la moelle épinière L4 et L5. Ces neurones sont multiréceptifs ; ils reçoivent et transmettent fidèlement des entrées de toutes les sous-classes de neurones sensoriels : fibres Aδ et C nociceptives, et fibres Aα/β nonnociceptives 7,9,10,11. Ainsi, en fonction de la latence par rapport au stimulus sensoriel, l’activité des neurones WDR fournit des informations détaillées sur l’activité sensoriellepériphérique 5. De tels enregistrements ont déjà été utilisés pour évaluer un bloc sensoriel en utilisant le courant continu (DC)9 et le courant alternatif de fréquence kilohertz (KHFAC)10. Les deux techniques utilisent la latence des signaux enregistrés pour discriminer les différentes sous-classes de fibres nerveuses périphériques sensorielles ; Cela s’explique par les différentes vitesses de conduction des sous-classes de fibresnerveuses 12. Les signaux sont complémentaires car les enregistrements LFP reflètent l’activité de l’ensemble du nerf sciatique mais ne peuvent distinguer que l’Aα/β des fibres C et ne détectent pas Aδ, 13,14. En même temps, les enregistrements WDR reflètent l’activité d’une sous-population de fibres du nerf sciatique mais peuvent discriminer les fibres Aα/β, Aδ etC-fibres 7,9,10,11. Cet inconvénient peut être surmonté par des réseaux d’électrodes multicontact pour enregistrer simultanément plusieurs neurones WDR15.

Différents sous-types de fibres nerveuses périphériques transmettent différents types de signaux sensoriels ou moteurs. Par exemple, les grandes fibres sensorielles myélinisées transmettent des signaux tactiles tandis que les fibres plus petites et non myélinisées transmettent les signauxde douleur 16, 17, 18. Lors de l’évaluation des technologies de blocage nerveux, il est important de comprendre quels sous-types de fibres sont principalement affectés, car il serait cliniquement avantageux de bloquer les signaux de douleur tout en préservant la sensation tactile. De plus, des propriétés temporelles complexes du blocage nerveux périphérique ont été observées. Par exemple, la lidocaïne anesthésique locale bloque initialement uniquement les fibres C non myélinisées, puis bloque ensuite les fibres myélinisées19. Après un blocage complet de toutes les fibres nerveuses avec de la lidocaïne, des différences de type de fibres ont également été observées lors de la récupération du bloc20. La technique électrophysiologique décrite ici permet aux chercheurs d’élucider les propriétés temporelles des méthodologies de blocage nerveux périphériques sur les différentes sous-populations de fibres nerveuses sensorielles. À ce jour, nous avons utilisé cette méthode pour évaluer le bloc utilisant le bloc électrique à courantcontinu 21,22, le bloc électrique à courant alternatif de fréquencekilohertz le bloc 23, et la photobiomodulation à partir des longueurs d’onde procheinfrarouges 24,25. Ces techniques seraient également adaptées pour étudier d’autres interventions agissant localement sur un nerf périphérique, telles que le froid, la chaleur et les injections chimiques 26,27,28.

L’évaluation des thérapies des nerfs périphériques utilise souvent des modèles pathologiques de douleurinflammatoire 29 ou neuropathique30 , combinés à des tests comportementaux d’hypersensibilité mécanique etthermique 31. Les méthodes électrophysiologiques décrites ici peuvent quantifier les changements d’activité neuronale qui contribueraient à une réduction de la sensation de douleur. De plus, ils peuvent fournir des données utiles sur tout effet indésirable du blocage nerveux périphérique, comme le blocage de grandes fibres sensorielles impliquées dans la sensation tactile.

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Protocole

Ce protocole impliquant des expériences animales a été approuvé par le Comité institutionnel de soins et d’utilisation des animaux (IACUC) de la Case Western Reserve University (CWRU). Case Western Reserve University est un établissement accrédité par l’AAALAC et se conforme aux lois et réglementations fédérales, étatiques et locales appropriées, ainsi qu’aux politiques institutionnelles. Notre groupe de recherche a été formé et certifié par le personnel de la CWRU. Lorsque nous travaillons sur des protocoles approuvés par l’IACUC, nous respectons la politique du Service de santé publique et le Guide for the Care and Use of Laboratory Animals (8e édition)32.

REMARQUE : Les paramètres de ventilation, d’anesthésie et d’administration des autres médicaments décrits ici ont été utilisés avec succès pour des rats adultes de tous sexes dans la fourchette de poids comprise entre 350 et 500 g.

1. Anesthésie et ventilation

  1. Induire l’anesthésie dans une boîte en acrylique scellée contenant 5 % d’isoflurane. Une fois que le rat est complètement inconscient, il faut se déplacer vers un cône de nez pour se raser. À l’aide d’une tondeuse électrique, retirez la fourrure du dos et la patte arrière gauche, de la crête iliaque jusqu’à l’articulation du genou.
    REMARQUE : Le rat est prêt pour l’intubation lorsque la respiration spontanée se produit à un rythme de 15 à 30 respirations/min.
  2. Intubez le rat en position couchée avec la gaine d’un cathéter angiocath IV de 14 G (un cathéter de 16 G peut être plus approprié pour les animaux plus petits) et d’un laryngoscope avec une lame de taille Miller 0 ou 00.
  3. Pour améliorer la visibilité des cordes vocales, soutenez doucement la langue avec des pinces non écrasantes. Validez l’intubation par l’excursion thoracique et la fréquence ventilatoire, qui coïncide avec la vitesse d’élévation thoracique.
  4. Utilisez une ventilation à pression positive à un taux de course de 60/min et un volume d’attaque de 3-5 cc/course, tout en maintenant la concentration d’isoflurane entre 1 % et 3 %.
  5. Faites cathétériser une veine caudale latérale avec un cathéter intraveineux de 22 G. Pour améliorer la visibilité, nettoyez la veine caudale du côté latéral de la queue avec de l’eau tiède et de l’alcool isopropylique à 70 %.
  6. Injectez environ 1 mL de solution saline stérile tout en surveillant attentivement le flux à travers le cathéter. Tout œdème indique un mauvais placement du cathéter.
  7. À l’aide de tubes en polyéthylène, connectez le cathéter inséré à une seringue de solution de rocuronium (2 mg/mL) montée dans un tourne-seringue. Ne commencez pas l’infusion avant d’être prêt à effectuer des enregistrements spinaux.

2. Chirurgie

REMARQUE : Toutes les interventions chirurgicales doivent être réalisées sur la plaque de base d’un appareil stéréotaxique pour petits animaux. Le reste du matériel stéréotaxique peut être assemblé par étapes au fur et à mesure de l’intervention chirurgicale.

  1. Chirurgie de la colonne vertébrale
    1. Pour un chirurgien droitier, positionnez le rat avec la queue à droite et la tête à gauche. Un chirurgien gaucher peut préférer positionner le rat avec la tête à droite.
    2. Cherchez la côte la plus caudale sur le flanc gauche du rat et remontez jusqu’à la colonne vertébrale. À l’aide d’un scalpel, réalisez une incision médiane d’environ 60 mm centrée sur ce point.
    3. Utilisez le scalpel pour gratter le tissu des processus épineux. Utilisez des ciseaux pour exposer les côtes et localiser la côte la plus caudale.
    4. En utilisant la technique de la dissection contondante (insérer ciseaux fermés, puis ciseaux ouverts pour séparer les tissus), confirmez la côte caudale visuellement et tactilement. Utilisez un microscope chirurgical à cette étape (grossissement 3,5x à 45x). La côte caudale rejoint l’aspect rostral de la vertèbre T13. Marquez le processus épineux T13 avec un marqueur permanent.
    5. Stabiliser la colonne vertébrale à l’aide de pinces vertébrales au niveau des vertèbres T11 et L4. Pour cela, utilisez une dissection contondante pour créer une poche de chaque côté de chaque vertèbre.
    6. Faites glisser les deux poteaux verticaux avec supports de base dans la piste en T de la plateforme stéréotaxe, alignez-les avec les vertèbres T11 et L4, mais ne serrez pas. Insérez les tiges cylindriques des pinces vertèbres dans les pinces de poteaux, mais ne serrez pas.
    7. En commençant par T11, maintenez la colonne vertébrale à l’aide de pinces dentées, insérez les mâchoires des pinces de chaque côté des vertèbres, à environ 45° de la vertèbre T13, et resserrez les mâchoires de la colonne vertébrale. Ensuite, serrez la tige de la pince de colonne vertébrale dans la pince de poteaux. Répétez ce processus pour la vertèbre L4.
    8. Soulevez les deux pinces de poteaux pour soulever la colonne vertébrale de sorte que le torse du rat soit soutenu via les pinces de la colonne vertébrale (Figure 1A). Cela réduit les artefacts de mouvement liés à la respiration dans les enregistrements électrophysiologiques.
    9. Marquez la position rostro-caudale des processus épineux T13 et L1 à l’aide de points de suture uniques à la surface musculaire latérale à la colonne vertébrale.
      REMARQUE : Les repères du processus épineux seront retirés lors de la laminectomie.
  2. Laminectomie
    1. Positionnez temporairement le cadre stéréotaxique en forme de U afin que la rampe horizontale puisse reposer les talons des mains pendant cette procédure délicate (Figure 1B). Il doit être retiré avant la chirurgie du nerf sciatique.
    2. Nettoyez les muscles et les tissus conjonctifs à la surface des lames vertébrales entre T12 et L3 à l’aide de pinces dentées, de ciseaux et de grattage avec un scalpel. Au microscope chirurgical, utilisez les Rongeurs de Friedman-Pearson pour retirer les lames vertébrales de L2 à T13.
    3. Pour commencer, positionnez les rongeurs près de l’horizontale et prenez de petites bouchées de la partie caudale de L2 là où elle chevauche L3. Prolongez la laminectomie rostralement pour exposer la ligne médiane de la moelle épinière, en prenant soin de minimiser la pression sur la moelle épinière et en éliminant régulièrement les fragments osseux des rangers.
    4. Enfin, prolongez la laminectomie latéralement de 2 mm de chaque côté de la ligne médiane. Retirez la dure-mère de la moelle épinière exposée à l’aide de pinces fines et de ciseaux à ressort.
    5. Tentais la dure-mère avant de faire toute coupe. Une petite quantité de liquide céphalorachidien s’écoulera de la dure-mère après la première coupure. Absorbez doucement avec un morceau torsadé de tissu sans peluches avant de retirer la partie restante de dure-mère.
    6. Couvrir la laminectomie d’un morceau de tissu humidifié au sérum physiologique jusqu’à la période d’enregistrement de l’électrophysiologie.
  3. Chirurgie du nerf sciatique
    1. Retirez le cadre stéréotaxique en forme de U pour accéder à la patte de l’animal. Exposez le nerf sciatique au niveau du milieu de la cuisse en pratiquant une incision avec un scalpel (Figure 1C). Dégagez le tissu conjonctif du nerf par dissection contondante. La quantité de nerf exposé dépendra de la stimulation électrique ou non du nerf.
    2. Placez l’appareil pour un bloc nerveux adjacent au nerf exposé. Assurez-vous que l’électrode de stimulation et le dispositif de blocage nerveux sont tous deux proches du point de branche où la sciatique se divise en nerfs tibial, sural etpéronique 33. Remplacez le cadre stéréo-taxe et ajoutez le bras stéréo-taxe pour préparer les enregistrements électrophysiologiques (Figure 1D).
    3. Effectuez la stimulation pour les enregistrements neuronaux WDR soit sur la surface plantaire de l’arrièrepatte, soit par stimulation directe de la sciatique à l’aide d’une électrode de la coiffe nerveuse. Pour les enregistrements de la LFP, effectuez la stimulation directe du nerf, car l’activation par stimulation du pied rend l’encoche de la fibre C trop diffuse pour être détectée.
    4. Si la stimulation sensorielle est appliquée directement au nerf sciatique, placez une électrode bipolaire en platine de type J-cuff sur mesure autour du nerf34, contact exposé de 1 mm x 3 mm (des électrodes comparables peuvent être fabriquées sur mesure par MicroProbes for Life Science, Gaithersburg, MD, ou World Precision Instruments, Sarasota, FL).
    5. Pour une stimulation nerveuse directe la plus efficace, assurez-vous que l’électrode soit placée proximalement au point de branche où la sciatique se divise en nerfs tibial, sural etpéronique 33.
    6. Pour la stimulation plantaire, insérez deux électrodes aiguilles en acier inoxydable de 13 mm, à l’intérieur de la5e et à l’extérieur du4e chiffre, près de la surface plantaire.

3. Stimulation électrique

  1. Si vous utilisez une stimulation du brassard nerveux, commencez une infusion systémique de solution de rocuronium (2 mg/mL à un débit de 1 à 1,4 mL/h). L’infusion systémique de rocuronium devrait faire effet dans les 30 à 60 secondes. Observez les mouvements liés à la stimulation dans la patte arrière et ajustez le taux d’infusion si nécessaire afin de vous assurer que tout mouvement est éliminé.
  2. Appliquez une stimulation électrique contrôlée par courant soit sur la surface plantaire du pied, soit sur le nerf sciatique à l’aide d’un stimulateur pulsé biphasique rectangulaire isolé, en utilisant des paramètres de stimulation : largeur d’impulsion 1-5 ms, fréquence 0,1-0,2 Hz, amplitude 1-10 mA de pic à pic.
  3. Ajustez les paramètres de stimulation lors des enregistrements électrophysiologiques, décrits dans la section suivante, afin d’assurer une stimulation maximale de tous les sous-types de fibres.
  4. Le stimulateur émet un signal de déclenchement, distinct de l’impulsion de stimulation contrôlée par courant. Connectez-le au dispositif d’acquisition de données pour synchroniser les données électrophysiologiques avec l’impulsion de stimulation. Voir la section suivante pour plus de détails.

4. Enregistrements électrophysiologiques

  1. Insérez des aiguilles hypodermiques (21 G, 1 1/2 pouce) dans le muscle de chaque côté de la colonne vertébrale, parallèlement à la colonne vertébrale. Connectez l’aiguille de mise à la terre au boîtier métallique de chaque étage de la tête.
  2. Connectez l’aiguille de référence à chacune des entrées de référence sur les étages de la tête. Chacun des 8 canaux de l’amplificateur possède son propre port de sortie BNC, connecté à un canal analogique à numérique distinct sur l’appareil d’acquisition de données.
  3. Numérisez les signaux en continu (fréquence d’échantillonnage de 20 kHz) et affichez (logiciel Spike2). À l’aide d’un câble BNC, connectez la sortie impulsionnelle de déclenchement (étiquetée « TRIG OUT ») du stimulateur d’impulsion isolé à l’un des canaux d’entrée numériques du dispositif d’acquisition de données.
  4. Dans le logiciel, configurez le canal déclencheur pour enregistrer les événements. Cela permettra d’analyser les signaux LFP ou WDR par rapport au temps de chaque stimulation électrique.
    REMARQUE : Les enregistrements LFP et WDR peuvent être réalisés avec la même matrice de microélectrodes personnalisée (1 matrice multiélectrode x 8, espacement de 500 μm entre les arbres, impédance de 1 MΩ, sur mesure). La profondeur de pénétration et les réglages du filtre passe-bande de l’amplificateur sont les principales différences entre les types de signaux. Le réseau était maintenu et connecté à la stéréo-taxe à l’aide d’un connecteur imprimé 3D personnalisé (Figure 2A). Cependant, une alternative commercialement disponible est disponible (Figure 2B, Support d’électrode standard [Table of Materials]).
  5. Pour les LFP, insérer l’array orienté dans la direction rostrocaudale, avec l’électrode la plus grande au niveau de la suture marquant le processus épineux T13, comme proche de la ligne médiane sans endommager le vaisseau sanguin médian. Les signaux les plus forts se situent entre la surface du cordon et une profondeur de 300 μm.
  6. Réglez les filtres passe-bande sur l’amplificateur à 10-100 Hz, avec un gain de 1 000x. Ajoutez un filtre à encoches à 60 Hz (ou 50 Hz, selon la localisation géographique) pour supprimer le bruit d’alimentation électrique. La qualité de la puissance du signal variera selon l’ensemble. Sélectionnez le meilleur signal à utiliser pour une analyse ultérieure.
  7. Les neurones WDR sont répartis dans toute l’élargissement lombaire de la moelle épinière, dans la corne dorsale de 600 à 1200 μm de profondeur et de 200 à 800 μm latéralement à la ligne médiane, ipsilatérale à la stimulation. Réglez les filtres passe-bande de l’amplificateur à 300-10 000 Hz, avec un gain de 10 000x. Utilisez également un filtre à encoche pour ces enregistrements, bien que le bruit du secteur soit généralement éliminé par le filtre passe-bande.
  8. Ajustez les paramètres de stimulation tout en observant le signal électrophysiologique. Ajustez l’amplitude de stimulation et la largeur d’impulsion pour assurer une activation maximale de tous les sous-types de fibres nerveuses.
    REMARQUE : Les grandes fibres myélinisées (Aα/β) présentent les seuils d’activation les plus bas, suivies par les petites fibres myélinisées (Aδ). Les fibres C non myéliniées nécessitent des largeurs et amplitudes d’impulsion de stimulation plus élevées pour générer des potentiels d’action via la stimulation électrique.
  9. À partir de 1 ms de largeur d’impulsion, augmentez l’amplitude jusqu’à ce que toutes les composantes du signal soient visibles. Si les fibres C à seuil supérieur ne sont pas visibles, augmentez la largeur d’impulsion de stimulation.
  10. Pour l’enregistrement LFP, observez la latence courte et la réponse A-fiber à faible seuil entre 40 et 100 ms, et la latence plus longue et la réponse C-fiber à seuil élevé entre 150 et 350 ms (Figure 3B)3,8.
  11. Pour les enregistrements de WDR, utilisez les latences post-stimulus suivantes pour identifier les sous-types de fibres nerveuses : Aα/β : 0 - 25 ms, Aδ : 25 - 100 ms, et C : 100-500 ms (Figure 3C) 5,6,7.

5. Bloc du nerf périphérique

  1. À l’aide d’une électrode d’interface nerveuse séparée par le carbone (CSINE)21, appliquez un courant continu cathodique de 0,1 à 5 mA sur le nerf sciatique, proximal au brassard stimulant (le cas échéant). Des exemples d’essais en blocs d’enregistrements LFP et WDR sont présentés dans les figures 4 et 5.

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Résultats

Les données générées grâce à ce protocole permettent d’évaluer la quantité relative de blocage pour les sous-classes de fibres nerveuses sensorielles. Cela permet également d’évaluer les propriétés temporelles du bloc ; à la fois le taux auquel le blocage est induit, et le taux de récupération après l’arrêt du stimulus deblocage 35. Pour les mesures de la LFP, l’activation des fibres est déterminée en calculant la surface sous la courbe pour la période de temps sp...

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Discussion

Cette méthode décrit l’ensemble de deux signaux électrophysiologiques complémentaires pouvant être utilisés pour mesurer l’efficacité d’interventions potentiellement thérapeutiques visant à bloquer les signaux sensoriels dans les nerfs périphériques.

Les potentiels de champ local (LFP) peuvent être enregistrés depuis la colonne dorsale spinale à l’aide de microélectrodes à haute impédance (1 MΩ). Ils sont utilisés pour mesurer l’activation de l’ensemble du ner...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Ce travail a été soutenu par le NIH NINDS R01NS116009.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1 réseau multiélectrode x 8, 500 & micro ; m espacement entre les arbres & nbsp ;MicrosondesProduit personnaliséRéseau de microélectrodes personnalisé & nbsp ;
14 g de cathéter angio-angiothétriqueBencton DickinsonSKU : 381164, GTIN : 382903811649
Bioamplificateur à 8 canauxInstruments de précision mondiauxISO-DAM8AScène principale
AmScope SM-6T série trinoculaire microscope stéréo à zoom 3,5-45x Grossissement avec bras articulé et anneau lumineuxAmscopeSM-8TW2-144SMicroscope chirurgical
Dispositif d’acquisition de données   ;Cambridge Electronic DesignPower1401-3A
Pinces Dumont #5Outils scientifiques finement11251-20
Friedman-Pearson Rongeurs (taille de tasse 1 mm)Outils scientifiques finement16021-14
Ventilateur d’appareil HarvardAppareils de Harvard & nbsp ;Modèle 683
Isoflurane, USPPiramel Soins Intensifs66794-017-25
LaryngoscopeSarnova HC301-B802
Lame du laryngoscope Miller 00Sarnova HC301-B5100-20
Aiguilles sous-cutanées appariéesRhythmLinkRLSND121-1.0Électrodes aiguilles en acier inoxydable de 13 mm   ;
Rocuronium bromium, USPSolco43547-530-10
Spike2Cambridge Electronic Design
Stimulateur d’impulsions isolé à onde carrée   ;AM-SystemsModèle 2100Stimulateur pulsé isolé rectangulaire biphasique
Plateforme stéréotaxique   ; avec  ; supports de base réglables & nbsp ; avec poteau et pinceDavid Kopf InstrumentsModèle 982
SureSite IV 22G x 1" cathéter de sécurité   ;MedlineDYNA2210022 G de cathéter intraveineux   ;
Tourne-seringueCole ParmerModèle 74900
Micro-manipulateur ultra précis
résolution de 10 microns		David Kopf InstrumentsModèle 961
Porte-universelDavid Kopf InstrumentsModèle 1772  ;Connecteur alternatif imprimé en 3D   ;
Cadre stéréotaxique en U   ;David Kopf InstrumentsModèle 1430
Ciseaux à ressort Vannas - tranchant de 2 mmOutils scientifiques finement15000-03  ;
Pinces vertèbres & nbsp ;David Kopf InstrumentsModèle 986C & nbsp ;

Références

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