Un abonnement JoVE est requis pour visualiser ce contenu. Connectez-vous ou commencez votre période d'essai gratuite.

Article de méthode

Préparation des yeux porcins à la microscopie confocale à réflectance pour visualiser le réseau de fibres de collagène vitré

648 vues

⸱

DOI :

10.3791/68823

⸱

17 octobre 2025

 ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Ophthalmology and Visual Sciences, University of Utah, 2Department of Biomedical Engineering, University of Utah, 3Department of Chemistry, University of Utah, 4Department of Mechanical Engineering, University of Utah

Dans cet article

Résumé

Cette méthode visualise la structure native des fibres de collagène dans le corps vitré à l’aide de la microscopie à réflectance confocale.

Résumé

Le vitré est un gel transparent qui remplit l’espace entre le cristallin et la rétine. Sa structure est soutenue par un réseau de fibres de collagène, ce qui influence probablement les propriétés viscoélastiques et contribue aux maladies rétiniennes. Cependant, l’organisation de ce réseau de collagène reste mal caractérisée car l’imagerie du vitré dans son état natif est difficile. De nombreuses techniques d’imagerie appliquées au vitré provoquent une déshydratation et une distorsion, et les méthodes à base de colorants peuvent introduire des artefacts ou des marquages non spécifiques, ce qui rend difficile l’étude du réseau de collagène. Dans ce protocole, nous décrivons : 1) une méthode de dissection des yeux porcins pour l’imagerie ; 2) une stratégie de montage des yeux sur un microscope inversé ; 3) lignes directrices pour l’imagerie du réseau de collagène vitré dans son état natif à l’aide de la microscopie à réflectance confocale ; et 4) des instructions pour l’analyse quantitative des images des caractéristiques du réseau. Nous mettons en évidence les pièges courants et mettons l’accent sur les points techniques clés. Nous rapportons l’application de la microscopie à réflectance confocale au vitré. Par rapport aux stratégies d’imagerie vitrée précédentes, cette approche préserve la structure native, l’orientation et la distribution des fibres de collagène vitré sans colorants exogènes ni artefacts de déshydratation. La microscopie à réflectance confocale peut sonder la base structurelle de la rigidité du gel vitré dans la santé et la maladie.

Introduction

Le vitré est la matrice extracellulaire entre le cristallin et la rétine de l’œil. La traction du vitré sur la rétine joue un rôle majeur dans la perte de vision dans des maladies telles que le décollement de la rétine, le trou maculaire et la traction vitréomaculaire 1,2,3,4. La capacité du vitré à transmettre les forces de traction à la rétine est déterminée par sa rigidité de gel, qui dépend à son tour des propriétés de ses principaux composants, le collagène et l’acide hyaluronique5. La rigidité du gel du vitré est probablement influencée par les caractéristiques du réseau de fibres de collagène, car la rigidité des gels de collagène artificiels est déterminée par des caractéristiques de réseau telles que la densité, l’alignement et la largeur des fibres6.

Le réseau de fibres de collagène vitré est difficile à imager en raison de sa forte teneur en eau et de sa faible concentration de collagène7, ce qui entraîne une distorsion artificielle lors du traitement pour la microscopie ou la microscopie électronique à transmission. L’histologie traditionnelle et la microscopie électronique à transmission nécessitent un traitement pour durcir le vitré pour une coupe mince. La déshydratation requise pour l’enrobage histologique provoque l’agrégation des fibres vitrées en une configuration en nid d’abeille8, et la formation de cristaux de glace pendant la congélation augmente la taille des pores dans la matrice extracellulaire9. Du plastiqueenrobé 8 et une congélation rapide10 ont été appliqués sur le vitré pour minimiser les artefacts, bien qu’il reste probablement des artefacts résiduels. La microscopie à contraste de phase est une méthode qui ne nécessite pas de sectionnement et qui a été appliquée sur le vitré, mais elle nécessite de retirer un petit morceau de vitré de l’œil, perdant ainsi la position et l’orientation d’origine du réseau11. Plus récemment, la microscopie quantitative à lumière polarisée a été utilisée pour cartographier l’orientation moyenne des fibres sur un œil porcin grossièrement sectionné, mais les fibres individuelles n’ont pas pu être résolues12. De plus, les approches de marquage basées sur les colorants (par exemple, bleu trypan, rouge picrosirius, 5-(4,6-Dichlorotriazinyl) Aminofluorescéine) peuvent introduire des artefacts ou des marquages non spécifiques et ont donc été évitées pour préserver le réseau de collagène natif.

Nous avons adopté la méthode de préparation de l’échantillon utilisée par Filas et al. pour l’étude de la microscopie en lumière polarisée, c’est-à-dire la dissection grossière dans un blocd’agarose 12, et nous avons imagé l’échantillon à l’aide de la microscopie à réflectance confocale, qui n’a pas été appliquée auparavant au vitré. En utilisant cette méthode, nous avons acquis des images du réseau de fibres de collagène vitré dans un état hydraté et proche de la physiologie. Cela offre plusieurs avantages par rapport aux méthodes précédentes, notamment une réduction des artefacts par rapport aux approches basées sur le gel-fracture ou la déshydratation10,13. Ce protocole nécessite un microscope confocal inversé avec un objectif d’immersion d’un grossissement d’au moins 30x, une ouverture numérique supérieure à 0,9 et une distance de travail supérieure à 200 μm. Nous incluons des conseils clés pour la préparation des échantillons et l’acquisition d’images afin de faciliter la résolution claire des fibres. En maintenant un état quasi natif de la matrice de collagène vitréen, cette approche permet aux chercheurs d’analyser quantitativement l’orientation, la densité et la distribution spatiale des fibres, paramètres qui sont probablement cruciaux pour comprendre la rigidité vitrée et ses changements pathologiques. Cette technique est particulièrement adaptée aux chercheurs qui s’intéressent au réseau de collagène vitréen, à sa structure et à la pathogenèse des maladies vitréo-rétiniennes.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

1. Préparation et dissection des tissus

REMARQUE : Cette recherche a été réalisée conformément aux directives de l’établissement. Dans notre établissement, il n’était pas nécessaire d’obtenir l’approbation du Comité institutionnel de protection et d’utilisation des animaux pour effectuer des expériences sur des yeux de porc ex vivo .

  1. Obtenir ex vivo des yeux de porc d’une usine de transformation de la viande. Utilisez les yeux dans les 48 heures suivant la mort.
    REMARQUE : Bien que l’aspect vitré ne change pas avec un temps post-mortem plus long, la rétine et la choroïde se dégradent, entraînant la dispersion de débris cellulaires et pigmentés pendant la dissection. Ces débris peuvent interférer avec l’imagerie et l’analyse de la fibre.
  2. Retirez tout excès de muscle et de tissu conjonctif du globe.
  3. Placez le socle à trois griffes sur la base d’un moule à cubes, tel qu’un moule à glaçons en silicone extra-large (Figure 1A et Figure 2).
  4. Placez le globe sur le socle à trois griffes, en le positionnant de manière à ce que le limbe repose sur les griffes.
  5. Préparez un gel d’agarose à 3 % en ajoutant 3 g d’agarose à usage général à 100 ml d’eau distillée, puis en chauffant la solution jusqu’à ce qu’elle soit dissoute. Une fois que la solution a refroidi à environ 37 °C, versez-la dans le moule jusqu’à ce que l’œil soit immergé dans l’agarose.
    REMARQUE : Cela intégrera l’œil dans du gel d’agarose pour stabiliser l’œil pour la dissection.
  6. Réfrigérer le cube d’agarose pendant au moins 4 h.
    REMARQUE : Cela augmente l’adhérence du gel à l’œil et garantira que l’œil reste immobile pendant la dissection
  7. Après refroidissement, retirez le cube d’agarose du moule. Retirez ensuite le socle du cube (Figure 1B).
  8. Construisez un cadre à trois côtés dans les mêmes dimensions que le cube d’agarose à l’aide d’une combinaison de briques, d’assiettes et de tuiles Lego 1 x 8 (Figure 3).
    REMARQUE : Cela fixera le cube en place et fournira un guide pour la lame pendant la dissection. La hauteur du cadre Lego déterminera l’endroit où l’œil sera coupé. Cela peut être visualisé à travers le gel d’agarose semi-transparent.
  9. Placez le cube d’agarose refroidi dans le cadre Lego. Tenez une lame de microtome à profil haut par les bords émoussés et alignez la lame avec le haut du cadre Lego. Appliquez une légère pression vers le bas sur le dessus du cube et faites glisser doucement la lame du microtome d’avant en arrière à travers l’ensemble du cube et l’œil incrusté (Figure 1C).
    REMARQUE : Cela créera une section de tissu oculaire qui est incrustée dans l’agarose, qui sera appelée « capuchon oculaire ».

2. Montage de l’échantillon pour l’imagerie

  1. À l’aide de la lame du microtome, coupez environ 1 mm d’agarose sur toute la surface coupée du cube (figure 4A).
    REMARQUE : Cela laissera une petite section de l’œillet s’étendant au-dessus de la surface coupée du cube d’agarose
  2. Utilisez une lingette en tissu ou une petite éponge triangulaire en cellulose pour sécher la surface coupée du cube d’agarose, en particulier près du bord de l’œillet.
  3. Ajoutez environ une cuillère à café de mastic silicone tout usage dans un petit sac à sandwich en plastique et découpez un trou de 3 mm dans l’un des coins inférieurs du sac pour créer une poche à douille pour le mastic de cuisson.
  4. À l’aide de la poche à douille, appliquez un mince cordon de mastic sur la surface coupée du cube d’agarose, le long du bord de l’œillet, en créant une bordure imperméable autour de l’échantillon (figure 4B). Cela empêchera le gel vitré de s’écouler de l’œillet.
  5. Placez une grande vitre sur l’œillet et appuyez de manière à ce que la surface coupée de l’œillet soit en contact avec l’orpheille sans qu’aucun air ou liquide ne soit emprisonné (Figure 4C). Vérifiez que la perle de silicone fait un joint continu avec la lamelle.
    REMARQUE : Si le calfeutrage en silicone ne forme pas un joint continu, du liquide vitrable peut s’échapper et permettre à l’air de pénétrer dans l’échantillon. L’exposition à l’air provoquera un rétrécissement du vitré, ce qui se traduira par des fibres plus brillantes et plus denses, ainsi qu’une zone liquide sans fibres. Si le vitré n’est pas en contact avec la lamelle, il sera difficile d’imager.
  6. Tout en tenant le cube d’agarose, retournez l’échantillon et placez-le sur le grand adaptateur de lamelle pour l’imagerie sur un microscope inversé (Figure 4D et Figure 5).

3. Acquisition d’images

  1. Utilisez un microscope confocal inversé qui n’est pas du type à disque rotatif. Utilisez un objectif à eau (avec de l’eau ou un gel lubrifiant oculaire comme coupleur), ou un objectif à huile avec une ouverture numérique d’au moins 0,90, un grossissement compris entre 30x et 60x et une distance de travail d’au moins 200 μm.
  2. Ajustez les paramètres de trajet lumineux du microscope confocal pour obtenir des images de réflectance. Au lieu du miroir dichroïque utilisé pour rediriger la lumière excitante et transmettre la lumière émise pour l’imagerie de fluorescence, assurez-vous qu’il y a un miroir de séparation de faisceau qui redirige une partie du laser éclairant et transmet une partie de la lumière réfléchie.
    REMARQUE : Le signal de réflectance des fibres de collagène vitré est quelque peu faible, de sorte que le bruit de fond peut avoir un impact sur la capacité d’imager les fibres. Une amélioration du rapport signal/bruit a été observée avec une longueur d’onde de 473 nm, mais nous avons pu imager les fibres de collagène vitré avec des longueurs d’onde allant de 405 nm à 635 nm.
  3. Réglez les longueurs d’onde de détection pour inclure la longueur d’onde du laser éclairant.
  4. Pour orienter la position Z dans l’échantillon, diminuez la puissance du laser au réglage le plus bas possible et identifiez le flash de lumière réfléchie par la lamelle. Cela se produira en bas et en haut de la lamelle (Figure 6).
    REMARQUE : Près de la lamelle, il y a un signal réfléchissant considérable en arrière-plan. Loin de la lamelle, le signal de la lumière réfléchie par les fibres de collagène diminue.
  5. Ajustez la position z de manière à ce qu’elle soit située au-dessus du haut de la lamelle et à l’intérieur de l’échantillon.
  6. Augmentez la puissance du laser à un niveau plus élevé que celui habituellement utilisé pour une application de fluorescence.
    REMARQUE : Il y a un artefact annulaire réfléchissant qui sera au centre du champ d’imagerie. Une combinaison de zoom avant et de décentrage du champ d’imagerie peut aider à exclure cet artefact (Figure 7).
  7. Utilisez la moyenne linéaire et augmentez le temps de séjour des pixels dans les paramètres d’acquisition d’image, qui sont des méthodes standard pour augmenter le rapport signal/bruit dans les microscopes confocaux.

4. Analyse d’image de la largeur de la fibre à l’aide de CT-FIRE 14

  1. Installez CT Fire en suivant les instructions sur ce site Web : https ://github.com/uw-loci/curvelets/wiki/Downloads-and-Installation-(CTF).
    REMARQUE : les versions utilisées ici étaient « CT-FIRE V3.0 BetaWindows64-2018b » et le runtime MATLAB, « MCR-2018b-win64 ». Les deux doivent être téléchargés pour que le logiciel fonctionne.
  2. Convertissez les images en tif 8 bits et ouvrez les images tif 8 bits dans CT-FIRE.
  3. Assurez-vous que le logiciel est défini sur CT-Fire dans le coin supérieur droit, puis sélectionnez Exécuter.
  4. CT-FIRE téléchargera automatiquement les résultats de l’analyse dans un dossier nommé « ctfireout » situé dans le même dossier que l’image d’origine. Examinez la qualité de l’extraction en comparant le fichier commençant par le nom « OL_ctFIRE » à l’image d’origine. Pour suivre ce protocole, utilisez les paramètres par défaut suivants pour la segmentation d’image (c’est-à-dire l’identification des fibres) : thresh_im2 : 5 ; s_xlinkbox : 8 ; thresh_ext : 70 ; thresh_dang_L : 15 ; thresh_short_L : 15 ; s_fiberdir : 4 ; thresh_linkd : 15 ; thresh_linka : -150 ; thresh_flen : 15
    1. Si les fibres ne sont pas identifiées avec précision, ajustez les paramètres en cliquant sur le bouton Mettre à jour sous la section des paramètres dans le coin supérieur droit.
      REMARQUE : Des conseils sur la façon de régler les paramètres se trouvent à la page 20 de la section « 3 Notes » du manuel CT-FIRE, qui se trouve dans le dossier de l’application CTFIRE. Des conseils supplémentaires peuvent être trouvés dans l’article de Liu et al. dans la section 3.5.215.
  5. Ajustez les paramètres de sortie si vous le souhaitez pour limiter les fibres qui apparaissent sur les images de sortie. Pour suivre ce protocole, utilisez les paramètres par défaut suivants : Longueur minimale de la fibre [pixels] : 30 ; Résolution de l’image [dpi] : 300 ; Largeur de la ligne de fibre [0-2] : 0,5 ; Largeur maximale de la fibre [pixels] : 15
  6. Pour convertir les unités de largeur du pixel en μm, ouvrez l’image d’origine aux Fidji. Utilisez les dimensions de l’image apparaissant à la fois en pixels et en μm dans le coin supérieur gauche de la fenêtre d’affichage pour calculer un ratio.

5. Analyse d’images de la densité des fibres, de la courbure, de l’alignement, de la lacunarité, de l’unité de croissance des hyphes et de la dimension fractale à l’aide de TWOMBLI16

  1. Téléchargez TWOMBLI à partir de https://github.com/wershofe/TWOMBLI.
  2. Suivez les instructions dans le fichier : TwombliDocumentation sous « Installation et dépendances ».
  3. Ouvrez le dossier TWOMBLI_v1/programs et remplacez AnamorfProperties.xml fichier par AnamorfPropertiesEH.xml fichier (Fichier supplémentaire 1).
  4. Dans le dossier TWOMBLI_v1/programs, remplacez le fichier Twombli_v1.ijm par le fichier Twombli_v2.ijm (Fichier supplémentaire 2).
  5. Créez un dossier contenant des dossiers vides, appelé « test HDM », « masques de test », « HDM » et « masques ».
  6. Convertissez les images en tif 8 bits.
  7. Mettez 3 à 5 images dans un dossier « test set input ».
  8. Mettez toutes les images à analyser dans un seul dossier sans sous-dossiers dits « éligibles ».
  9. Aux Fidji, cliquez sur Plugins | Macros | Courir | choisissez Twombli_v2.ijm dans twombli/Programs.
  10. Suivez les instructions pour exécuter TWOMBLI. Pour suivre ce protocole, utilisez les paramètres suivants : Saturation du contraste, 0,35 ; Largeur minimale de ligne, 3 ; largeur de ligne maximale, 3 ; fenêtre à courbure minimale, 40 ; fenêtre de courbure maximale, 40 ; longueur minimale de la branche, 10 ; Affichage maximum HDM, 100 ; Diamètre minimum de l’écart, 0
    REMARQUE : Les paramètres des images peuvent avoir besoin d’être ajustés. Le logiciel guidera l’utilisateur dans le choix des paramètres, et des instructions supplémentaires peuvent être trouvées dans le fichier TwombliDocumentation.docx, fourni avec le programme.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Un œil de chacun des trois jeunes porcs adultes (une femelle de 4 mois, un mâle de 5 mois et une femelle de 6 mois) a été imagé après avoir sectionné l’œil dans un plan axial à travers le limbe inférieur. Six emplacements d’imagerie ont été acquis dans le plan de coupe X-Y, espacés de 4 mm. À chaque emplacement d’imagerie, une grille contiguë de 4 x 4 images de 70 μm x 70 μm a été obtenue (Figure 8). Pour chaque porc, chaque image a été analysée séparément pour plusieurs paramètres (...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Les méthodes d’imagerie vitreuse antérieures ont montré une agrégation de fibres artificielle13, une perte d’organisation, d’orientation et de localisation de la fibre17, ou reposaient sur une résolution beaucoup plus élevée avec un champ de vision plus petit, limitant les informations sur la distribution de la fibre10. La microscopie confocale à réflectance de tissus frais ex vivo, sectionnés grossièrement, fournit ...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Tous les auteurs ne signalent aucun conflit d’intérêts pertinent.

Remerciements

Subvention de base des National Institutes of Health EY014800 ; Subvention sans restriction de la recherche pour prévenir la cécité, New York, NY, au Département d’ophtalmologie et des sciences visuelles, Université de l’Utah ; NIH NEI K08 EY034549 ; la Fondation de l’Hôpital primaire pour enfants ; la Fondation E. Matilda Ziegler ; Nous remercions les Drs Guillaume L. Hoareau et M. Austin Johnson pour les yeux de porc.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Agarose IVWR0710-500G
Silicone tout usage 1 calfeutrage, transparentGE2795576
Éponge à cellulose (Weck-Cel Eye Spear)Beaver - Visitec000865
Socle personnalisé à 3 broches & nbsp ;NANA
Adaptateur personnalisé pour monter de grandes vitres à couvercleNANA
Verre à couvercle grand, 1,42" x  ; 2,36" N°1Ted Pella260460-100
Lego (plaque de base classique, 1 x 8 tuiles, 1 x 8 briques, 1 x 6 plateaux)Lego11023, 3008, 3666, 4162
Lames microtome (profil élevé) & nbsp ;Lieca Biosystems14035838926
Objectif en silicone Olympus UPlanSApo 30xOlympeUPLSAPO30XS
Grande plate-glace en silicone (Samuelworld)Amazone713243280060
Lingettes de mouchoir (Kimwipes) & nbsp ;Kimberly Clark34120

Références

  1. Sebag, J. Vitreous and vision degrading myodesopsia. Prog Retin Eye Res. 79, 100847(2020).
  2. Phillips, J. D., Hwang, E. S., Morgan, D. J., Creveling, C. J., Coats, B. Structure and mechanics of the vitreoretinal interface. J Mech Behav Biomed Mater. 134, 105399(2022).
  3. Seider, M. I., Conell, C., Melles, R. B. Complications of acute posterior vitreous detachment. Ophthalmology. 129 (1), 67-72 (2022).
  4. Ketkar, M., et al. Vitreomacular traction - a review. Eye. 39 (4), 710-717 (2025).
  5. Filas, B. A., Zhang, Q., Okamoto, R. J., Shui, Y. -B., Beebe, D. C. Enzymatic degradation identifies components responsible for the structural properties of the vitreous body. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (1), 55(2014).
  6. Taufalele, P. V., VanderBurgh, J. A., Muñoz, A., Zanotelli, M. R., Reinhart-King, C. A. Fiber alignment drives changes in architectural and mechanical features in collagen matrices. PLoS One. 14 (5), e0216537(2019).
  7. Bishop, P. N. Structural macromolecules and supramolecular organisation of the vitreous gel. Prog Retin Eye Res. 19 (3), 323-344 (2000).
  8. Los, L. I., van Luyn, M. J. A., Nieuwenhuis, P. Organization of the rabbit vitreous body: Lamellae, Cloquet's channel and a novel structure, the 'Alae canalis Cloqueti'. Exp Eye Res. 69 (3), 343-350 (1999).
  9. Voytik-Harbin, S. L., Brightman, A. O., Waisner, B. Z., Robinson, J. P., Lamar, C. H. Small intestinal submucosa: A tissue-derived extracellular matrix that promotes tissue-specific growth and differentiation of cells in vitro. Tissue Eng. 4 (2), 157-174 (1998).
  10. Bos, K. J., et al. Collagen fibril organisation in mammalian vitreous by freeze etch/rotary shadowing electron microscopy. Micron. 32 (3), 301-306 (2001).
  11. Bembridge, B. A., Crawford, G. N. C., Pirie, A. Phase-contrast microscopy of the animal vitreous body. Br J Ophthalmol. 36 (3), 131-142 (1952).
  12. Filas, B. A., et al. Quantitative imaging of enzymatic vitreolysis-induced fiber remodeling. Invest Ophthalmol Vis Sci. 55 (12), 8626-8637 (2014).
  13. Los, L. I. The rabbit as an animal model for post-natal vitreous matrix differentiation and degeneration. Eye. 22 (10), 1223-1232 (2008).
  14. Bredfeldt, J. S., et al. Computational segmentation of collagen fibers from second-harmonic generation images of breast cancer. J Biomed Opt. 19 (1), 016007(2014).
  15. Liu, Y., Keikhosravi, A., Mehta, G. S., Drifka, C. R., Eliceiri, K. W. Methods for quantifying fibrillar collagen alignment. Methods Mol Biol. 1627, 429-451 (2017).
  16. Wershof, E., et al. A FIJI macro for quantifying pattern in extracellular matrix. Life Sci Alliance. 4 (3), e202000880(2021).
  17. François, J., Victoria-Troncoso, V., Albarran, E. The histochemical structure of the vitreous fibers studied by phase-contrast microscopy. Am J Ophthalmol. 69 (5), 763-773 (1970).
  18. Hwang, E. S., Morgan, D. J., Sun, J., Hartnett, M. E., Toussaint, K. C., Coats, B. Confocal reflectance microscopy for mapping collagen fiber organization in the vitreous gel of the eye. Biomed Opt Express. 14 (2), 932(2023).
  19. Harris, J. R. Visualizing in vitro type I collagen fibrillogenesis by transmission electron microscopy. Methods Mol Biol. 1627, 367-383 (2017).
  20. Arevalo, R. C., Urbach, J. S., Blair, D. L. Size-dependent rheology of type I collagen networks. Biophys J. 99 (8), L65-L67 (2010).
  21. Raub, C. B., et al. Noninvasive assessment of collagen gel microstructure and mechanics using multiphoton microscopy. Biophys J. 92 (6), 2212-2222 (2007).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Étiquettes

Réseau de collagène vitrédissection de l'œil porcinimagerie du gel vitréorganisation des fibres de collagènemicroscope inverséinclusion en agarosedécollement rétinienanalyse du réseau de fibresrigidité du gel
Préparation des yeux porcins à la microscopie confocale à réflectance pour visualiser le réseau de fibres de collagène vitré
Contactez-nous
Recommander à la bibliothèque

Confidentialité

Conditions d’utilisation

Politiques

Copyright © 2026 MyJoVE Corporation. Tous droits réservés.