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Construction de profils couple-vitesse-puissance à charge constante (isotonique) et à vitesse constante (isocinétique) in vivo pour les fléchisseurs plantaires du rat

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DOI :

10.3791/68858

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3 octobre 2025

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1Neuromechanical Performance Research Lab, Department of Human Health and Nutritional Sciences, College of Biological Sciences, University of Guelph, 2Aurora Scientific Inc.

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un nouveau protocole pour mesurer de manière non invasive la relation couple-vitesse angulaire-puissance in vivo chez les fléchisseurs plantaires du rat en utilisant la stimulation musculaire transcutanée. Cette configuration permet de tester facilement les contractions musculaires isotoniques sur un système de capteur de force/contrôleur de longueur afin de mieux représenter la nature à charge constante des mouvements quotidiens.

Résumé

Comprendre la relation couple-vitesse-puissance du muscle est essentiel pour évaluer la performance musculaire dynamique, ce qui a des implications pour la santé et la maladie. Alors que les études de dynamométrie chez l’homme utilisent des contractions isocinétiques (vitesse constante) ou isotoniques (charge constante) pour évaluer cette relation, les modèles de rongeurs se sont presque exclusivement appuyés sur les contractions isocinétiques en raison de la complexité de l’exécution d’expériences de pinces de charge isotonique sur des systèmes disponibles dans le commerce. Les contractions isotoniques s’alignent mieux avec les conditions de charge constante des mouvements qui se produisent en dehors du laboratoire. Ici, nous présentons un protocole de stimulation électrique transcutanée novateur et peu invasif ainsi qu’un flux de travail étape par étape pour évaluer la relation couple isotonique-vitesse angulaire-puissance in vivo pour les fléchisseurs plantaires du rat. Les courbes isotoniques et isocinétiques couple-vitesse angulaire-puissance ont été comparées chez 10 rats Sprague-Dawley. Les contractions isotoniques ont donné une vitesse de raccourcissement maximale (Vmax) et une puissance de crête plus élevées que les contractions isocinétiques qui utilisaient un couple moyen. Cependant, la puissance de crête isocinétique correspondait mieux à la puissance de crête isotonique lors de la mesure du couple de crête à partir de contractions isocinétiques en raison d’une réduction de la courbure de la courbe couple-vitesse angulaire. De plus, le couple et la vitesse à la puissance de crête différaient selon le type de protocole utilisé. Tous les ensembles de données correspondent fortement à l’équation de Hill (R2 > 0,98), bien que les données isotoniques aient les ajustements les plus faibles, probablement en raison de la nature plus variable des contractions à charge constante. Sur la base de ces résultats, l’utilisation de contractions isotoniques est recommandée lorsque cela est possible, en particulier si l’on vise à évaluer Vmax ou puissance de pointe. Si des tests isocinétiques doivent plutôt être utilisés, un guide précieux est fourni ici pour comprendre les limites et maximiser la traduisibilité en contractions à charge constante.

Introduction

L’étude de base de la façon dont la performance musculaire change avec l’exercice, la maturation, le vieillissement ou la maladie ne comprend souvent que des évaluations de la production de force ou de couple pendant les contractions isométriques (c’est-à-dire une longueur musculaire constante ou un angle articulaire, respectivement). Cependant, depuis les travaux pionniers d’A.V. Hill dans les années 19301, les expériences sur la performance musculaire se sont progressivement étendues à l’intégration de conditions dynamiques, évaluant la relation entre la force, la vitesse et leur produit, la puissance 2,3,4,5,6,7,8 . À mesure que la vitesse de raccourcissement augmente, la probabilité de former des ponts croisés actine-myosine produisant de la force est réduite, créant la forme hyperbolique inverse de la courbe force-vitesse 1,2. Ainsi, la puissance fournit une représentation globale de la performance dynamique d’un muscle, mettant en évidence le compromis entre la force sous-maximale et la vitesse sous-maximale pour atteindre la puissance maximale9. Des études sur l’homme en particulier ont progressé vers l’utilisation de la dynamométrie du corps entier (par exemple, HUMAC ou Biodex), permettant d’évaluer la relation couple-vitesse-puissance à l’aide de l’isocinétique10 (vitesse angulaire constante) ou isotonique 11,12,13,14,15,16 mouvements (charge constante). De ces deux types de mouvements, les contractions isotoniques s’alignent mieux avec les conditions de charge constante des mouvements qui se produisent en dehors du laboratoire, ce qui pose le défi de déplacer une charge sur les muscles impliqués, tandis que les contractions isocinétiques sont moins naturelles car le bras de levier transducteur de force du dynamomètre ne peut se déplacer qu’à une vitesse angulaire fixe 12,16,17, 18. Aéroport international

Les deux dernières décennies ont également vu des progrès significatifs dans les petits systèmes de dynamomètre pour évaluer les performances musculaires chez les rongeurs 19,20,21,22,23,24. Les modèles de rongeurs offrent des possibilités presque infinies pour l’investigation préclinique de maladies qui affectent négativement les muscles, y compris le diabète de type 225, l’obésité26, la cachexie cancéreuse27, la sarcopénie19,28, la paralysie cérébrale spastique29,30, la dystrophie musculaire de Duchenne31, la desminopathie32, et plus encore. Des mesures longitudinales répétées de la performance musculaire à l’aide d’animaux vivants sont devenues possibles en utilisant la stimulation électrique des nerfs périphériques ou des muscles percutanés sous anesthésie33,34. Malheureusement, comme ces contractions doivent être évoquées électriquement, elles ont été plus propices à la nature simpliste et contrôlée des contractions isocinétiques plutôt qu’isotoniques (qui nécessitent une approche plus nuancée) pour construire la relation couple-vitesse-puissance. De plus, l’implantation de brassards nerveux périphériques ou la stimulation musculaire directe à l’aide d’une électrode à aiguille sont des procédures invasives, nécessitant une intervention chirurgicale ou l’insertion soigneuse d’électrodes à demeure à travers la peau, et donc une utilisation répétée présente des risques d’effets indésirables ou d’incohérences qui pourraient fausser les résultats entre des séances de tests répétées sur le même animal.

Ici, une nouvelle configuration pour évaluer la relation couple in vivo-vitesse angulaire-puissance chez le rat à l’aide d’une procédure cohérente et peu invasive de stimulation musculaire transcutanée (c’est-à-dire à l’extérieur de la peau) sur un système de capteur de force/contrôleur de longueur est présentée. De plus, cette étude fournit une comparaison entre les courbes isotoniques et isocinétiques couple-vitesse-puissance construites à partir de cette technique, avec des recommandations techniques/méthodologiques basées sur les nuances des deux procédures.

Protocole

Tous les protocoles ont été approuvés par le Comité de protection des animaux de l’Université de Guelph (AUP #4905) et ont suivi les lignes directrices du Conseil canadien de protection des animaux.

REMARQUE : Les matériaux répertoriés dans le tableau des matériaux sont nécessaires pour la construction de la configuration du porte-électrode, le positionnement du rat dans le système de capteur de force/contrôleur de longueur et la collecte des données de couple, de position et de vitesse angulaire.

1. Animaux

  1. Obtenez 10 rats Sprague Dawley femelles (âge : 11 semaines ; masse corporelle : 228 ± 21 g).
  2. Hébergez les rats à 23 °C par groupes de deux ou trois et donnez-leur un accès ad libitum à un régime alimentaire global Teklad à 18 % de protéines pour rongeurs et à de l’eau à température ambiante.

2. Porte-électrode sur mesure

  1. Construire le porte-électrode sur mesure pour la stimulation transcutanée principalement à partir de pièces de construction disponibles dans le commerce, dont les instructions de montage sont présentées dans le dossier supplémentaire 1.
  2. Concevez sur mesure et imprimez en 3D la pièce porte-électrode avec le fichier STL joint dans le fichier supplémentaire 1.
    REMARQUE : Cette pièce porte-électrode contient des trous conçus pour maintenir des clous de finition lisses en acier galvanisé de 1-1/2". Le positionnement des clous dans ces trous doit être ajusté en fonction de la taille et de la position du rat testé. Des fils de cathode et d’anode sont soudés à ces clous qui se connectent à un stimulateur biphasé haute puissance pour fournir une stimulation transcutanée des fléchisseurs plantaires.

3. Configuration initiale des essais mécaniques in vivo

  1. Activation du système in vivo
    1. Allumez la pompe à chaleur et réglez-la à 37 °C.
    2. Allumez l’ordinateur. Ouvrez le logiciel DMCv5.5.
    3. Sur le boîtier du stimulateur, appuyez sur le grand interrupteur d’alimentation On et le plus petit interrupteur de sortie On.
    4. Allumez l’interrupteur d’alimentation pour le système de levier bimode.
    5. Cliquez sur Protocole dans le logiciel. Chargez un protocole qui délivre une contraction de 500 ms à 100 Hz (largeur d’impulsion de 0,1 ms) à un angle de cheville de 90° (c’est-à-dire l’angle neutre par défaut du logiciel).
      REMARQUE : Les étapes de conception d’un protocole dépassent le cadre de la présente étude et peuvent être consultées dans les manuels d’utilisation d’un système donné.
    6. Réglez la force de décalage sur 350 mN×m (le couple maximal pouvant être enregistré par ce système ; il est peu probable qu’un rat dépasse cette valeur 28,35,36,37,38), puis chargez le protocole.
    7. Basculez l’interrupteur du système sur Exécuter. Assurez-vous que la pédale (étiquetée sur la Figure 1) se verrouille en place.
  2. Préparation du rat
    1. Anesthésier le rat à l’aide d’isoflurane en suivant les procédures opératoires normalisées de l’établissement de recherche concerné39 (p. ex., ici, les lignes directrices de la formation sur l’anesthésie des rongeurs de l’Université de Guelph ont été utilisées, l’isoflurane étant réglé à 4 % et le débit d’oxygène réglé à 2,5 L/min pour l’induction initiale, l’isoflurane étant réduit à 1,5-2 % et le débit d’oxygène à 1,5 L/min pour l’entretien). Placez le rat avec la bouche et le nez dans un cône buccal sur une plate-forme chauffée (figure 1). Surveiller la respiration et le pouls du rat tout au long de l’analyse pour s’assurer que la profondeur de l’anesthésie est constante et sécuritaire, en se référant aux procédures opératoires normalisées39.
    2. Étalez une pommade oculaire sur les yeux pour éviter que les yeux ne se dessèchent.
    3. Rasez complètement la jambe gauche des poils à l’aide d’un rasoir électrique.
    4. Étalez une crème dépilatoire disponible dans le commerce sur toute la jambe à l’aide d’un coton-tige (par exemple, un coton-tige). Attendez 3 min, puis grattez la crème avec autant de cotons-tiges que nécessaire. Essayez d’avoir la jambe aussi nue que possible.
      REMARQUE : Cette étape est nécessaire car les cheveux perturberont le contact entre les électrodes, le gel conducteur et la peau lors de la tentative de délivrance d’une stimulation électrique.
    5. Nettoyez complètement la jambe en mouillant des boules de coton avec de l’eau distillée et en les essuyant sur la jambe.
    6. Séchez la cuisse avec une serviette en papier.
  3. Positionnement du rat
    1. Enroulez du ruban chirurgical autour du pied et de la pédale pour maintenir le pied en place. Il doit être aussi serré que possible. Assurez-vous, en particulier, que le talon est fixé dans la fente au bas de la pédale. Utilisez le bouton de réglage 3 (étiqueté sur la Figure 1) pour rapprocher ou éloigner la pédale selon les besoins afin de vous assurer que le genou est étendu.
    2. REMARQUE : Une véritable extension complète du genou est difficile à réaliser ici, alors ne vous inquiétez pas si le genou n’est pas complètement étendu.
    3. Installez la pince en poussant dans le tibia mi-proximal pour fixer la partie inférieure de la jambe en place (voir la figure 1pour une représentation visuelle). Utilisez les boutons de réglage 1 et 2 (étiquetés sur la Figure 1) pour positionner la pédale de manière à ce qu’elle soit alignée avec la pince.
  4. Placement des électrodes
    1. À l’aide d’une pince à épiler, étalez du gel conducteur sur les deux électrodes, ainsi que sur la face postérieure de la patte du rat.
    2. Positionnez les électrodes comme indiqué sur la figure 1, en vous assurant qu’il y a du gel entre les électrodes et la jambe. L’électrode distale va juste distale aux gastrocnémies, tandis que l’électrode proximale va à l’extrémité proximale des gastrocnémies, là où elle rencontre l’articulation du genou. Trouvez ces emplacements en palpant le « renflement » des gastrocnémiens sur la face postérieure de la partie inférieure de la jambe.
    3. Tournez l’engrenage (étiqueté sur la figure 1) pour soulever les électrodes en place afin d’assurer un contact constant pendant les stimulations. Ne le poussez pas trop fort vers le haut, sinon il exercera un couple passif indésirable sur la pédale. Il ne doit y avoir qu’une légère courbure dans l’axe (étiqueté sur la figure 1) qui maintient les électrodes pour s’assurer qu’elles resteront en place pendant la stimulation.
  5. Activation de l’enregistrement automatique
    1. Revenez au logiciel DMCv5.5. En haut de l’écran, cliquez sur Configuration, puis sur Enregistrement automatique du dossier.
    2. Allez dans le dossier choisi pour enregistrer les fichiers de données, puis cliquez sur Dossier actuel.
    3. Saisissez un nom de base (par exemple, le code d’identification du rat) dans la zone Base d’enregistrement automatique , puis cliquez sur Activer l’enregistrement automatique. Tous les fichiers de données seront désormais enregistrés dans le dossier sélectionné portant le nom de base de l’enregistrement automatique. N’oubliez pas d’ajouter sur le nom de base en fonction du protocole exécuté (par exemple, « C1Black-70deg » pour une contraction de 100 Hz à un angle de cheville de 70° ; en tant que nom de fichier, cela apparaîtra comme « C1Black-70deg.ddf » dans le dossier AutoSave choisi).

4. Optimisation du courant pour la stimulation 100 Hz

  1. Le protocole 100 Hz à 90° est déjà chargé à partir de l’étape 3.1.5. Réglez le stimulateur sur 20 mA. Il s’agira d’un niveau de stimulation très faible et permettra au chercheur de savoir s’il doit apporter des ajustements au placement de l’électrode/gel (par exemple, si la trace de couple semble inégale ou si la jambe glisse hors de la pince) sans induire beaucoup de fatigue musculaire 28,35,36,37,38.
  2. Cliquez sur Démarrer le test pour exécuter le protocole. La contraction des muscles doit être visible. Une fois le protocole exécuté, cliquez sur Analyse pour vérifier la quantité de couple produite, en vous assurant que la case Correction de la ligne de base est cochée.
  3. Après avoir laissé 2 minutes de repos, augmentez à 30 mA et exécutez à nouveau le protocole. Cliquez sur Analyse pour vérifier la quantité de couple produite, en vous assurant que la case de correction de la ligne de base est cochée (cette case garantit que le couple passif est soustrait du couple total pour obtenir une mesure du couple actif).
    REMARQUE : L’utilisation de cet outil de correction de ligne de base ne fonctionne que sur cette configuration à une cheville de 90°. Pour tous les autres angles, la méthode décrite à l’étape 5.1 doit être utilisée pour calculer le couple actif. Bien que 2 minutes de repos soient recommandées ici chez les jeunes rats en bonne santé, ce temps de repos peut devoir être plus long (par exemple, 3 à 5 minutes) dans les modèles de vieillissement ou de maladie.
  4. Répétez l’étape ci-dessus pendant 40 mA. Si le couple a diminué par rapport à 30 mA, alors 30 mA est le stimulus optimal. Si le couple de 40 mA était supérieur, augmentez à 50 mA et stimulez à nouveau après 2 min de repos. Si le couple a diminué, alors 40 mA était le courant de stimulus optimal.
  5. Répétez ce processus jusqu’à ce que le stimulus optimal ait été trouvé (c’est-à-dire que vous ne voyez plus d’augmentation de la production de couple après une augmentation supplémentaire du courant de stimulation). Habituellement, le courant de stimulus optimal est de 40 mA ou 50 mA.

5. Contractions isotoniques pour la relation couple-vitesse-puissance

  1. Créez un protocole qui induira une contraction isométrique de 500 ms à 100 Hz à un angle de cheville de 70° (c’est-à-dire l’angle le plus dorsifléchi auquel ce système de levier ira aller) (fichier de protocole disponible dans le fichier supplémentaire 2). Exécutez ce protocole. Enregistrez le couple actif maximal (c’est-à-dire le couple total moins le couple passif de base avant la stimulation) produit pendant cette contraction. Utilisez cette valeur pour déterminer les pinces de charge dans les protocoles isotoniques.
  2. Dans l’écran Protocole , créez un protocole pour déplacer la cheville en position dorsiflexe, puis stimulez pendant 500 ms avant de revenir à une position neutre (Figure 2 ; fichier de protocole .dpf fourni dans le fichier supplémentaire 2).
  3. Calculez les charges isotoniques correspondant à 10 %, 20 %, 30 %, 40 %, 50 %, 60 %, 70 % et 80 % du couple actif maximal à 70° enregistré à l’étape 5.1. Assurez-vous également d’ajouter le couple passif de base sur la pince de charge (voir l’exemple de la figure 2). Exécutez ces pinces de charge dans un ordre aléatoire à l’aide des étapes décrites ci-dessous.
  4. Dans le logiciel DMCv5.5, dans la case Force de décalage (qui est actuellement réglée sur 350 à partir de l’étape 3.1.6), tapez la valeur de couple calculée (c’est-à-dire des valeurs calculées à l’étape 5.3 ci-dessus) correspondant à la première pince de charge à exécuter. Maintenant, chargez le protocole isotonique créé à l’étape 5.2, et cette nouvelle force de décalage sera appliquée. En réglant cette force de décalage sous-maximale, un raccourcissement se produira lorsque le couple produit par les fléchisseurs plantaires atteindra cette valeur, et restera fixe à cette valeur (Figure 2).
  5. Cliquez sur Démarrer le test pour exécuter le protocole. Une contraction isotonique se produira.
  6. Répétez les deux étapes ci-dessus avec 2 minutes de repos entre chaque pince de charge isotonique jusqu’à ce que les huit contractions isotoniques (10 à 80 %) aient été effectuées.

6. Contractions isocinétiques pour la relation couple-vitesse-puissance

  1. Définissez la force de décalage sur 350 mN×m si elle n’y est pas déjà.
  2. Créez huit protocoles de raccourcissement isocinétique correspondant à des vitesses de raccourcissement de 50, 100, 200, 300, 400, 600, 800 et 1000°/s (fichiers de protocole disponibles dans le Fichier supplémentaire 2). Dans ces protocoles, déplacez d’abord passivement la cheville à 70° (c’est-à-dire l’angle le plus dorsiflé disponible sur ce système), puis réglez une stimulation de 100 Hz pour qu’elle se produise au début du raccourcissement, et continuez lorsque la cheville se déplace à 120° (c’est-à-dire l’angle le plus plantaire disponible sur ce système) (Figure 3). Une fois la stimulation terminée, réglez la cheville pour qu’elle revienne à l’angle neutre par défaut du système de 90°.
  3. Exécutez chacun de ces tests isocinétiques dans un ordre aléatoire, avec 2 minutes de repos entre chaque test.

7. Analyse des fichiers d’essai isotonique et isocinétique

  1. Analyse du test isotonique
    1. Étant donné que les essais isotoniques utilisent une charge constante, enregistrez la vitesse angulaire pendant le raccourcissement. Pour analyser la vitesse angulaire à partir de ces tests, ouvrez le fichier de données. Zoomez sur la partie de la trace de position qui représente le moment où le raccourcissement isotonique s’est produit. Cliquez sur Analyse musculaire.
    2. Pour calculer la pente moyenne lors du raccourcissement, consultez la colonne Position et effectuez le calcul : Vitesse angulaire moyenne = (Position minimale - position maximale)/Temps total. Notez que la « Position minimale » représente l’angle le plus dorsiflé, qui est la position de départ de l’articulation.
  2. Analyse des tests isocinétiques
    1. Étant donné que les essais isocinétiques utilisent une vitesse constante, notez le couple produit lors du raccourcissement.
      REMARQUE : La présente étude présente deux méthodes différentes d’enregistrement du couple à partir de ces protocoles : le couple moyen pendant le raccourcissement et le couple maximal pendant le raccourcissement. Les avantages et les inconvénients de chacun sont présentés dans les résultats représentatifs.
    2. Ouvrez le fichier de données. Pour enregistrer le couple moyen, zoomez sur la trace du couple pendant la phase de raccourcissement. Cliquez pour ouvrir la fenêtre Analyse musculaire . À partir des valeurs indiquées dans la colonne de couple, notez le couple moyen comme suit : Couple moyen = Intégration/Temps total.
    3. À partir de la même fenêtre d’analyse musculaire , enregistrez le couple maximal comme valeur indiquée dans la case Couple maximal .

8. Ajustement de la courbe des données de couple et de vitesse angulaire

  1. Dans une feuille de calcul, créez une feuille distincte pour les données isotoniques et les données isocinétiques pour chaque rat. Dans chaque feuille, organisez les données en deux colonnes : force et vitesse. Incluez dans ces données le couple maximal à 70°, correspondant à une vitesse de 0°/s. Étiquetez chaque feuille comme [Nom du rat] suivi de [ISOT] ou [ISOK], correspondant respectivement à des données isotoniques ou isocinétiques (par exemple, « C1BLACK ISOT » ou « C1BLACK AVG ISOK » où C1BLACK est le nom du rat ; voir la figure 4 pour d’autres exemples).
    REMARQUE : Ces conventions de nommage sont nécessaires pour le code Python utilisé à l’étape suivante. Ces conventions de dénomination spécifiques ne sont requises que dans ce fichier de tableur.
  2. Suivez le lien dans le fichier supplémentaire 3 pour exécuter le code Python personnalisé, en utilisant les instructions supplémentaires relatives au code fournies dans le fichier supplémentaire 3. Une fois le code exécuté, une fenêtre apparaîtra invitant le chercheur à sélectionner la feuille de calcul contenant les feuilles individuelles pour les données isotoniques et isocinétiques de chaque rat qui ont été faites à l’étape 8.1. S’il est organisé correctement sur la base de la description de l’étape 8.1 et de la figure 4, ce code affichera une fenêtre présentant une courbe couple-vitesse-puissance ajustée pour chaque ensemble de données (exemples à la figure 4). Dans ce code, toutes les données sont rattachées à l’équation1 suivante :
    figure-protocol-1
    Avec Fmax étant le couple isométrique maximal de 100 Hz à 70°, F et V représentant le couple de la pince de charge isotonique et la vitesse angulaire, respectivement, et a et b représentant les constantes thermodynamiques de Hill avec les unités de couple (N•m) et de vitesse (°/s), respectivement.
    REMARQUE : Une fois que le code a sélectionné chaque ensemble de données de force et de vitesse, il produira un nouveau fichier Excel contenant, pour chaque courbe ajustée, les données suivantes : vitesse de raccourcissement maximale (Vmax), Fmax, les coefficients a et b, la courbure de la courbe couple-vitesse (a / Fmax), la puissance de crête, la valeur de couple qui correspond à la puissance de crête, la valeur de vitesse angulaire qui correspond à la puissance de crête et la valeur R2 représentant la mesure dans laquelle les données collectées correspondent à l’équation (Figure 4).

9. Comparaison des profils isotoniques et isocinétiques couple-vitesse-puissance

  1. Pour éliminer le risque de biais liés à l’ordre des tests, 1) alternez entre l’exécution des tests isotoniques en premier et l’exécution des tests isocinétiques en premier ; et 2) randomiser l’ordre de contraction dans chaque série de contractions isotoniques (pinces de charge de 10, 20, 30, 40, 50, 60, 70 et 80 % de couple maximum) et isocinétiques (vitesses angulaires de 50, 100, 200, 300, 400, 600, 800 et 1000°/s). Sélectionner la gamme des vitesses angulaires isocinétiques conformément aux études précédentes sur les fléchisseurs plantaires in-vivo du rat23.
  2. À l’aide d’une ANOVA à mesures répétées à deux facteurs, pour évaluer les similitudes et les différences entre les courbes couple-vitesse-puissance produites par les trois méthodes employées ici (isotonique, isocinétique avec couple moyen lors du raccourcissement et isocinétique avec couple maximal lors du raccourcissement) pour les variables suivantes : Vmax, les coefficients a et b , courbure, puissance de crête, couple à la puissance de crête, vitesse angulaire à la puissance de crête, et R2. Appliquez une correction de Bonferroni à toutes les comparaisons par paires. Définissez le niveau alpha sur α = 0,05.

Résultats

La figure 5A montre les relations couple-vitesse générées à partir des points de données brutes, et la figure 5B utilise les coefficients moyens Fmax et a et b pour tracer ces données ajustées à l’équationde Hill 1 avec les courbes couple-puissance, dans lesquelles le couple et la vitesse ont été multipliés ensemble pour calculer la puissance. Toutes les méthodes (isotonique, isocinétique avec le couple moyen, isocinétique avec le couple de pointe) mettent en évidence la forme attendue de la relation couple-vitesse, avec une vitesse de raccourcissement angulaire diminuant hyperboliquement avec l’augmentation du couple, et vice versa, et avec une puissance de crête produite à des niveaux sous-maximaux de couple et de vitesse.

La figure 6 montre les données obtenues à partir de l’ajustement de la courbe des données de couple et de vitesse angulaire. La courbe obtenue à partir des tests isotoniques prédit un Vmax supérieur aux deux courbes isocinétiques (P = 0,002 par rapport aux deux ; Figure 6A). La courbe isotonique a également donné une puissance de crête supérieure à celle de la courbe isocinétique en utilisant le couple moyen (P = 0,006), mais cet écart a été surmonté en utilisant plutôt le couple de crête des essais isocinétiques, ce qui a donné une puissance de crête qui ne différait pas de celle de la courbe isotonique (P = 1,00) (Figure 6B). Cette augmentation de la puissance de crête à l’aide du couple de crête dans la courbe isocinétique a été réalisée mathématiquement en réduisant la courbure de la courbe couple-vitesse par rapport à l’utilisation d’un couple moyen (P < 0,001) (Figure 6G), tout en maintenant le même Vmax (P = 1,00) (Figure 6A). Cette réduction de la courbure due à l’utilisation du couple maximal des essais isocinétiques a également entraîné une surestimation du couple à la puissance maximale par rapport à la courbe isotonique (P < 0,001), tandis que la courbe isocinétique utilisant le couple moyen correspondait mieux au couple à la puissance maximale de la courbe isotonique (P = 1,00) (Figure 6C). Cela dit, la courbe isocinétique utilisant le couple moyen a sous-estimé la vitesse à la puissance de crête par rapport à la courbe isotonique (P < 0,001) (Figure 6D). L’utilisation du couple de crête pour la courbe isocinétique a rapproché la vitesse à la puissance de crête de celle de la courbe isotonique, mais avec une légère sous-estimation (P = 0,043) (Figure 6D). Enfin, alors que tous les ensembles de données s’ajustaient fortement à l’équation de Hill (tous R2 > 0,98), la courbe isotonique était légèrement plus faible que les deux autres (P = 0,015-0,029). Collectivement, ces résultats démontrent comment les contractions dynamiques à charge constante, qui ressemblent davantage aux mouvements du monde réel, donnent des résultats différents par rapport aux contractions dynamiques à vitesse constante plus couramment utilisées dans l’évaluation de la relation couple-vitesse-puissance.

Toutes les données individuelles sont accessibles au public à l’adresse suivante : https://doi.org/10.6084/m9.figshare.29099018.v2

figure-results-1
Figure 1 : Représentation de la façon dont le rat est configuré pour les tests in vivo de la fonction mécanique des fléchisseurs plantaires. Le rat est positionné sur une plate-forme chauffée sous anesthésie à l’isoflurane. Le pied est fermement collé à la pédale avec le talon sécurisé, et une pince est enfoncée dans le tibia pour fixer le bas de la jambe en place. Les boutons de réglage 1, 2 et 3 aident au positionnement optimal de la jambe en position prolongée du genou et à l’alignement anatomique avec l’axe de la pédale. Le gel conducteur est réparti sur les sites proximaux et distaux du groupe musculaire fléchisseur plantaire. Le porte-électrode maintient les électrodes en place pour la stimulation transcutanée. L’engrenage du dispositif de maintien des électrodes personnalisé poussait les électrodes contre la peau recouvrant les muscles fléchisseurs plantaires. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

figure-results-2
Figure 2 : Exemple de couple brut, de position et de traces de stimulation pour une stimulation isométrique de 100 Hz à un angle de cheville de 70°, qui a ensuite été utilisée pour déterminer le couple maximal dans les contractions isotoniques avec des charges réglées à 10 % à 80 % du couple maximal. Vous trouverez ci-dessous un exemple de calcul et de réglage de la charge isotonique pour une contraction isotonique de 30 %. Notez que lors du réglage de la pince de charge (« force de décalage »), la charge calculée représente un pourcentage du couple actif de pointe de 100 Hz (c’est-à-dire le couple total moins le couple passif de base), mais le couple passif de base est rajouté car le système ne peut pas faire la distinction entre le couple total et le couple actif. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 3 : Exemple de couple brut et de traces de position des contractions isocinétiques, à partir desquelles le couple maximal et moyen a été mesuré pendant le raccourcissement. Les tests présentés sont à des vitesses de 50, 100, 200, 300, 400, 600, 800 et 1000°/s (indiquées dans les panneaux de trace de position). Des lignes verticales pointillées dans l’affichage « Stimulation » indiquent le début et la fin de l’électrostimulation (la stimulation réelle n’est pas visible sur ces photographies des affichages de données). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 4 : Représentation des étapes nécessaires à l’ajustement de la courbe du couple (appelé « force » ici) et des données de vitesse. Après avoir organisé chaque ensemble individuel de données de couple et de vitesse dans sa propre feuille étiquetée comme [Nom du rat] [ISOK ou ISOT] (ISOT = isotonique, ISOK = isocinétique), le code est exécuté. Une fenêtre s’affiche pour vous inviter à sélectionner un fichier Excel. Après avoir sélectionné le fichier contenant toutes les feuilles étiquetées, chaque courbe apparaîtra une par une, ce qui permettra de les inspecter visuellement pour s’assurer qu’il n’y a pas d’erreurs dans les données saisies. Chaque courbe présente la vitesse de raccourcissement maximale (Vmax), la valeur de couple maximale (Fmax) qui aurait été renseignée à partir des données mesurées, les coefficients a et b de la courbe, la courbure de la courbe couple-vitesse (a / Fmax), la puissance de crête, la valeur de couple qui correspond à la puissance de crête (« Opt Force »), la valeur de vitesse angulaire qui correspond à la puissance de crête (« Opt Vel »), et la valeur R2 représentant la mesure dans laquelle les données collectées correspondent à l’équation. Après avoir cliqué sur chaque courbe, un fichier Excel contenant toutes les données produites par l’ajustement de la courbe pour chaque courbe qui vient d’être cliquée est généré. N’oubliez pas d’enregistrer ce fichier avant de le fermer. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Courbes couple-vitesse-vitesse-puissance. (A) Les courbes couple-vitesse angulaire construites à partir de données brutes pour les essais isotoniques (vert), les essais isocinétiques utilisant le couple moyen pendant le raccourcissement (bleu) et les essais isocinétiques utilisant le couple maximal pendant le raccourcissement (orange). (B) Les courbes moyennes générées par l’ajustement de ces données à l’équationde Hill 1 ainsi que les courbes couple-puissance créées en multipliant le couple et la vitesse angulaire ensemble. Les données de la partie A sont présentées sous forme de moyenne ± d’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 6 : Données obtenues à partir de l’ajustement de la courbe des données de couple et de vitesse angulaire. Comparaison de (A) Vmax, (B) puissance de crête, (C) couple à la puissance de crête, (D) vitesse à la puissance de crête, (E) le coefficient a, (F) le coefficient b, (G) courbure et (H) R2 entre les courbes générées par les essais isotoniques (ISOT), les essais isocinétiques à l’aide du couple moyen (ISOK AVG) et les essais isocinétiques à l’aide du couple maximal (ISOK PEAK). *Différence significative (P < 0,05). Les données sont présentées sous forme de moyenne ± d’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Dossier supplémentaire 1 : Instructions de montage du porte-électrode et fichiers d’impression 3D (https://doi.org/10.6084/m9.figshare.28574951.v1)

Fichier supplémentaire 2 : Fichiers de protocole .dpf pour le système 3-en-1 (https://doi.org/10.6084/m9.figshare.29099018.v2) d’Aurora Scientific

Fichier supplémentaire 3 : Code Python pour les données de couple-vitesse angulaire d’ajustement de courbe (https://github.com/ahinks192/Torque-Velocity-Curve)

Discussion

La présente étude présente une nouvelle configuration pour tester in vivo la fonction mécanique des fléchisseurs plantaires chez le rat à l’aide d’une stimulation électrique transcutanée. Plus précisément, la présente étude démontre comment évaluer la relation couple-vitesse angulaire-puissance à l’aide de contractions isotoniques, qui s’alignent mieux avec les conditions de charge constante et dépendantes de la vitesse des mouvements qui se produisent en dehors du laboratoire que les contractions isocinétiques. Néanmoins, la manière dont les mesures à partir d’une relation couple isocinétique-vitesse angulaire-puissance peuvent être optimisées pour imiter les résultats des contractions isotoniques est également présentée. En raison de la nature reproductible de ce dispositif expérimental, ces évaluations de la performance dynamique au niveau des articulations ont le potentiel d’améliorer considérablement la compréhension de l’impact de l’âge, de la maladie, de l’immobilisation et de diverses interventions d’exercice sur la fonction contractile musculaire dans les modèles de rongeurs. En effet, cette configuration a déjà été utilisée pour comparer la fonction mécanique des fléchisseurs plantaires entre des rats jeunes et âgés, et avant et après les interventions de moulage et d’entraînement 35,36,37,38,28.

Un avantage important de l’utilisation des protocoles isotoniques par rapport aux protocoles isocinétiques est que les protocoles isotoniques peuvent être plus individualisés pour un rat donné. Les protocoles isotoniques commencent par la détermination de la capacité maximale de production de couple, puis les pinces de charge sont normalisées à cette valeur spécifique (c’est-à-dire que la courbe isotonique présente une variation à la fois dans les axes de couple et de vitesse sur la figure 5A). Avec les protocoles isocinétiques, Vmax ne peut pas être déterminé à l’avance, il n’est donc pas possible de normaliser la plage des vitesses angulaires sous-maximales à une valeur de vitesse maximale et d’utiliser à la place une plage standardisée de vitesses angulaires (c’est-à-dire que la courbe isocinétique n’a que la variation dans l’axe du couple). Cette plage standardisée pourrait devenir un problème pour les rats qui ont intrinsèquement une capacité de production de vitesse plus lente (par exemple, avec un vieillissement de16,40), car les tests ne captureraient qu’une plus petite plage de leur courbe de vitesse couple-angulaire, certaines des vitesses standardisées tombant potentiellement près ou au-delà de V max. Les contractions isotoniques permettent donc une meilleure confiance dans la capture d’une représentation complète de la courbe couple-vitesse angulaire, et donc de la production de puissance, à tout moment dans le temps pour n’importe quel état de santé. En d’autres termes, comme l’a récemment noté Thompson18, les tests isocinétiques ne font pas de distinction entre les mesures de couple de pointe et de puissance, car les vitesses sont limitées chez tous les participants, tandis que les tests isotoniques découplent les mesures de couple et de puissance en individualisant les charges en fonction de la capacité de couple maximale d’un participant donné et en capturant mieux le compromis entre le couple et la vitesse.

La capacité d’une meilleure individualisation des contractions isotoniques peut expliquer pourquoi la relation couple-vitesse-puissance construite à partir des contractions isotoniques a donné un Vmax plus élevé que l’une ou l’autre des méthodes isocinétiques (Figure 6A). Par conséquent, si l’objectif principal d’une étude est d’évaluer les changements de Vmax (par exemple, avant par rapport à après une intervention d’entraînement), les contractions isotoniques doivent être utilisées car les contractions isocinétiques pourraient sous-estimer cette valeur. Cependant, si une étude s’intéresse plutôt à élucider les changements de puissance de crête, les valeurs de puissance obtenues à partir des contractions isocinétiques peuvent être similaires aux contractions isotoniques en enregistrant le couple de crête (par opposition au couple moyen) pendant le raccourcissement isocinétique (Figure 6B).

La mesure du couple à la puissance maximale et de la vitesse à la puissance maximale peut également être utile pour évaluer si la production de couple ou de vitesse est plus fiable pour les performances dynamiques. Par exemple, si une maladie ne présente aucun changement de puissance de crête mais une augmentation du couple à la puissance de crête et une diminution de la vitesse à la puissance de pointe, cette maladie affecte alors de manière disproportionnée la vitesse, et la production de couple compense pour préserver la puissance de sortie. Si l’on tente d’obtenir des valeurs de couple à la puissance de crête et de vitesse à la puissance de crête à partir de contractions isocinétiques qui sont similaires aux valeurs obtenues à partir de contractions isotoniques, les deux méthodes isocinétiques présentées dans la présente étude devraient être utilisées. Pour le couple à puissance maximale, l’enregistrement du couple moyen des contractions isocinétiques correspond étroitement à celui obtenu à partir de la relation couple-vitesse isotonique (Figure 6C). À l’inverse, pour la vitesse à la puissance maximale, l’enregistrement du couple maximal des contractions isocinétiques correspond plus étroitement à celui obtenu à partir de la relation isotonique couple-vitesse, mais toujours avec une sous-estimation de 15 % (Figure 6D). Un commentaire récent18 a noté que, si l’on veut décrire de manière exhaustive les capacités fonctionnelles d’un muscle, il peut être souhaitable d’enregistrer les tests isotoniques et isocinétiques de toute façon, les tests isotoniques étant recommandés pour évaluer la puissance maximale et les tests isocinétiques nécessaires pour évaluer la production de couple maximal pendant le raccourcissement musculaire.

Le dispositif expérimental présenté dans la présente étude présente également des avantages pour améliorer le flux de travail en laboratoire par rapport aux méthodes traditionnelles (par exemple, électrodes à demeure, brassards nerveux périphériques) d’évaluation des performances mécaniques in vivo chez les rongeurs. Le porte-électrode sur mesure permet un réglage rapide de la hauteur des électrodes et un réglage de la distance entre les électrodes (via les trous dans le porte-électrode rouge ; Graphique 1) pour s’adapter à la longueur de la patte de chaque rat. Ces caractéristiques facilitent également l’adaptation du placement/de l’emplacement des électrodes sur le même rat entre des sessions de test distinctes, ce qui est particulièrement utile pour les études de dressage longitudinales. En effet, une séance typique d’entraînement en résistance (4 séries de 8-10 répétitions) sur cette configuration a été réalisée à un rythme de ~15 min par rat, ou 10 rats en ~2,5 h avec des tests continus 35,36,37. De plus, bien que ce ne soit pas l’objet ici, le groupe de recherche actuel a développé un porte-électrode plus petit pour tester la fonction mécanique in vivo du fléchisseur plantaire de la sourisainsi que 41.

Malgré les avantages méthodologiques de cette configuration, il y a quelques limites à noter. Ici, nous avons utilisé une amplitude de mouvement de la cheville de 70° à 110° car c’est la limite du système de capteur de force que nous avons utilisé, et une position de jambe plus étendue pour optimiser la production de couple, comme l’ont informé nos expériences précédentes 35,36,37,38,28 - cependant, cette configuration permet de modifier ces positions (par exemple, position du genou plié, différentes amplitudes de mouvement de la cheville, différents paramètres d’activation) pour répondre aux besoins expérimentaux d’un chercheur donné. Il convient également de noter que cette configuration ne capture pas pleinement le comportement dynamique et de longueur variable caractéristique de la fonction musculaire in vivo pendant la locomotion, car des changements de charge peuvent se produire lors des transitions entre les angles articulaires qui ne peuvent malheureusement pas être mis en œuvre dans ces expériences contrôlées à articulation unique. Enfin, le protocole actuel utilise l’équation de Hill pour ajuster les données de couple et de vitesse angulaire, qui suppose une courbe de forme hyperbolique. Bien que cette forme de courbe soit fiable pour déterminer la puissance de crête (qui se produit à des niveaux de force et de vitesse sous-maximaux), elle peut surestimer Vmax en raison de la forme double-hyperbolique souvent observée de la relation force-vitesse 2,42. Par conséquent, si l’objectif d’un chercheur est d’évaluer principalement Vmax à l’aide du dispositif expérimental présenté ici, il pourrait être recommandé d’ajuster ces données à une courbe double-hyperbolique pluscomplexe ainsi qu’à 2,42.

Les relations isotoniques et isocinétiques couple-vitesse angulaire-puissance présentées ici avaient toutes des ajustements forts (R2 > 0,98) à l’équation de Hill (Figure 6H). Cependant, compte tenu des limites notées ci-dessus pour les relations couple isocinétique-vitesse angulaire-puissance, il est recommandé d’utiliser des tests isotoniques lorsque cela est possible, surtout si l’on vise à évaluer la puissance de crête. Si des tests isocinétiques doivent plutôt être utilisés, les résultats de cet article peuvent être utilisés comme guide pour comprendre les limites et maximiser la traduisibilité en contractions à charge constante.

Déclarations de divulgation

Christopher Rand et Matthew Borkowski sont employés par Aurora Scientific, Inc.

Remerciements

Nous remercions le personnel des soins aux animaux de la Santé humaine et des Sciences de la nutrition pour son aide dans les soins de nos rats. Ce projet a été soutenu par le Conseil de recherches en sciences naturelles et en génie du Canada (CRSNG), numéro de subvention RGPIN-2024-03782, et une subvention Alliance du CRSNG (ALLRP 603969-25) avec Aurora Scientific inc.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1-1/2" Clous à finition lisse galvanisée en acier & NBSP ;Le Hillman Group Canada ULC, Pickering, Ontario, Canadahttps://shop.hillmangroup.ca/ccrz__ProductDetails?sku=461146&cclcl=en_USPour le porte-électrode sur mesure (instructions de construction fournies dans la Figure Supplémentaire 1)
Appareil pour ratsAurora Scientific Inc. (Aurora, Ontario, Canada)806D  ;
Accessoire de maintien d’électrode personnalisé conçu dans Tinkercad (logiciel open source) et imprimé en 3DAutodesk Tinkercad  ;www.tinkercad.comPour le porte-électrode sur mesure (instructions de construction fournies dans la Figure Supplémentaire 1)
Stimulateur biphasé à haute puissanceAurora Scientific Inc. (Aurora, Ontario, Canada)701C
Pièces LEGOBrickLink.comVoir la Figure supplémentaire S1 pour les codes BrickLink.com de tous les LEGO® ; PartiesPour le porte-électrode sur mesure (instructions de construction fournies dans la Figure Supplémentaire 1)
Gel d’électrodes Spectra 360Spectrahttps://www.orthocanada.com/en/spectra-electrode-gel?utm_term=&utm_campaign=Canada+EN+-+Search+-+OrthoCanada&utm_source=adwords&utm_medium=ppc&hsa_acc=1971735470&hsa_cam=136169080&hsa_grp=139530010212&hsa_ad=586754644289&hsa_src=g&hsa_tgt=dsa-19959388920&hsa_kw=&hsa_mt=&hsa_net=adwords&hsa_ver=3&gad_source=1&gad_campaignid=136169080&gbraid=0AAAAAD1V26BmzV4eR9tkH_8Truu4W7uu6&gclid=Cj0KCQjwnJfEBhCzARIsAIMtfKLpFSpoPZdXDBtyR8sRgHYCfYuELZFPs4g8U6r8t4_chBuz5KF0pBIaAoQ3EALw_wcB
Pommade lubrifiante Systane pour les yeuxSystanehttps://www.amazon.ca/dp/B004RSQGWC?ref=nb_sb_ss_w_as-reorder_k0_1_12&=&crid=38CVEZ82H7F4&=&sprefix=eye+ointment
Dix femelles de rats Sprague-DawleyLaboratoires Charles River (Senneville, QC, Canada)Code de déformation : 001
Ruban chirurgical transpore3M (Milton, Ontario, Canada)1527
Crème dépilatoire Veet PureVeethttps://www.walmart.ca/en/ip/Veet-Pure-Hair-Removal-Cream-Legs-Body-Sensitive-Skin-400-mL/10032637
Chauffe-eau/CirculateurAurora Scientific Inc. (Aurora, Ontario, Canada)827A & nbsp ;

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Contractions isotoniquescontractions isocin tiquestest musculaire in vivostimulation lectrique transcutan evaluation de la puissance musculaireprotocole de clamp de chargequation de Hillfonction contractile musculaire

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