Un modèle de souris basé sur un tapis roulant pour étudier les bouffées de chaleur avec surveillance continue de la température de la peau

Résumé

Cette étude établit un modèle murin de bouffées de chaleur de la ménopause en combinant l’ovariectomie avec la thermogenèse induite par l’exercice et la surveillance continue à haute résolution de la température de la peau de la queue.

Résumé

Les bouffées de chaleur altèrent considérablement la qualité de vie des femmes ménopausées, mais les mécanismes neuronaux sous-jacents et les thérapies efficaces restent mal compris. L’un des principaux défis dans ce domaine a été le manque de modèles animaux fiables et de méthodes non invasives pour la surveillance continue de la température cutanée. Ici, un modèle murin combinant l’ovariectomie et la thermogenèse induite par l’exercice a été développé pour étudier les bouffées de chaleur. À l’aide d’un enregistreur télémétrique sécurisé par un manchon de queue imprimé en 3D, la température de la peau de la queue a été surveillée en permanence dans un état sans stress. De plus, les caméras infrarouges ont fourni une méthode complémentaire pour surveiller la production et la dissipation de chaleur, permettant une évaluation plus complète de la température corporelle. À l’aide de ce modèle, des souris ovariectomisées présentaient une augmentation plus élevée de la température cutanée et une température corporelle centrale plus basse, imitant efficacement le phénotype des bouffées de chaleur observé à la ménopause. Cette approche établit un modèle précis pour la surveillance des bouffées de chaleur et sera précieuse pour les chercheurs en thermorégulation, en neurosciences et en études cliniques sur la ménopause.

Introduction

Les bouffées de chaleur sont parmi les symptômes les plus répandus et les plus perturbateurs de la ménopause, ce qui nuit considérablement à la qualité de vie¹. Ces épisodes sont caractérisés par une augmentation soudaine de la température de la peau suivie d’une chute transitoire de la température corporelle^{centrale 2}, souvent accompagnée d’une augmentation du rythme cardiaque, d’anxiété et de vertiges³. Malgré leur impact profond, les traitements efficaces restent limités⁴, ce qui souligne la nécessité d’une compréhension plus approfondie de leurs mécanismes sous-jacents.

Une étape cruciale dans l’étude des bouffées de chaleur est le développement de modèles animaux fiables qui reproduisent avec précision le dysfonctionnement thermorégulateur. Actuellement, l’approche principale implique l’ovariectomie (OVX), qui induit une altération de la température de la peau et du corps^5. Cependant, ces changements sont souvent incohérents, car ils peuvent être confondus par le stress ou les fluctuations de la température ambiante⁶. De plus, la capture d’événements sporadiques de type bouffée de chaleur reste un défi. D’autres méthodes utilisent des agents pharmacologiques (p. ex., senktide, capsaïcine, tamoxifène ou naloxone) pour déclencher une vasodilatation cutanée aiguë chez les rongeurs ^7,8,9. Bien que ces composés produisent des augmentations rapides et mesurables de la température cutanée, leur administration invasive et leurs effets dose-dépendants compliquent l’interprétation des réponses thermorégulatrices. De plus, il n’est pas clair si la vasodilatation induite par les médicaments récapitule entièrement les conditions physiologiques des bouffées de chaleur naturelles. Ainsi, un modèle animal plus raffiné et plus fiable est nécessaire de toute urgence.

L’exercice est un modulateur bien connu de la température corporelle et a été lié à l’induction de bouffées de chaleur chez l’homme¹⁰. Certaines études ont tiré parti de l’exercice forcé chez la souris pour imiter les modèles de dissipation de chaleur ressemblant à des bouffées de chaleur 11,12,13. Bien que cette approche offre un moyen non invasif de provoquer des fluctuations de température, la surveillance de la température de la peau chez les souris actives, en particulier par thermographie infrarouge, est techniquement difficile. De plus, une évaluation complète des symptômes semblables à des bouffées de chaleur nécessite un enregistrement continu et à long terme de la température de la queue (peau) et du corps central.

Pour surmonter ces limitations, un modèle de souris optimisé a été développé combinant l’ovariectomie avec des exercices induits par un tapis roulant pour évoquer de manière fiable des réponses thermorégulatrices semblables à des bouffées de chaleur. Dans l’expérience, des souris C57BL/6J de 8 à 10 semaines ont été logées dans des conditions standard (cycle lumière-obscurité 12:12, 22 °C ±1 °C, 50 % ± 10 % d’humidité). De plus, un enregistreur de température télémétrique sécurisé par un manchon de queue imprimé en 3D a été conçu pour permettre une surveillance continue et sans stress de la température de la queue chez les souris se déplaçant librement. La thermographie infrarouge a également été incorporée pour fournir des données complémentaires sur la production et la dissipation de chaleur. Ce modèle constituera un outil précieux pour étudier les mécanismes des bouffées de chaleur et évaluer les interventions thérapeutiques potentielles.

Protocole

Ces méthodes ont été conçues pour des modèles murins. Les études sur les souris ont été approuvées par le Comité institutionnel de soin et d’utilisation des animaux de l’Université Fudan (2021JS0040). Avant la mise en œuvre du protocole, les animaux étaient logés conformément au Guide sur le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Dans cette étude, des souris C57BL/6J femelles âgées de 8 à 10 semaines, pesant de 20 à 23 g, ont été logées dans des conditions standard (cycle lumière-obscurité de 12:12 h, 22 °C ± 1 °C, 50 % ± 10 % d’humidité). Les détails des réactifs et de l’équipement utilisé sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Préparation expérimentale

1. Préparez dix souris femelles âgées de 8 à 10 semaines logées dans des conditions standard (cycle lumière-obscurité 12:12, 22 °C ±1 °C, 50 % ± 10 % d’humidité) avec de la nourriture et de l’eau à volonté .
2. Répartissez aléatoirement les souris dans les groupes OVX et simulacres (n = 5/groupe). Maison groupée pour aider à la synchronisation des cycles œstraux.
3. Configuration du protocole du tapis roulant
   1. Ouvrez le logiciel de contrôle du tapis de course « TSE TreadMill (USB) 5.1.7_2 » sur l’ordinateur connecté (Figure supplémentaire 1).
   2. Initialisez un nouveau fichier expérimental en sélectionnant Fichier > Initialiser un nouveau fichier dans la barre de menus.
   3. Programmez le protocole en cours d’exécution :
      1. Réglez le premier segment : accélération de 0 à 20 s de 0 à 0,17 m/s.
      2. Réglez le deuxième segment : vitesse constante de 20 à 150 s à 0,17 m/s.
      3. Réglez le troisième segment : accélération de 150 à 170 s de 0,17 à 0,25 m/s.
      4. Réglez le segment final : 170-600 s vitesse constante à 0,25 m/s^10,12.
         REMARQUE : N’utilisez pas de stimulation électrique dans cette expérience pour éviter un stress supplémentaire.

2. Surveillance du cycle œstral

1. Étalez des écouvillons vaginaux sur une lame de coloration tous les jours à la même heure pendant 8 jours consécutifs en rinçant avec 100 μL de PBS stérile à l’aide d’une pipette.
2. Séchage à l’air libre des échantillons sur lames pendant 24 h dans une hotte.
3. Trempez brièvement les échantillons dans du méthanol à 100 % à température ambiante.
   ATTENTION : Le méthanol est toxique par inhalation, ingestion ou contact avec la peau. Utilisez-le dans une hotte bien ventilée, portez des gants en nitrile et évitez les étincelles/flammes.
4. Diluer le colorant commercial 20× Giemsa à 1× à l’aide de PBS.
5. Colorez les lames fixes au méthanol avec 1× Giemsa dans l’obscurité pendant 1-2 h.
6. Examinez la cytologie vaginale pour déterminer les stades œstraux sur la base de ces études^14,15.
7. Poursuivez les expériences lorsque les souris sont en proestrus (Figure 2B).
   REMARQUE : Manipulez les souris avec douceur pour éviter toute perturbation du cycle induite par le stress. Évitez l’insertion profonde des pointes de pipette pour éviter une pseudo-grossesse.

3. Chirurgie de l’ovariectomie

1. Enregistrez le poids des souris et anesthésiez les souris avec de l’isoflurane. Utilisez un coussin chauffant pour maintenir la température corporelle de l’animal pendant l’opération.
2. Rasez les poils de la région dorsolatérale bilatéralement avant les pattes arrière et désinfectez avec de l’éthanol à 70 % et de l’iode alternativement 3 fois.
3. Faites une incision paravertébrale de 1 cm de long sur la peau et utilisez un instrument à pointe émoussée pour séparer la peau du tissu musculaire sous-jacent. Ensuite, faites l’incision dans la paroi musculaire. Exposez les coussinets adipeux ovariens avec des bâtonnets de coton.
4. Ligate des vaisseaux sanguins ovariens avec des sutures. Excise des ovaires avec ciseaux chirurgicaux¹⁶.
5. Fermez l’incision en couches, en muscles et en peau avec des sutures non résorbables. Nettoyez doucement la peau autour du site chirurgical avec une solution saline pour éliminer tout sang séché ou gommage antiseptique résiduel.
6. Pour les contrôles simulés, coupez un morceau du coussinet adipeux sans toucher les ovaires.
7. Surveillez la santé des souris quotidiennement pendant 7 jours après l’opération.
   REMARQUE : Assurez-vous que les souris sont maintenues sur un coussin chauffant à environ 35 °C tout au long du processus d’anesthésie.

4. Implantation de l’enregistreur de température à cœur

1. Programmation et initialisation de l’enregistreur (Figure supplémentaire 2).
   1. Insérez l’enregistreur de température verticalement dans la station d’accueil.
   2. Cliquez sur Recorder > Connect dans la barre de menu du logiciel.
   3. Sélectionnez Modifier > nouvelle définition de la séquence de mesure dans la barre de menus.
   4. Choisissez Plusieurs intervalles d’enregistrement dans les options du mode d’enregistrement.
   5. Régler les paramètres : Date de début : [AAAA-MM-JJ HH :MM], Date de fin : [AAAA-MM-JJ HH :MM], Intervalle d’enregistrement : 5 min.
   6. Ajoutez le paramètre d’intervalles à la séquence.
   7. Cliquez sur Enregistreur > démarrer une nouvelle séquence de mesure.
2. Sous anesthésie, rasez et désinfectez la peau de l’abdomen.
   REMARQUE : Cette procédure d’implantation d’un enregistreur de température abdominale peut être effectuée en même temps que la chirurgie OVX pour éviter plusieurs interventions chirurgicales.
3. Faites une incision cutanée médiane de 2 cm à environ 1 cm sous le diaphragme.
4. Prolongez l’incision le long de la ligne blanche pour ouvrir la cavité péritonéale.
5. Insérez doucement l’enregistreur de température centrale dans la cavité abdominale le long du plan sagittal.
   REMARQUE : Un bon placement est essentiel pour des lectures de température précises. Évitez de vous positionner superficiellement près de la peau, car la température ambiante peut interférer avec les mesures.
6. Suturez l’incision abdominale à l’aide de sutures non résorbables 5-0.
7. Désinfectez l’abdomen avec une solution iodée.
   REMARQUE : Surveillez de près l’animal pendant la récupération. Maintenez un environnement chaud à l’aide d’un coussin chauffant jusqu’à ce que les souris soient complètement réveillées.

5. Fixation de l’enregistreur de température monté à l’arrière

1. Programmation et initialisation de l’enregistreur (Reportez-vous à la procédure de l’étape 4.1, en modifiant l’intervalle d’enregistrement à 2 min).
2. Nettoyez la queue avec un balayage à l’éthanol. Désinfectez le manchon 3D avec de l’éthanol à 70 % et fixez l’enregistreur de température à l’intérieur du manchon.
3. Appliquez un adhésif à durcissement rapide sur le manchon. Placez l’enregistreur à 1 cm de la base de la queue (Figure 1A). Assurez-vous que la face de détection de l’enregistreur est en contact étroit avec la peau. Assurez-vous que l’enregistreur est fixé sur le côté ventral de la queue pour minimiser le fardeau de mouvement.
4. Maintenez-le en place avec pression pendant 2 min. Utilisez une anesthésie brève si nécessaire pour un placement précis.
   REMARQUE : Surveiller quotidiennement l’enflure de la queue ou le détachement de l’enregistreur après la mise en place. Un appareil correctement fixé peut rester en bon état pendant au moins 3 jours.

6. Course sur tapis roulant et collecte de données

1. Acclimatez les souris au tapis roulant pendant la phase légère pendant 3 jours en utilisant le protocole de l’étape 1.3.
   1. Placez les souris individuellement sur la ceinture du tapis roulant fixe. Comptez 10 min pour l’exploration de l’environnement et l’accoutumance.
   2. Exécutez le protocole :
      1. Cliquez sur le bouton Mesurer . Cliquez sur Démarrer pour initialiser le tapis de course.
      2. Sélectionnez Démarrer le profil pour démarrer le protocole d’exécution programmé.
2. Fixez l’enregistreur de température de la queue 24 h avant les expériences pour une bonne accoutumance (voir étape 5).
3. Tapis roulant fonctionnant sur la phase légère de la journée expérimentale :
   1. Enregistrez la température de référence pendant 30 s à l’aide d’une caméra infrarouge 10 minutes avant l’exercice. La température centrale est enregistrée simultanément à l’aide de l’enregistreur de température abdominale implanté.
   2. Faites fonctionner les souris sur le tapis roulant conformément au protocole de l’étape 1.3.
      REMARQUE : Assurez-vous que les souris fonctionnent en continu pendant 600 s. Si les souris arrêtent de courir, encouragez-les doucement à continuer à bouger à l’aide d’une brosse à cheveux.
   3. Après avoir couru sur tapis roulant, transférez les souris dans des cages propres. Mesurez la température de la queue par thermographie infrarouge à 0 min, 5 min, 10 min et 15 min après l’exercice.

7. Analyse des données

1. Pour les données infrarouges et de température centrale :
   1. Calculez la ligne de base comme la température moyenne avant l’exercice.
   2. Tracez ΔT (température de référence après l’exercice) pour chaque point temporel.
2. Pour les données de l’enregistreur de température de queue :
   1. Utilisez la moyenne de 10 minutes avant l’exercice comme référence.
   2. Calculez ΔT à des intervalles de 2 minutes pendant 15 minutes après l’exercice.

Résultats

Développement d’un système fiable de surveillance thermorégulatrice

Afin d’établir un modèle fiable de mesure de la température centrale et cutanée, un manchon de queue personnalisé imprimé en 3D a été conçu pour fixer en toute sécurité un enregistreur de température à 1 cm de la base de la queue (Figure 1A), permettant une mesure continue et précise de la dissipation de chaleur pen...

Discussion

Cette étude établit un modèle murin pratique et quantitatif pour étudier les bouffées de chaleur de la ménopause, comblant ainsi une lacune critique dans le domaine. L’intégration de l’ovariectomie à la thermogenèse induite par l’exercice permet de récapituler avec succès les caractéristiques essentielles des bouffées de chaleur humaines, à savoir une augmentation rapide de la température de la peau de la queue suivie d’une baisse de la température corporelle^{centrale 18...}

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article

Nom	Entreprise	Numéro de catalogue	Commentaires
Enregistreur de température implantable pour animal	Star-Oddi	DST nano-T
Souris C57BL/6J	GemPharmatech	N000013
Solution de coloration Giemsa	Beyotime	C0133
Images thermiques infrarouges  ;	VarioCAM	Tête VC HD 980
Systèmes de tapis roulants	Est	Treadmill_6M