Article de méthode

Une procédure d’acupoint sensibilisée visualisée pour l’arthrose du genou : évaluations comportementales, thermiques et moléculaires

DOI :

10.3791/68967

⸱

29 août 2025

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1School of Acupuncture, Moxibustion and Tuina, Beijing University of Chinese Medicine, 2Department of Traditional Chinese Medicine, Air Force Medical Center

* These authors contributed equally

Dans cet article

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette étude détaille une méthode de fixation des rats adaptée à la photographie de l’acupuncture et de la thermographie infrarouge. De plus, il démontre que l’électroacupuncture aux points d’acupuncture sensibilisés inhibe la douleur inflammatoire locale.

Résumé

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’arthrose du genou, l’une des principales causes de douleurs musculo-squelettiques et d’incapacité fonctionnelle dans le monde, reste difficile à gérer en raison de l’efficacité limitée des interventions pharmacologiques et chirurgicales actuelles pour obtenir un soulagement durable de la douleur. Bien que l’acupuncture se soit avérée prometteuse sur le plan clinique pour soulager la douleur liée à l’arthrose, ses mécanismes sous-jacents nécessitent une élucidation plus approfondie. L’application de l’acupuncture aux points d’acupuncture sensibilisés peut améliorer considérablement l’efficacité de la thérapie. Ce protocole établit un modèle de KOA chez le rat par injection intra-articulaire de monoiodoacétate de sodium (MIA) et décrit systématiquement un protocole d’acupuncture ciblant les points d’acupuncture sensibilisés, y compris les méthodes de contention, la localisation des points d’acupuncture et les paramètres d’acupuncture. L’efficacité thérapeutique a été évaluée de manière exhaustive par des évaluations comportementales de la douleur, une analyse thermographique infrarouge de l’articulation du genou, la détection de cytokines inflammatoires dans le sérum et un examen histopathologique du tissu cartilagineux. Les résultats indiquent que l’acupuncture aux points d’acupuncture sensibilisés atténue considérablement les phénotypes de douleur chez les rats modèles induits par MIA en inhibant la libération de médiateurs pro-inflammatoires, en bloquant la transmission des signaux nociceptifs, en améliorant la microcirculation sanguine, en régulant la température articulaire locale et en retardant la dégénérescence articulaire.

Introduction

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

L’arthrose du genou (KOA), une maladie articulaire dégénérative répandue, se caractérise par une inflammation chronique et une pathologie de l’articulation entière, notamment l’érosion du cartilage, le remodelage de l’os sous-chondral, le développement des ostéophytes et l’inflammation synoviale 1,2. Cliniquement, les patients présentent généralement des douleurs, une faiblesse musculaire, une instabilité articulaire, une raideur matinale transitoire et des limitations fonctionnelles progressives. L’AOB impose un lourd fardeau mondial de la maladie, touchant environ 365 millions de personnes atteintes d’un handicap fonctionnel, les modèles épidémiologiques prévoyant une augmentation de 74,9 % du nombre de cas par rapport aux niveaux de référence de 2020 d’ici le milieu du siècle 20503. Notamment, bien que la douleur soit le principal facteur de motivation du traitement4, elle exacerbe simultanément l’incapacité fonctionnelle, compromettant profondément de multiples domaines de la qualité de vie par une mobilité réduite et une capacité d’activité quotidienne réduite. Par conséquent, les stratégies thérapeutiques visent à soulager la douleur, à restaurer la fonction et à retarder la progression de la maladie5. La pharmacothérapie de première intention actuelle comprend des analgésiques, des anti-inflammatoires non stéroïdiens, de la chondroïtine et du sulfate de glucosamine, ainsi que des corticostéroïdes intra-articulaires pour réduire la douleur et l’inflammation6. Cependant, l’utilisation prolongée de ces agents est limitée par des risques iatrogènes importants, en particulier des complications gastro-intestinales et des événements indésirables cardiovasculaires7, soulignant ainsi le besoin critique d’alternatives thérapeutiques plus sûres et plus durables.

L’acupuncture et l’électroacupuncture ont été largement utilisées dans la gestion de l’arthrose, démontrant leur efficacité pour soulager la douleur au genou et améliorer la fonctionnalité articulaire 8,9, l’Organisation mondiale de la santé (OMS) reconnaissant l’arthrite comme une condition prioritaire pour la thérapie par acupuncture. En tant que cibles de stimulation et effecteurs, les points d’acupuncture restent au cœur de la recherche en acupuncture, où leur apparence morphologique, leurs dimensions spatiales et leur réactivité fonctionnelle subissent des changements dynamiques au cours des états pathologiques, un phénomène appelé « sensibilisation des points d’acupuncture »10,11. De manière critique, ce processus de sensibilisation module la zone du champ récepteur et la réactivité thérapeutique des points d’acupuncture, déterminant ainsi l’efficacité du traitement. Des études précliniques antérieures12,13 ont démontré une sensibilisation à Yanglingquan (GB34, situé dans la dépression antérieure et inférieure à la tête du péroné, près de la face latérale de la patte postérieure) et Zusanli (ST36, situé sur la face antérieure de la jambe, le bord latéral du ligament rotulien est abaissé vers le point médian antérieur, 3/16 de l’articulation de la cheville) dans des modèles animaux KOA. L’imagerie laser a révélé une perfusion sanguine locale élevée à ces points d’acupuncture, tandis que l’imagerie photoacoustique n’a paradoxalement montré aucune altération structurelle significative de la microcirculation, suggérant que les changements microcirculatoires pendant la sensibilisation des points d’acupuncture dans le KOA sont principalement fonctionnels plutôt que structurels. L’étude des mécanismes sous-jacents nécessite l’utilisation de modèles de rats ; Cependant, le mauvais respect des procédures chez les animaux entraîne un investissement en temps considérable. Pour remédier à ces contraintes, un appareil d’immobilisation des rats a été développé, spécialement conçu pour faciliter l’accès aux points d’acupuncture des membres inférieurs et améliorer l’efficacité des procédures d’électroacupuncture.

La thermographie infrarouge, en tant que modalité d’imagerie fonctionnelle, utilise des capteurs infrarouges sans contact pour détecter le rayonnement thermique à partir de régions d’intérêt prédéfinies, les données traitées par ordinateur générant des thermogrammes pseudo-colorés pour l’analyse quantitative14,15. Cette technique permet une surveillance non invasive des changements hémodynamiques cutanés en mesurant les variations de température associées aux fluctuations du flux sanguin dans les tissus cutanés, vasculaires et musculaires16, facilitant ainsi l’évaluation visuelle des altérations microcirculatoires fonctionnelles aux points d’acupuncture. Dans cette étude, la sensibilisation à la douleur aux points d’acupuncture GB34 et ST36 a d’abord été validée à l’aide d’un algomètre électronique, suivie de l’application combinée de la coloration verte rapide de la safranine O, de l’analyse de l’IL-1β et du TNF-α, de l’imagerie thermographique infrarouge et des évaluations comportementales liées à la douleur pour étudier les effets analgésiques de la stimulation électroacupuncture aux points d’acupuncture GB34 et ST36 chez des rats arthrosiques du genou induits par l’iodoacétate monosodique (MIA).

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Protocole

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Tous les protocoles expérimentaux ont été approuvés et rigoureusement supervisés par le Comité d’éthique animale de l’Université de médecine chinoise de Pékin (ID : bucm-2024091102-3197), et toutes les procédures ont été strictement respectées par le Guide des National Institutes of Health (NIH) pour le soin et l’utilisation des animaux de laboratoire. Trente rats Sprague-Dawley mâles (poids : 210-250 g) ont été utilisés dans cette étude. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Animaux et groupes d’expérimentation

  1. Hébergez les animaux dans l’animalerie dédiée.
  2. Maintenez la température ambiante à 22 °C ± 2 °C, l’humidité relative à 50 % à 60 % et un cycle lumière/obscurité de 12 heures. Fournir un accès à volonté à la nourriture et à l’eau tout au long de l’étude.
  3. Après une période d’acclimatation de 7 jours, divisez au hasard les rats en cinq groupes expérimentaux (n = 6 par groupe) : groupe témoin normal (Con), groupe d’opération simulée (Sham), groupe modèle (MIA), groupe non fixe (NF) et groupe d’électroacupuncture (EA).

2. Mise en place d’un modèle KOA induit par le monoiodoacétate

  1. Placez les rats dans une chambre d’induction. Anesthésier à l’aide d’isoflurane à 4 % dans de l’oxygène pour l’induction, puis maintenir l’isoflurane à 1,5 % à 2,0 % délivré à l’aide d’un masque facial (en suivant les protocoles approuvés par l’établissement).
  2. Fixez les rats dans le décubitus latéral gauche. Épilez les poils à l’aide d’une crème dépilatoire douce sur l’articulation du genou droit et les zones environnantes.
  3. Désinfectez l’articulation du genou droit trois fois avec de la povidone iodée de l’intérieur vers l’extérieur, puis répétez les mêmes étapes avec de l’éthanol à 75 %.
  4. Maintenez le genou droit à une flexion de 90°. Identifiez le bord rotulien inférieur et la tubérosité tibiale. Enfoncez une aiguille de 22 G (0,7 mm × 30 mm) de 3 à 5 mm dans l’espace articulaire par le bord latéral ou médial du ligament rotulien à un angle d’approche cutané de 30° à 45°. Confirmer la mise en place intra-articulaire et perfuser lentement 50 μL de solution MIA (1 mg/50 μL). Pour les contrôles simulés, injecter un volume équivalent de solution saline stérile.
  5. Effectuez cinq manipulations passives de l’amplitude de mouvement pour assurer une dispersion intra-articulaire uniforme du médicament. Retournez l’animal dans sa cage d’origine pour la récupération postopératoire.

3. Procédure de fixation des rats

  1. Fixez le rat dans un manchon de contention noir. Créez une ouverture circulaire de 1,5 cm de diamètre dans le quadrant inférieur droit par laquelle la patte postérieure droite est extériorisée, comme le montre la figure 1A.
  2. Fixez les colliers de serrage en nylon appariés (5 mm × 300 mm), espacés de 6,8 cm, à travers un cadre en maille plastique. Positionnez la contention supérieure dans la région axillaire et ancrez la contention inférieure dans la ceinture pelvienne, comme illustré sur la figure 1B, C et E.
    REMARQUE : Le groupe NF n’est pas soumis aux procédures décrites à l’étape 3.2.

4. Traitement d’électroacupuncture

  1. Commencer l’intervention d’électroacupuncture le quatrième jour après un processus de fixation consécutif de trois jours.
  2. Effectuez une préparation aseptique aux régions d’acupoint GB34 et ST36. Reportez-vous à la figure 1D pour une cartographie anatomique de surface normalisée de ces loci.
  3. Insérez des aiguilles d’acupuncture stériles jetables (diamètre : 0,25 mm ; longueur : 13 mm) dans les points d’acupuncture. Connectez GB34 à l’anode et ST36 à la cathode conformément au protocole d’électrostimulation (Figure 1G).
  4. Après une séance d’électroacupuncture de 20 minutes, désactivez l’appareil. Détachez les électrodes des poignées des aiguilles et retirez soigneusement les aiguilles d’acupuncture pour terminer la procédure thérapeutique. Administrer des interventions quotidiennes pendant deux semaines consécutives.
    REMARQUE : À l’exception du groupe NF, les trois autres groupes n’ont reçu aucun traitement mais ont été immobilisés pendant 20 minutes par jour de la même manière que le groupe EA.

5. Test de seuil de retrait mécanique (MWT)

  1. Dans un environnement calme à une température ambiante de 24 °C ± °C, placez les rats sur une plate-forme d’essai de pied avec un fond en maille en acier inoxydable et un corps de cage en plastique organique.
  2. Stimulez la zone centrale de la patte arrière droite ou des points d’acupuncture désignés verticalement à l’aide de la sonde de 0,mm de diamètre du détecteur de douleur électronique Electric Von Frey. Augmentez progressivement et uniformément l’intensité de la stimulation jusqu’à ce qu’une réponse d’évitement du retrait de la patte soit observée. Enregistrez la valeur affichée à ce moment comme seuil de retrait mécanique.
    REMARQUE : Chaque rat est mesuré une fois à des intervalles de 10 minutes, la moyenne de trois essais consécutifs étant désignée comme résultat final.

6. Test de latence de retrait de la patte (PWL)

  1. Acclimatez les rats sur la plate-forme thermique pendant 5 min avant une évaluation formelle.
  2. Maintenir la température de surface de la plate-forme à 55,0 °C ± 0,°C pendant les essais. Amorcez le chronométrage lorsque la patte arrière droite entre en contact avec la surface chauffée et arrêtez le chronométrage dès l’observation de la première réaction positive (léchage de patte, saut ou retrait rapide). Définissez la durée enregistrée en tant que PWL.
    REMARQUE : Effectuez des mesures en trois exemplaires par rat avec des intervalles de 5 minutes entre les essais. Calculez la valeur moyenne en tant que PWL représentative.

7. Imagerie thermique infrarouge

REMARQUE : Épilez les membres postérieurs la veille de la thermographie pour éliminer l’influence des poils sur la mesure de la température.

  1. Maintenir les conditions expérimentales à une température ambiante de 2 °C avec une humidité relative de 60 % sous un éclairage insonorisé et diffus.
  2. Retenez le rat dans un manchon de contention noir avec la patte arrière droite étendue à travers un trou circulaire. Placer sur la table d’opération pendant 10 min.
    REMARQUE : Si le rat n’est pas calme après 10 min, prolongez le temps d’attente jusqu’à ce qu’il devienne calme avant de passer à l’étape suivante.
  3. Acquérez des images thermiques des articulations latérales et ventrales à l’aide de l’imageur thermique à une distance de 5 cm, configurées à une émissivité de 0,97, une fréquence d’images de 9 Hz et une résolution IR de 160 × 120 pixels.
  4. Traiter les données thermographiques infrarouges acquises à l’aide d’un logiciel analytique dédié pour permettre une quantification précise des paramètres thermiques grâce à l’analyse spectrale assistée par ordinateur.

8. Dosage immuno-enzymatique (ELISA)

  1. Anesthésier les rats par injection intrapéritonéale d’une solution d’uréthane à 20 % (1,2 g/kg). Ouvrez la cavité abdominale et insérez l’aiguille de prélèvement sanguin dans l’aorte abdominale. Insérez l’extrémité de l’aiguille dans un récipient de prélèvement sanguin sous vide sans anticoagulant.
  2. Laisser les échantillons de sang coaguler pendant 30 min. Centrifugeuse à 1006. x g pendant 15 min à °C. Quantifier les taux de protéines sériques à l’aide du dosage BCA.
  3. Mesurer les concentrations d’IL-1β et de TNF-α à l’aide de kits ELISA commerciaux conformément aux protocoles du fabricant.

9. Coloration verte rapide Safranin

REMARQUE : Après le prélèvement de sang de l’aorte abdominale, exciser l’articulation du grasset droit à l’aide de ciseaux chirurgicaux, en préservant les segments ostéoarticulaires de 1 mm du fémur proximal et du tibia distal. Débrider soigneusement les tissus mous périarticulaires.

  1. Immerger les articulations du grasset dans du paraformaldéhyde à 4 % (PFA) pendant 72 h. Rincez abondamment avec une solution saline tamponnée au phosphate (PBS) sous une légère agitation pour assurer une élimination complète du PFA.
  2. Immerger les échantillons dans une solution de décalcification de l’acide éthylènediamine tétraacétique (EDTA) à °C pendant 4 semaines. Remplacez la solution EDTA tous les 2 jours. Piquer légèrement le tissu avec une aiguille ; L’absence de résistance indique l’achèvement de la décalcification. Rincer les échantillons détartrés avec du PBS pendant 4 à 6 heures pour éliminer l’EDTA résiduel.
  3. Déshydrater les échantillons à l’aide d’un déshydrateur automatique. Incorporer dans de la paraffine et laisser se solidifier en blocs rigides. Sectionner des blocs noyés en paraffine à l’aide d’un microtome pour obtenir des tranches de 4 m d’épaisseur. Transférer les tranches dans un bain-marie. Une fois agrandies, récupérez les sections et placez-les sur des lames de verre. Sécher dans une chambre à température contrôlée pendant 12 h.
  4. Placez les lames dans du xylène (I) pendant 10 minutes et du xylène (II) pendant 10 minutes supplémentaires. Tremper séquentiellement dans de l’éthanol anhydre (I), de l’éthanol anhydre (II), de l’éthanol à 90 % et de l’éthanol à 75 % pendant 5 minutes chacun. Rincer à l’eau ultra-pure.
  5. Taches sur lames avec la solution Fast Green pendant 2 min. Rincer à l’eau du robinet jusqu’à ce que le cartilage apparaisse comme du verre et transparent avec des lacunes clairement visibles sous observation microscopique. Différencier dans une solution d’acide acétique à 1 % pendant 10 s, en surveillant jusqu’à ce que la teinte bleue résiduelle soit complètement éliminée. Rincez immédiatement à l’eau ultra-pure.
  6. La coloration glisse avec une solution de safranine O pendant 15 minutes jusqu’à ce que la matrice cartilagineuse présente une coloration rouge rubis uniforme et intense tandis que le tissu osseux apparaît rose pâle.
  7. Tremper les lames séquentiellement dans de l’éthanol anhydre (I), (II), (III) et (IV) pendant 10 s chacune. Immerger dans le xylène (I) et le xylène (II) fraîchement préparés pendant 10 minutes chacun.
  8. Retirez les lames et appliquez de la résine neutre sur la surface de la lame, en évitant soigneusement tout contact avec les tissus. Placez le bord de la lamelle sur la glissière et abaissez-le lentement pour éviter la formation de bulles. Essuyez l’excès de xylène et de résine. Sèche les lames à l’air libre pendant la nuit à température ambiante. Placez les coupes séchées sous un microscope optique pour l’imagerie.

10. Analyse statistique

  1. Utiliser le logiciel SPSS pour l’analyse statistique. Exprimez les données sous forme de moyenne ± d’écart-type.
  2. Analysez les données MWT et PWL à l’aide de l’ANOVA à mesures répétées. Comparez d’autres ensembles de données entre les groupes à l’aide de l’ANOVA à un facteur.
  3. Exprimer les résultats en moyenne ± écart-type (ET). Définissez la signification statistique comme p < 0,05.

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Résultats

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Aucun animal n’est mort pendant toute l’expérience. Les résultats de la durée de la procédure d’opération et du nombre de détachements d’aiguilles pour chaque rat dans les groupes NF et EA ont indiqué que le groupe EA, à la suite de la restriction avec des colliers de serrage en nylon, a connu une réduction du temps d’opération et moins de détachements d’aiguilles (P < 0,001 ; Figure 1H,I). L’analyse des seuils de douleur des points d’acupuncture n’a révélé aucun...

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Discussion

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Le MIA, un inhibiteur métabolique, perturbe sélectivement la glycolyse aérobie cellulaire, induisant ainsi l’apoptose des chondrocytes 17,18,19. L’administration intra-articulaire d’une MIA entraîne une déplétion des chondrocytes et une dégénérescence ultérieure du cartilage articulaire, caractérisée par des irrégularités morphologiques et des altérations histopathologiques qui ressemblent beauc...

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Déclarations de divulgation

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Tous les auteurs n’ont déclaré aucun conflit d’intérêts potentiel.

Remerciements

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,

Cette recherche a été soutenue par le National Key R&D Program of China (subvention 2023YFC3502700) et le Fonds de recherche fondamentale pour les universités centrales (2025-JYB-XJSJJ014)

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Pipette à volume réglable 0-10ULServicebioIC012395160823
Pipette à volume réglable 0-200ULServicebioIC021029160323
Tubes Eppendorf de 1,5 mlServicebioEP-150-M
Pointe de micropipette 10ULServicebioTP-10
Seringue de 1 mlShanghai Zhiyu Medical Equipment Co., LTDZSQ-1
Pointe de micropipette 200ulServicebioTP-200
Aiguille de calibre 22  ;KruuseRéférence 112416C
Tubes Eppendorf de 2 mlServicebioEP-150-M
Tube de sang rouge de 5 mlShanghai Xinle Biotechnology Co. LTDCXG-5R
75 % d’alcoolShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co., Ltd75 à 500 ml
Glissière adhérenteCITOTEST188105
Lave-plaques automatiqueRaytoRT-3100C
Aiguille de prélèvement sanguinJiangxi Ruibang Industrial Group Co., LtdCXZ-07
Safranine de tissu osseux et solution de coloration verte solideShanghai Yuan Ye Biotechnology Co., Ltd.Réf. R32730
Verre de protectionCitotest Labware Manufacturing Co., LtdRéférence 10212432C
DéshydrateurDIAPATHEDonatello
Balance électroniqueMettler-ToledoME203F/02
Four de séchage par sablage électrothermiqueLaboteryGEL-70
Machine d’enrobageWuhan Junjie Electronics Co., LtdJB-P5
Déparaffinage respectueux de l’environnement liquide transparentServicebioG1128-1L
Détecteur d’étiquettes enzymatiquesBioTeKÉpoque
ÉthanolLe100092683
Acide éthylènediamine tétraacétique  ;Macklin60-00-4
Boule de coton sans grasCaoxian Hualu Sanitary Material Co. LTDTZMQ-500
Centrifugeuse réfrigérée à grande vitesseDragonD3024R
Broyeur de tissus à grande vitesseServicebioKZ-III-F
Analgésiomètre à plaque chauffanteBase de KewKW-CT-1
Système d’imagerieNikonNIKON DS-U3
Caméra thermique infrarougeTesto AGTesto 865
IodophoreShandong Anjie Gaoke Disinfection Technology Co., LtdDF-500
IR douxTesto AG
L’isofluraneRWD Sciences de la vieRéférence R510-22-10
Gants en latexBeijing Ruijing Latex Products Co. LTDRJJC-S
Dispositif de test mécanique de piquage des pattesBase de KewKW-RB
MIASigma206-165-7
Gomme neutreLe10004160
Butanol normalLe100052190
Solution saline normaleSHIMENSLYS-500ml
Paraffine liquideMacklin8012-95-1
Fixateur de paraformaldéhyde (neutre)ServicebioG1101
Trancheuse de pathologieShanghai Leica Instrument Co., LtdRM2016
IL-1 bêta chez le rat ELISA Kit GER0002-96tServicebioAC30253754
Rat TNF-alpha ELISA Kit GER0004-96tServicebioAC40253711
Rats SDBeijing Sibefei Biotechnology Co., LtdSCXK (jing) 2024-0001  ;
Appareil d’anesthésie pour petits animaux  ; YuYAN  ;ABM
Masque chirurgicalgagnantWJKZ-1
Épandeur de tissusZhejiang Kehua Instrument Co., Ltd  ;KD-P
Système de polissage à l’eau ultra-pureEau Aiken ElAK-RO-C2
Microscope optique droitNikonNIKON ECLIPSE E100
UréthaneMacklin2621-79-6
Mélangeur VortexServicebioMV-100
XylèneLe10023418

Références

$$\rightleftharpoonup{xx}$$ $$\longleftharp{xx}$$, $$\longrightharp{xx}$$,
  1. Giorgino, R., et al. Knee osteoarthritis: Epidemiology, pathogenesis, and mesenchymal stem cells: What else is new? An update. Int J Mol Sci. 24 (7), 6405(2023).
  2. Li, J., et al. MRI-based texture analysis of infrapatellar fat pad to predict knee osteoarthritis incidence. Radiology. 304 (3), 611-621 (2022).
  3. Yang, G., et al. Burden of knee osteoarthritis in 204 countries and territories, 1990-2019: Results from the global burden of disease study 2019. Arthritis Care Res (Hoboken). 75 (12), 2489-2500 (2023).
  4. Vincent, T. L. Peripheral pain mechanisms in osteoarthritis. Pain. 161 Suppl 1 (1), S138-S146 (2020).
  5. Kolasinski, S. L., et al. American College of Rheumatology/arthritis foundation guideline for the management of osteoarthritis of the hand, hip, and knee. Arthritis Care Res (Hoboken). 72 (2), 149-162 (2020).
  6. Kongtharvonskul, J., et al. Efficacy and safety of glucosamine, diacerein, and NSAIDs in osteoarthritis knee: A systematic review and network meta-analysis. Eur J Med Res. 20 (1), 24(2015).
  7. Brophy, R. H., Fillingham, Y. A. Aaos clinical practice guideline summary: Management of osteoarthritis of the knee (nonarthroplasty), third edition. J Am Acad Orthop Surg. 30 (9), e721-e729 (2022).
  8. Corbett, M. S., et al. Acupuncture and other physical treatments for the relief of pain due to osteoarthritis of the knee: Network meta-analysis. Osteoarthritis Cartilage. 21 (9), 1290-1298 (2013).
  9. Ahsin, S., Saleem, S., Bhatti, A. M., Iles, R. K., Aslam, M. Clinical and endocrinological changes after electroacupuncture treatment in patients with osteoarthritis of the knee. Pain. 147 (1-3), 60-66 (2009).
  10. Wang, X., et al. Knowledge mapping of acupoint sensitization and acupoint specificity: A bibliometric analysis. Front Neurosci. 17, 1292478(2023).
  11. Ding, N., et al. Mast cells are important regulator of acupoint sensitization via the secretion of tryptase, 5-hydroxytryptamine, and histamine. PLoS One. 13 (3), e0194022(2018).
  12. Ding, N., et al. Laser speckle imaging of sensitized acupoints. Evid Based Complement Alternat Med. , 7308767(2018).
  13. Ding, N., et al. Lack of association between acupoint sensitization and microcirculatory structural changes in a mouse model of knee osteoarthritis: A pilot study. J Biophotonics. 12 (6), e201800458(2019).
  14. Schiavon, G., et al. Infrared thermography for the evaluation of inflammatory and degenerative joint diseases: A systematic review. Cartilage. 13 (2_suppl), 1790s-1801s (2021).
  15. Tattersall, G. J. Infrared thermography: A non-invasive window into thermal physiology. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 202, 78-98 (2016).
  16. Zheng, S. Y., et al. Lumbar temperature change after acupuncture or moxibustion at weizhong (bl40) or chize (lu5) in healthy adults: A randomized controlled trial. J Integr Med. 23 (2), 145-151 (2025).
  17. Pitcher, T., Sousa-Valente, J., Malcangio, M. The monoiodoacetate model of osteoarthritis pain in the mouse. J Vis Exp. (111), e53746(2016).
  18. Bove, S. E., et al. Weight bearing as a measure of disease progression and efficacy of anti-inflammatory compounds in a model of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis. Osteoarthritis Cartilage. 11 (11), 821-830 (2003).
  19. Kwon, M., Nam, D., Kim, J. Pathological characteristics of monosodium iodoacetate-induced osteoarthritis in rats. Tissue Eng Regen Med. 20 (3), 435-446 (2023).
  20. De Sousa Valente, J. The pharmacology of pain associated with the monoiodoacetate model of osteoarthritis. Front Pharmacol. 10, 974(2019).
  21. Neugebauer, V., Han, J. S., Adwanikar, H., Fu, Y., Ji, G. Techniques for assessing knee joint pain in arthritis. Mol Pain. 3, 8(2007).
  22. Wang, J., Jia, R., Zheng, X., Liu, R., Zong, W. Superoxide dismutase response and the underlying molecular mechanism induced by iodoacetic acid. Chemosphere. 234, 513-519 (2019).
  23. Hyllested, J. L., Veje, K., Ostergaard, K. Histochemical studies of the extracellular matrix of human articular cartilage--a review. Osteoarthritis Cartilage. 10 (5), 333-343 (2002).
  24. Pauli, C., et al. Comparison of cartilage histopathology assessment systems on human knee joints at all stages of osteoarthritis development. Osteoarthritis Cartilage. 20 (6), 476-485 (2012).
  25. Ohashi, Y., Uchida, K., Fukushima, K., Inoue, G., Takaso, M. Mechanisms of peripheral and central sensitization in osteoarthritis pain. Cureus. 15 (2), e35331(2023).
  26. Arendt-Nielsen, L., Skou, S. T., Nielsen, T. A., Petersen, K. K. Altered central sensitization and pain modulation in the CNS in chronic joint pain. Curr Osteoporos Rep. 13 (4), 225-234 (2015).
  27. Kim, Y., et al. The effects of intra-articular resiniferatoxin on monosodium iodoacetate-induced osteoarthritic pain in rats. Korean J Physiol Pharmacol. 20 (1), 129-136 (2016).
  28. Neugebauer, V., Schaible, H. G. Evidence for a central component in the sensitization of spinal neurons with joint input during development of acute arthritis in cat's knee. J Neurophysiol. 64 (1), 299-311 (1990).
  29. Zhang, M., et al. Acupoint sensitization is associated with increased excitability and hyperpolarization-activated current (i(h)) in c- but not aδ-type neurons. Neuroscience. 404, 499-509 (2019).
  30. Li, R., Liu, M., Lv, Y., Jing, F. Mast cells in acupoint sensitization: Mechanisms and research advances. Am J Chin Med. 53 (5), 1265-1284 (2025).
  31. Tu, J. F., et al. Thermal sensitization of acupoints in patients with knee osteoarthritis: A cross-sectional case-control study. J Integr Med. 23 (3), 289-296 (2025).
  32. Li, S., et al. Metabolic profiling of dialysate at sensitized acupoints in knee osteoarthritis patients: A study protocol. Medicine (Baltimore). 98 (45), e17843(2019).
  33. Yang, J., et al. Effects of acupuncture on serotonin, histamine, substance P, and tryptase levels at sensitized points in model rats with knee osteoarthritis. J Tradit Chin Med Sci. 11 (04), 500-512 (2024).
  34. Redfors, B., Shao, Y., Omerovic, E. Influence of anesthetic agent, depth of anesthesia and body temperature on cardiovascular functional parameters in the rat. Lab Anim. 48 (1), 6-14 (2014).
  35. Wu, J., et al. Engineering exosomes derived from tnf-α preconditioned IPFP-MSCs enhance both yield and therapeutic efficacy for osteoarthritis. J Nanobiotechnology. 22 (1), 555(2024).
  36. Liao, C. R., et al. Advanced oxidation protein products increase tnf-α and il-1β expression in chondrocytes via NADPH oxidase 4 and accelerate cartilage degeneration in osteoarthritis progression. Redox Biol. 28, 101306(2020).
  37. Kapoor, M., Martel-Pelletier, J., Lajeunesse, D., Pelletier, J. P., Fahmi, H. Role of pro-inflammatory cytokines in the pathophysiology of osteoarthritis. Nat Rev Rheumatol. 7 (1), 33-42 (2011).
  38. De Marziani, L., et al. Symptoms and joint degeneration correlate with the temperature of osteoarthritic knees: An infrared thermography analysis. Int Orthop. 49 (1), 101-108 (2025).
  39. De Marziani, L., et al. Infrared thermography in symptomatic knee osteoarthritis: Joint temperature differs based on patient and pain characteristics. J Clin Med. 12 (6), 2319(2023).

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