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Évaluation des biochars dérivés de déchets sur la santé et l’activité biologique des sols

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DOI :

10.3791/68994

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10 octobre 2025

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1Department of Applied Ecology, Faculty of Environmental Sciences, Czech University of Life Sciences Prague

Dans cet article

Résumé

Ici, nous évaluons les effets des biochars dérivés des déchets de marc de café, de houblon usagé, de bois d’épinette et de mégots de cigarettes sur la santé des sols, en évaluant l’activité microbienne, la croissance des plantes et l’écotoxicité potentielle des invertébrés.

Résumé

Le biochar est le produit obtenu en chauffant la biomasse par pyrolyse à haute température et est devenu un amendement de sol courant en raison de son potentiel à améliorer les propriétés du sol telles que la rétention d’eau, le pH et la disponibilité des nutriments. Cependant, le biochar préparé à partir de certains déchets peut exercer des effets écotoxicologiques négatifs sur le biote du sol. L’objectif général de cette étude était d’évaluer l’impact de certains biochars dérivés du marc de café, du houblon épuisé, du bois d’épinette et des mégots de cigarettes sur la santé des sols, en mettant l’accent sur l’activité microbienne, la croissance des plantes et l’écotoxicité potentielle. Des sols amendés au biochar ont été incubés pendant 15 jours au total, et une série d’essais ont été effectués, y compris l’activité de la déshydrogénase, la quantification bactérienne, un essai biologique de phytotoxicité utilisant des graines de Sinapis alba et un essai d’écotoxicité utilisant Enchytraeus albidus. Les amendements de biochar peuvent modifier le pH du sol et avoir un impact sur la rétention d’eau. Le biochar de mégot de cigarette a montré la plus forte stimulation des colonies bactériennes, avec des nombres atteignant jusqu’à 1,00 × 106 UFC/ml contre 8,47 × 104 UFC/ml dans les répétitions témoins, tandis que le biochar de marc de café a augmenté l’activité de la déshydrogénase (3,53 × 10-3 mU/g), ce qui implique une capacité métabolique microbienne plus élevée. Les tests de phytotoxicité ont indiqué que la croissance des plantes était stimulée par le houblon (162,96 %) et les biochars de bois d’épinette (206,66 %), tandis que des taux d’application plus élevés de biochar de mégot de cigarette supprimaient la croissance des plantules (62,36 % d’inhibition). L’essai d’écotoxicité avec Enchytraeus albidus a indiqué que tous les biochars avaient un effet néfaste, à l’exception du biochar des mégots de cigarettes (stimulation de 33 %). Les résultats de cette étude soulignent que l’effet du biochar sur la santé des sols dépend de la source, avec des implications importantes pour la gestion des sols. L’étude révèle la nécessité d’ajuster l’application du biochar en fonction de la concentration et du type afin de maximiser ses avantages tout en minimisant les dangers potentiels pour les systèmes de sol.

Introduction

Ces dernières années, le biochar est apparu comme un amendement de sol multifonctionnel et respectueux de l’environnement appliqué dans l’agriculture1, et comme un moyen d’atténuer le réchauffement climatique2. Alors que le monde est aux prises avec la dégradation des terres, la réduction de la productivité des cultures et l’augmentation des émissions de carbone, le biochar est apparu comme une alternative verte aux engrais conventionnels3 et aux approches de séquestration du carbone4. Contrairement aux engrais synthétiques, le biochar augmente intrinsèquement la fertilité du sol5, réduit la perte de nutriments6 et augmente la rétention d’eau7, ce qui le rend très utile dans les régions où les sols sont dégradés ou peu fertiles. De plus, le biochar améliore la fonction microbienne en fournissant un habitat stable et une source de carbone pour les micro-organismes bénéfiques du sol, qui sont importants pour la décomposition de la matière organique et le cycle des nutriments8.

Outre l’agriculture, le biochar sert également de solution verte pour l’élimination des déchets, car il convertit les résidus de biomasse tels que les résidus agricoles, les résidus forestiers et les déchets alimentaires en matière de carbone à long terme9. Cela permet non seulement de limiter l’accumulation de déchets, mais aussi de compenser les gaz à effet de serre par la capture du carbone, qui s’échapperait autrement sous forme de dioxyde de carbone (CO2) ou de méthane (CH4). Comparé à d’autres mécanismes de séquestration du carbone, le biochar offre une stratégie de sol intégrée à long terme qui atténue leCO2 atmosphérique et soutient des sols sains ainsi que des rendements élevés10.

Malgré ses avantages reconnus, tels que l’amélioration de la fertilité du sol, la capacité de rétention d’eau et les propriétés de stimulation microbienne, des préoccupations persistent concernant les effets écotoxicologiques potentiels sur le biotedu sol 11. Bien que le biochar soit généralement positif pour l’activité et la diversité microbiennes, certaines matières premières ou conditions de traitement peuvent produire des composés toxiques qui nuisent aux micro-organismes du sol et à leur fonctionécologique12.

Pour évaluer les risques potentiels des biochars, des évaluations écotoxicologiques sont nécessaires. Les bactéries (décomposeurs), les plantes (producteurs) et les invertébrés (consommateurs) font partie des groupes taxonomiques utilisés dans la recherche sur l’écotoxicité des sols et des sédiments. Ces taxons représentent à la fois des milieux terrestres et aquatiques13.

La fonction complémentaire des enchytraïdes avec les vers de terre dans le fonctionnement de l’écosystème du sol est à la base du développement d’essais biologiques pour ces organismes. Dans les essais biologiques, les enchytrides servent de modèles biologiques terrestres pour étudier les effets de produits chimiques tels que les pesticides (par exemple, le diméthoate, l’atrazine, le carbendazime) et les métaux traces (par exemple, le plomb, le zinc, le cuivre, le cadmium)14.

En plus des tests basés sur des organismes, l’activité des enzymes microbiennes est un autre moyen d’évaluer la santé des sols. L’activité de la déshydrogénase du sol est un indicateur de l’activité oxydative microbienne15. Les tests de déshydrogénase dans les mélanges sol-biochar sont efficaces pour quantifier l’activité microbienne et la santé globale du sol. Étant donné que les enzymes déshydrogénases sont impliquées dans la respiration microbienne, leur activité reflète l’activité biologique du sol. Ceci est utile pour évaluer la qualité du sol, la fertilité et l’effet du biochar sur les microbes. Le test mesure la réduction du chlorure de triphényltétrazolium (TTC) en triphénylformazan (TPF), qui est déterminée par spectrophotométrie. Une production plus élevée de TPF est un indicateur d’une activité microbienne plus élevée.

Nous nous attendons à ce que les biochars produits à partir de différentes matières premières aient des impacts distincts sur la santé des sols. Ces effets dépendront de leurs caractéristiques chimiques et physiques, qui peuvent modifier les paramètres physicochimiques du sol, influençant ainsi l’activité microbienne, la croissance des plantes et la toxicité des organismes du sol.

Dans cette étude, nous évaluons les effets des biochars dérivés des déchets sur plusieurs paramètres de santé du sol, notamment le pH, l’activité microbienne, la croissance des plantes et la survie des invertébrés (figure 1). Trois concentrations (1 %, 5 %, 10 % p/p) de quatre biochars dérivés de déchets différents ont été mélangées à de la terre de jardin et évaluées pour les effets mentionnés ci-dessus. La teneur en humidité, le pH et la sélection des organismes d’essai ont été soigneusement contrôlés pour assurer la pertinence écologique de l’étude.

Protocole

1. Préparation du biochar

REMARQUE : Voir le tableau des matériaux pour plus de détails sur les biochars utilisés ici comme matériaux d’essai. Les conditions de pyrolyse, la composition élémentaire et les données d’analyse immédiate ont été fournies par les producteurs (tableau 1).

ATTENTION : Effectuez toujours la pyrolyse dans un laboratoire bien ventilé avec un système d’évacuation ou de fumée approprié. Portez des gants résistants à la chaleur, une blouse de laboratoire, des lunettes de sécurité et un écran facial si nécessaire.

Tableau 1 : Caractéristiques de base des biochars testés. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

2. Caractérisation chimique du biochar

  1. Analyser la composition élémentaire de tous les biochars (à l’aide de la spectroscopie d’émission atomique à plasma à couplage inductif (ICP OES) ou de la spectrométrie de masse à plasma à couplage inductif (ICP MS), en fonction des concentrations, après décomposition assistée par micro-ondes (tableau 2).

3. Préparation des mélanges sol-biochar

  1. Collecte du sol et mise en place d’expériences
    1. Prélever de la terre végétale dans un champ expérimental.
    2. Retirez manuellement les débris de surface. Tamisez le sol à une taille de particule inférieure à 5 mm pour enlever les débris.
    3. Pesez 100 g de terre tamisée et ajoutez-la dans des récipients d’essai.
  2. Amendement et incubation du biochar
    1. Ajoutez 1 g, 5 g ou 10 g de chaque type de biochar par 100 g de sol pour créer un amendement sol-biochar de 1 %, 5 % et 10 % (p/p).
    2. Ajouter de l’eau distillée pour atteindre 60 % de la capacité maximale de rétention d’eau (WHC).
    3. Bien mélanger à l’aide d’une spatule.
    4. Pesez chaque récipient et couvrez-le de parafilm pour minimiser l’évaporation.
    5. Incuber les mélanges à 27 °C pendant 10 jours.
      REMARQUE : Ce mélange sera utilisé pour la mesure de la perte d’eau, le changement de pH, la phytotoxicité et les tests de quantification bactérienne.
      La terre utilisée doit être collectée et éliminée conformément aux protocoles locaux de biosolides.

4. Mesure du pH des mélanges sol-biochar

  1. Peser 10 g de chaque mélange sol-biochar dans des tubes coniques de 50 mL.
  2. Dans les tubes, ajoutez 25 mL d’eau distillée.
  3. Agitez les tubes pendant 30 s manuellement ou utilisez un mélangeur vortex à vitesse moyenne. Filtrez le mélange à l’aide de papier filtre Whatman n° 1 dans un bécher propre de 100 ml.
  4. Mesurer le pH du filtrat à température ambiante (20-25 °C) à l’aide d’un pH-mètre étalonné.

5. Test de toxicité d’Enchytraeus albidus

  1. Effectuez le test conformément à l’Organisation de coopération et de développement économiques (OCDE) 2016, test n° 22016.
  2. Préparation du sol pour l’essai
    1. Utilisez un sol artificiel de l’OCDE pour cet essai.
    2. Mesurez le pH du sol en suivant les étapes mentionnées à la section 4.
    3. Ajustez à pH 6,0 ± 0,5 en ajoutant progressivement du carbonate de calcium de qualité analytique (CaCO3) au sol et mélangez soigneusement.
    4. Ajustez la teneur en humidité à 40-60 % de la WHC maximale en ajoutant de l’eau distillée ou désionisée.
      REMARQUE : Vérifiez la cohérence à la main ; Le sol doit être humide mais pas grumeleux.
  3. Acclimatation et sélection des vers
    1. Rincez doucement les vers avec de l’eau distillée pour éliminer la solution saline de transport.
    2. Placez les vers dans le sol préparé de l’OCDE et acclimatez-les à 20 °C pendant 24 h sous un cycle de 16 h de lumière et 8 h d’obscurité à 6 000 lux.
    3. Sélectionnez 15 vers adultes sains par configuration, à l’aide d’un stéréomicroscope basé sur la présence de clitellum.
  4. Configuration du test et incubation
    1. Mélangez 100 g de terre OCDE préparée avec 5 g de chaque type de biochar dans des récipients propres.
    2. Préparez le contrôle en utilisant 100 g de sol OCDE non amendé.
    3. Confirmez que le pH et la teneur en humidité se situent dans la plage requise (pH - 6,0 ± 0,5 ; teneur en humidité - 40-60 % du WHC maximum).
    4. Introduisez 15 vers adultes dans chaque récipient d’essai et de contrôle à l’aide d’une pince à pointe souple.
    5. Ajoutez 25 mg de flocons d’avoine finement moulus comme source de nourriture à la surface du sol.
    6. Couvrir les contenants avec du papier d’aluminium perforé pour permettre l’échange d’air.
    7. Incuber les récipients à 20 °C pendant 5 jours sous un cycle de 16 h de lumière / 8 h d’obscurité à 6 000 lux.
    8. Pesez les récipients quotidiennement et reconstituez la perte de poids en ajoutant une quantité appropriée d’eau distillée ou désionisée pour maintenir une teneur en humidité constante.
    9. Surveillez l’activité des vers et notez toute mortalité visible pendant l’essai.
    10. À la fin de l’essai, calculer l’effet létal ( %) à l’aide de la formule suivante :
      figure-protocol-1
      Où:
      Wi - dénombrement initial des vers au début de l’essai
      Wf - comptage final des vers à la fin de l’essai
      REMARQUE : Pour que l’essai soit valide, la mortalité des adultes dans la configuration témoin ne doit pas dépasser 20 % à la fin de l’essai.
    11. Après l’essai, sécher le sol d’essai à 105 °C pour l’inactiver et l’éliminer conformément aux protocoles locaux de biosolides.

6. Essai de phytotoxicité

  1. Effectuez l’essai conformément à l’Organisation internationale de normalisation (ISO) 18763:201617.
  2. Configuration de la boîte de Pétri
    1. Ajoutez 20 g des mélanges terre-biochar incubés dans des boîtes de Pétri propres de 9 cm. Aplatissez doucement la surface à l’aide d’une spatule propre.
    2. Préparez trois répétitions pour chaque concentration de biochar et incluez deux témoins non modifiés.
  3. Plantation et incubation des graines
    1. Placez 10 graines de Sinapis alba uniformément espacées dans chaque plat à la surface du sol.
      REMARQUE : Ne pressez pas les graines dans le sol ; Laissez-les prendre naturellement avec de l’humidité.
    2. Couvrez les plats avec des couvercles et placez-les dans un incubateur à 25 °C ± 2 °C pendant 5 jours sans lumière directe.
    3. Après l’incubation, mesurez la longueur de la racine du bord d’une graine à l’extrémité d’une racine, à l’aide d’une règle en plastique. Rapportez-le en cm ou en mm. Si la graine vient d’être fissurée, indiquez-la comme étant de 0,1 cm ou 1 mm.
    4. Calculez l’effet d’inhibition ( %) à l’aide de la formule :
      figure-protocol-2
      Où:
      RLc - longueur moyenne des racines des graines dans la boîte témoin
      RLt - longueur moyenne des racines des graines dans la boîte d’essai
      REMARQUE : Pour que le test soit valide, il est important de vérifier que la germination des graines en contrôle est d’au moins 80 % (8 graines germées sur 10).

7. Quantification des colonies bactériennes

  1. Suspension et dilution du sol
    1. Peser 5 g de chaque mélange sol-biochar incubé dans des tubes coniques stériles de 50 ml.
    2. Ajouter 25 mL d’eau distillée stérile et bien agiter pendant 30 s.
    3. Laisser la suspension s’homogénéiser à température ambiante pendant 2 h.
    4. Filtrez la suspension à l’aide d’une gaze ou d’un treillis stérile et préparez des dilutions en série à l’aide de cette solution mère.
    5. Préparez cinq tubes à essai contenant chacun 9 ml d’eau distillée stérile.
    6. Effectuez des dilutions en série de 10 fois à l’aide de pipettes stériles, par exemple, transférez 1 mL de la solution mère dans le premier tube = 10-1, puis 1 mL dans le suivant = 10-2, etc.)
    7. Utilisez une dilution 10-2 pour le placage.
  2. Placage et comptage des colonies
    1. Pipeter 0,2 mL de dilution 10-2 sur des plaques de gélose nutritive stérile.
    2. Répartissez l’échantillon uniformément à l’aide d’un épandeur stérilisé.
    3. Incuber les plaques en position inversée à 27 °C pendant 24 h.
    4. Comptez les colonies à l’aide d’un compteur de colonies.
    5. Calculer les unités formant colonies (UFC) mL-1 du mélange à l’aide de la formule :
      figure-protocol-3
      REMARQUE : Travaillez sous une enceinte de biosécurité si disponible. Stérilisez les outils à la flamme entre les échantillons pour éviter toute contamination.
      Désinfectez toutes les plaques avec de l’éthanol à 70 % ou de l’autoclave avant de les jeter.

8. Détermination de la matière sèche (MS)

REMARQUE : Utilisez des gants résistants à la chaleur lorsque vous manipulez des bols chauds.

  1. Pesez 10 g de terre dans un bol en verre ou en porcelaine résistant à la chaleur.
  2. Placez le bol dans un four de séchage préchauffé à 105 °C et séchez-le pendant 2 h.
  3. Après séchage, transférez le bol dans un dessiccateur et laissez-le refroidir pendant 10 minutes pour éviter l’absorption d’humidité de l’air.
  4. Pesez à nouveau le bol refroidi à l’aide d’une balance analytique.
  5. Répétez la procédure pour au moins trois échantillons afin d’assurer l’exactitude.
  6. Calculer la teneur en matière sèche (MS) à l’aide de la formule :
    figure-protocol-4
    Où:
    MS - teneur en matière sèche ( %)
    Md - poids de l’échantillon sec en g
    Mw - non séché (original) poids de l’échantillon en g

9. Test d’activité de la déshydrogénase (DHA)

  1. Effectuer le test conformément au protocole standard (ISO 23753-1:2019)18.
  2. Préparation des réactifs
    1. Solution tampon TRIS (100 mmol/L, pH 7,6).
      1. Dissoudre 12,12 g de tris(hydroxyméthyl)aminométhane (TRIS) dans 800 mL d’eau distillée.
      2. Ajustez le pH à 7,6 en utilisant de l’acide chlorhydrique (HCl) 1 M.
      3. Ajustez le volume total à 1 L avec de l’eau distillée.
      4. Conserver à 4 °C et l’utiliser dans la semaine.
    2. Solution de substrat TTC (300 mmol/L)
      1. Dissoudre 1 g de TTC dans 10 mL de la solution tampon Tris préparée.
      2. Conserver dans l’obscurité à 4 °C et l’utiliser dans un délai de 1 semaine.
    3. Préparez la solution étalon TPF pour la courbe d’étalonnage :
      1. Ajouter 100 mg de TPF à 10 mL d’éthanol à 96 % et remuer jusqu’à dissolution complète pour obtenir une solution mère de TPF (33 mmol/L).
      2. Diluer 0,5 mL de la solution mère de TPF préparée avec 50 mL d’éthanol pour obtenir une solution de travail de TPF (330 nmol/mL).
      3. Préparer des étalons de travail de 0, 0,1, 0,2, 0,5 et 1,0 mL à partir de la solution de travail, dilués avec de l’éthanol jusqu’à un volume final constant de 3 mL.
      4. Mesurez l’absorbance à 485 nm pour générer la courbe d’étalonnage.
  3. Préparation des échantillons
    1. Ajouter 5 g de chaque mélange sol-biochar dans des tubes coniques de 50 ml.
    2. Ajouter 4 mL de tampon Tris (100 mmol/L, pH 7,6) et 1 mL de solution TTC aux configurations d’essai.
    3. Ajoutez seulement 4 ml de tampon Tris aux configurations de contrôle.
    4. Mélanger les tubes manuellement par inversion douce et incuber à 25 °C pendant 6 h dans l’obscurité.
  4. Extraction du formazan
    1. Ajouter 25 mL d’éthanol dans chaque tube après l’incubation.
    2. Placer les échantillons sous agitation orbitale dans l’obscurité pendant 1 h (250 min-1, à 25 °C).
    3. Après l’agitation, ajouter 1 mL de TTC dans les tubes témoins.
    4. Centrifuger tous les tubes à 2 000 × g pendant 5 min à 25 °C pour séparer le surnageant.
  5. Mesure et calcul
    1. Transférer les surnageants dans des cuvettes propres.
    2. Lire l’absorbance à 485 nm à l’aide d’un spectrophotomètre.
    3. Utilisation de la courbe d’étalonnage pour déterminer la concentration de TPF dans les échantillons (nmol/L).
    4. Calculer l’activité de la déshydrogénase à l’aide de la formule suivante :
      figure-protocol-5
      Où:
      A - Activité enzymatique en mU g-1 (ou nmol min-1 g-1) de sol sec
      Cs - concentration de TPF dans les échantillons d’essai en nmol mL-1
      Cb - concentration de TPF dans l’échantillon témoin en nmol mL-1
      V - volume total de la réaction (somme du substrat, de la solution tampon et des volumes d’éthanol, en mL)
      RT - durée de la réaction en minutes
      M - masse du sol par tube en g
      MS - teneur en matière sèche du sol ( %)
      REMARQUE : Manipulez le TTC et le TPF avec des gants car ils sont des mutagènes potentiels. Utilisez une hotte pour préparer des réactifs à base d’éthanol.
      Après l’essai, éliminer les déchets contenant de l’éthanol et du TTC dans des contenants de déchets chimiques désignés.

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Figure 1 : Représentation schématique du flux de travail expérimental. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Résultats

Caractérisation chimique
Les biochars ont montré des différences significatives dans la composition élémentaire (tableau 2). Le calcium (Ca) et le potassium (K) étaient les plus élevés dans les biochars de mégots de cigarettes et de houblon usé. Le biochar de bois d’épinette contenait le plus d’aluminium (Al) et de fer (Fe). Le cuivre (Cu) et le magnésium (Mg) ont été fortement enrichis dans le biochar de houblon. Le plomb (Pb), le cadmium (Cd) et d’autres métaux traces étaient présents en faibles quantités dans tous les échantillons.

Tableau 2 : Composition chimique des biochars. Principaux teneurs élémentaires des différents biochars utilisés dans l’étude. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Variation du pH au cours de la période d’incubation
Dans tous les traitements, le pH des mélanges sol-biochar avait tendance à augmenter légèrement au fil du temps (figure 2). La valeur de pH la plus élevée a été enregistrée pour le mélange avec du biochar de mégot de cigarette à 10 % p/p, atteignant 9,48 au jour 15 ; Ce traitement a connu la plus forte augmentation au fil du temps. Le biochar de marc de café a également produit une augmentation progressive, avec un pH maximal de 8,94 à 10 % p/p le 15e jour. Le biochar de houblon a augmenté le pH de 16,57 %, avec un maximum de 9,20 à 10 % p/p. En revanche, le mélange de biochar d’épicéa et de bois a atteint un pH de 8,56 à 10 % p/p. Le témoin a montré le pH le plus bas, allant de 6,57 à 7,66, avec un changement minimal au fil du temps.

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Figure 2 : Changements de pH au fil du temps dans les mélanges sol-biochar. Le pH du sol a été mesuré aux jours 0, 10 et 15 pour chaque amendement de biochar à 1 %, 5 % et 10 % p/p. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Rétention d’eau et perte de poids
La capacité de rétention d’eau de tous les types de biochar était inférieure à celle du sol témoin sans biochar (figure 3). Le témoin a perdu 3,67 % de son poids en 15 jours, ce qui indique la rétention d’eau la plus élevée. Parmi les biochars, c’est le traitement par mégots de cigarettes qui a connu les pertes d’eau les plus faibles, avec une diminution de 5,89 % au cours de l’incubation, et donc la plus grande rétention parmi les biochars. Une tendance similaire, mais plus modérée, a été observée avec le biochar de houblon (perte de poids totale de 9,22 %, avec des pertes plus importantes à des concentrations plus élevées). Le biochar de marc de café a montré la plus grande perte de poids (jusqu’à 16,56 %), indiquant la plus faible rétention d’eau. Le mélange épicéa-bois a perdu en moyenne 10,22 %.

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Figure 3 : Perte de poids des mélanges sol-biochar pendant l’incubation. Changement de poids comme indicateur de rétention d’eau sur 15 jours pour tous les biochars et concentrations. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Essai de toxicité et de reproduction d’E. albidus
La reproduction d’E. albidus à 5 % p/p de biochar a montré une dépendance marquée à la charge d’alimentation. Dans le cadre de l’étude de lutte contre les sols de l’OCDE, la population est passée de 15 à 24 individus (augmentation de 60 %, figure 4). Le biochar en bois d’épinette n’a donné lieu qu’à 7 survivants (inhibition de 53 %, figure 5). Les biochars de houblon et de marc de café ont chacun donné 12 survivants (inhibition de 20 %, figure 5). Le biochar des mégots de cigarettes a stimulé la reproduction de 33 %, avec un total de 20 vers, y compris la progéniture.

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Figure 4 : Variation nette de la population d’E. albidus dans les sols traités au biochar. Nombre initial et final de vers après 5 jours. La concentration de 5 % p/p de chaque biochar a été testée. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

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Figure 5 : Effets toxiques ou stimulants sur E. albidus. Effet net sur les vers par rapport au contrôle. Les valeurs positives montrent une inhibition ; Les valeurs négatives montrent une stimulation. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type. Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Phytotoxicité
L’allongement des racines chez S. alba a été mesuré après une incubation de 10 jours à 1 %, 5 % et 10 % p/p (figure 6). Dans un sol non amendé, la longueur moyenne des racines était de 237 mm. Le biochar de marc de café à 1 % p/p a produit une stimulation de 79,16 % ; Des concentrations plus élevées ont provoqué une inhibition, jusqu’à 47,08 % à 5 % p/p. Le biochar de bois d’épinette a stimulé la croissance à toutes les concentrations, atteignant un pic de 206,66 % à 10 % p/p. Le biochar de mégot de cigarette a produit une stimulation de 41,01 % à 1 % p/p, mais a inhibé la croissance à 5 % et 10 % p/p, atteignant une inhibition de 62,36 % à 10 % p/p. Le biochar de houblon a stimulé la croissance à tous les taux (38,97 %, 31,75 % et 162,96 % à 1 %, 5 % et 10 % p/p, respectivement).

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Figure 6 : Effets phytotoxiques sur Sinapis alba. Inhibition ou stimulation de la croissance racinaire par rapport au contrôle après 10 jours de croissance dans tous les traitements au biochar. Les valeurs positives montrent une inhibition ; Les valeurs négatives montrent une stimulation. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Quantification des colonies bactériennes
Le nombre de colonies bactériennes a été évalué après 10 jours (figure 7). La moyenne des valeurs de contrôle était de 8,47 × 104 UFC/mL. Le biochar de café a donné un rendement de 7,33 × 104 UFC/ml à 1 % p/p et a augmenté à 1,18 × 105 et 1,50 × 105 UFC/mL à 5 % et 10 % p/p, respectivement. Le biochar de bois d’épinette a donné 1,97 × 105 UFC/ml à 1 % p/p, diminuant à 9,73 × 104 et 4,93 ×10 4 UFC/mL à 5 % et 10 % p/p. Le biochar de mégot de cigarette a produit 5,40 × 104 UFC/ml à 1 % p/p et la stimulation la plus élevée à 10 % p/p (1,00 × 106 UFC/mL). Le biochar de houblon a montré une légère stimulation à toutes les concentrations, culminant à 1,07 × 105 UFC/ml à 5 % p/p.

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Figure 7 : Croissance bactérienne dans un sol traité au biochar. UFC/mL bactérienne après 10 jours d’incubation pour tous les traitements et concentrations. Contrôle inclus à titre de comparaison. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Activité de la déshydrogénase
Le biochar de marc de café a produit l’activité déshydrogénase la plus élevée de toutes les concentrations, culminant à 1 % p/p (3,53 × 10-3 mU/g) et restant comparable à 5 % et 10 % p/p (2,38 × 10-3 et 2,62 × 10-3 mU/g) (voir la figure 8). L’activité du biochar de houblon a augmenté à 1 % p/p (2,39 × 10-3 mU/g), mais a diminué à 5 % (6,34 × 10-4 mU/g) et est devenue négative à 10 % p/p (−8,30 × 10-4 mU/g). Le biochar des mégots de cigarette était positif à 1 % p/p (1,29 × 10-3 mU/g) et a diminué à -7,26 × 10-4 et à -8,53 × 10-4 mU/g à 5 % et 10 % p/p. Le biochar de bois d’épinette était négatif à toutes les concentrations (−5,53 × 10-4 et −5,19 × 10-4 mU/g à 1 % et 5 % p/p ; −3,11 × 10-4 mU/g à 10 % p/p), restant inférieur à celui du témoin.

figure-results-7
Figure 8 : Activité de la déshydrogénase dans un sol amendé au biochar. Activité enzymatique microbienne dans tous les types et concentrations de biochar. Les valeurs sont relatives à un sol témoin sans ajout de biochar. Les valeurs positives indiquent une activité enzymatique plus élevée par rapport au témoin, et les valeurs négatives indiquent une activité enzymatique inférieure à celle du contrôle. Les données représentent la moyenne ± l’écart-type (n = 3). Veuillez cliquer ici pour voir une version agrandie de cette figure.

Voir les tableaux 3 et 4 pour un résumé des résultats.

Tableau 3 : Effets du biochar sur le pH du sol et la rétention d’eau. Affiche les valeurs de pH initiales et finales, le ΔpH et le % de perte d’eau pendant l’incubation. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

Tableau 4 : Résumé des effets biologiques et des résultats de l’ADH. Données combinées sur la reproduction des vers, la phytotoxicité, le nombre de microbes et l’activité enzymatique pour tous les traitements. figure-results-8 indique une stimulation et figure-results-9 une inhibition. Pour les résultats DHA, les valeurs positives indiquent une activité enzymatique plus élevée par rapport au témoin et les valeurs négatives indiquent une activité enzymatique inférieure à celle du contrôle. Veuillez cliquer ici pour télécharger ce tableau.

DISPONIBILITÉ DES DONNÉES :
Les données seront téléchargées dans le dépôt public : DOI/URL : https://doi.org/10.6084/m9.figshare.30128803.v1

Discussion

Le mélange de terre et de biochar de marc de café usagé a montré une alcalinité élevée, avec un pH de 8,94, conforme au pH précédemment signalé de 9,419. Le biochar a également montré la plus forte augmentation de la perte de poids par rapport à l’échantillon témoin, indiquant une faible capacité de rétention d’humidité, probablement due à sa faible surface, limitant la tendance à l’adsorption de l’eau20,21. Ces propriétés physiques ont créé des conditions défavorables pour E. albidus, provoquant une inhibition de 20 % de la survie et de la reproduction des vers.

Dans les essais de phytotoxicité, S. alba a montré une stimulation de 79,16 % à une concentration de 1 % p/p, tandis qu’à des concentrations plus élevées, par exemple 5 % p/p, le biochar inhibait l’allongement des racines de 47,08 %. Cela correspond aux rapports22 selon lesquels les effets phytotoxiques du biochar de marc de café sur Lactuca sativa ont été causés par les acides carboxyliques. De plus, des études ont montré que les composés phénoliques solubles et les acides carboxyliques perturbent également le transport de l’auxine, ce qui entraîne des seuils phytotoxiques23.

Le nombre de colonies bactériennes augmentait avec l’augmentation de la concentration de biochar de café (1,50 × 10-5 UFC/ml à une concentration de 10 % p/p), ce qui indique que ce biochar offrait des conditions favorables aux bactéries cultivables. Le biochar de café a également montré l’activité DHA la plus élevée (3,53 × 10-3 mU/g), ce qui suggère qu’il stimulait à la fois les populations microbiennes cultivables et non cultivables. Cela a été corroboré par des études24 qui ont observé les effets bénéfiques du biochar de café sur l’activité enzymatique du sol.

Le biochar de houblon a provoqué une augmentation de l’alcalinité du sol et une perte de poids moyenne modérée (10 %). Dans les tests de phytotoxicité, le biochar a été bénéfique pour la stimulation de l’élongation des racines, en particulier à des concentrations plus élevées (stimulation de 162,96 %). En ce qui concerne l’activité microbienne, le biochar de houblon n’a montré aucun changement notable dans le nombre de bactéries (jusqu’à 1,00 × 10-5 UFC/mL), ce qui pourrait être dû à un équilibre dans sa composition chimique. Alors que le biochar de houblon contenait la plus grande quantité de cuivre (Cu), qui peut être toxique pour les microbes car il inhibe les systèmes enzymatiques bactériens25, il contenait également des niveaux plus élevés d’éléments comme le potassium (K) et le phosphore (P), qui devraient soutenir la croissance microbienne en améliorant la synthèse de la chlorophylle dans les semis26. L’activité du DHA a également reflété cet effet neutre, indiquant une réponse stable avec un impact biologique limité.

Le biochar des mégots de cigarettes a entraîné une augmentation de l’alcalinité du sol au fil du temps (jusqu’à pH 9,48). Il a été produit à une température de pyrolyse plus élevée (700 °C), ce qui a permis d’obtenir un biochar plus alcalin qui a favorisé la croissance bactérienne. Cette observation est cohérente avec les études précédentes27, qui indiquaient que le biochar améliore le pH du sol, améliorant ainsi les conditions de l’habitat. Parmi tous les traitements, le biochar des mégots de cigarettes a conservé la teneur en humidité la plus élevée (jusqu’à 94 %), ce qui pourrait également expliquer l’effet stimulant sur la survie et la reproduction d’E. albidus . Une rétention d’humidité élevée peut être liée à des changements microstructurels à 700 °C, produisant des micropores qui piègent les films d’eau28. Une autre cause de l’effet stimulant peut être due à la teneur élevée en calcium (Ca), P et K dans le biochar des mégots de cigarettes, qui sont des éléments bénéfiques pour la survie et la reproduction des vers.

Dans les évaluations microbiennes, le biochar des mégots de cigarettes a montré la stimulation bactérienne la plus élevée à des concentrations plus élevées, atteignant environ 1,00 × 10-6 UFC/mL, contrairement à l’activité du DHA qui n’a pas montré le même niveau d’augmentation. Cette découverte suggère une stimulation sélective des bactéries cultivables plutôt que de l’ensemble de la communauté microbienne.

Le mélange de terre et de biochar de bois d’épinette n’a provoqué qu’une légère augmentation du pH, également notée par les études29, qui ont rapporté un pH de 7,87 pour le biochar dérivé de conifères. Sa température de production était la plus basse (600 °C) de tous les biochars utilisés dans cette étude. La capacité du biochar à retenir l’eau était modérée par rapport aux autres types de biochar, car il n’a pas montré de perte de poids extrême.

Cependant, dans le cas de la survie et de la reproduction d’Eisenia foetida , le biochar de bois d’épicéa a montré la toxicité la plus élevée (53 % d’effet létal). L’une des causes probables pourrait être des niveaux élevés d’éléments comme l’aluminium (Al), le fer (Fe) et le manganèse (Mn), qui sont connus pour être toxiques pour les vers de terre car ils interfèrent avec la régulation de leur pH intestinal et provoquent un stress oxydatif30. Des résultats similaires ont été rapportés dans des études où Eisenia foetida a subi une baisse considérable de la biomasse en raison de la toxicité des métaux lourds dans le sol due à une utilisation excessive de produits agrochimiques31.

Le biochar de bois d’épinette a provoqué la plus grande stimulation de l’allongement des racines dans l’essai de phytotoxicité (jusqu’à 206 % de stimulation). Cela suggère que, contrairement à la sensibilité aux vers, de fortes concentrations de métaux peuvent servir de micronutriments essentiels à des espèces végétales comme S. alba. De faibles concentrations de ce biochar ont stimulé les colonies bactériennes ; Cependant, le nombre de colonies diminuait avec l’augmentation de la concentration. Cet effet indique une sensibilité bactérienne à de faibles niveaux de K et P et à une teneur élevée en éléments toxiques (Al, Fe, Mn). Cette observation est cohérente avec l’activité du DHA mesurée, qui était inférieure à celle du sol témoin, peut-être en raison d’un faible rapport hydrogène/carbone (H/C), rendant le carbone indisponible32. Ces résultats suggèrent que le biochar du bois d’épinette ne favorise pas la croissance microbienne en raison d’une faible teneur en nutriments ou de composés inhibiteurs.

Les biochars ont été obtenus en tant que matériaux d’essai auprès de laboratoires externes et produits dans les conditions couramment appliquées par chaque fournisseur, qui comprenaient différentes températures de pyrolyse. Notre objectif était d’évaluer les biochars représentatifs dérivés des déchets tels qu’ils sont fournis, plutôt que d’isoler l’effet de la température sur l’ensemble des matières premières. Par conséquent, les effets de la température ne peuvent pas être entièrement dissociés des effets sur les matières premières dans cette étude. Les paramètres de production détaillés tels que le taux de chauffage, l’atmosphère gazeuse et le temps de séjour n’étaient pas disponibles auprès des fournisseurs ; seules les températures et les caractéristiques élémentaires fournies ont été rapportées (voir le tableau 1 et le tableau 2).

Compte tenu des résultats de cette étude, on peut conclure que le biochar de houblon a eu un effet globalement équilibré avec des effets secondaires environnementaux modérés. Il a soutenu la croissance des plantes à toutes les concentrations, a montré un changement de pH modéré et une capacité de rétention d’eau, et de plus, il n’a pas eu d’effet drastique sur les microbes et les vers du sol par rapport aux autres biochars testés.

Ces résultats démontrent à quel point il est crucial de sélectionner le type de biochar approprié ainsi que ses concentrations appropriées pour les amendements du sol afin d’assurer l’amélioration réelle de la qualité du sol et de la croissance des plantes, sans provoquer d’effets secondaires négatifs.

Plusieurs étapes du protocole, notamment la température de pyrolyse et le taux d’application du biochar, ont eu un impact notable sur les résultats de cette étude. Des températures de pyrolyse plus élevées ont entraîné une alcalinité plus élevée du biochar et ont influencé la stimulation de la reproduction des vers et de la croissance bactérienne, comme on le voit pour le biochar du mégot de cigarette. En revanche, des températures de pyrolyse plus basses ont entraîné une diminution du biochar alcalin et ont été associées à la toxicité la plus élevée des vers et à une activité microbienne réduite, comme dans le cas du biochar de bois d’épinette. L’effet de la dose d’application dépendait du type de biochar et de l’organisme testé. Des concentrations plus faibles de biochar de marc de café ont entraîné un effet stimulant sur l’élongation des racines et une activité élevée du DHA, tandis que des concentrations élevées de biochar de mégots de cigarettes ont entraîné la croissance bactérienne cultivable la plus élevée.

Certains ajustements ont été apportés à la méthode d’étude pour résoudre des problèmes courants tels que des comptages de colonies incohérents. Il s’agit notamment de permettre l’homogénéisation des suspensions de sol pendant 2 h et d’utiliser la dilution en série 10-2 pour obtenir des nombres de colonies optimaux et comparables. De plus, la ligne directrice de l’OCDE, test n° 220, est conçue pour évaluer l’effet des produits chimiques d’essai sur les vers enchytraïdes. Il propose le calcul de la concentration létale 50 (CL50) à partir d’une gamme de concentrations chimiques testées dans l’essai de détermination de l’étendue. Dans cette étude, l’objectif était d’évaluer l’effet toxique global des biochars dérivés des déchets sur la survie et la reproduction des vers ; par conséquent, l’effet létal a été déterminé par la variation en pourcentage du nombre de vers du début à la fin de l’essai et a été déclaré en pourcentage d’effet mortel.

Ce protocole est reproductible dans des conditions de laboratoire et à petite échelle (par exemple, des échantillons de 100 g). Cependant, l’augmentation de la taille pour de plus grands volumes de sol peut entraîner des différences dans les résultats. Cela peut être contrôlé par un mélange mécanique approprié du sol et du biochar utilisé, ainsi qu’un système d’irrigation contrôlé pour maintenir des niveaux d’humidité constants. De plus, les effets du biochar variaient fortement selon le type de matière première et la température de pyrolyse, ce qui suggère des recherches futures pour caractériser chaque matériau individuellement avant l’application.

Le protocole diffère des autres techniques d’évaluation de la santé des sols en ce sens qu’il offre une combinaison de paramètres physico-chimiques tels que le pH et la rétention d’humidité, et des réponses biologiques à l’amendement du sol avec différents types de biochars. L’inclusion de l’analyse de l’activité enzymatique avec le comptage traditionnel des colonies microbiennes donne un aperçu de la fonction microbienne non cultivable. De plus, l’étude a été basée sur différentes matières premières de biochar à plusieurs concentrations, ce qui ajoute une pertinence pratique pour les stratégies d’amendement des sols dans le monde réel.

Les recherches futures pourraient consister à tester d’autres matières premières, telles que du fumier, des balles de riz ou des boues d’épuration, afin de comparer leurs effets sur les écosystèmes du sol. Les essais sur le terrain à long terme peuvent également être adaptés pour évaluer les effets saisonniers et les résultats du rendement des cultures. Cette étude montre les effets des biochars dérivés des déchets sur la santé des sols en fonction de la charge d’alimentation et de la concentration. Certains biochars ont stimulé l’activité microbienne et la croissance des plantes, tandis que d’autres ont produit des réponses inhibitrices ou toxiques chez les organismes du sol. Il est essentiel de choisir les types de biochar et les taux d’application appropriés pour maximiser les avantages tout en minimisant les risques dans la gestion des sols.

Déclarations de divulgation

Les auteurs déclarent qu’ils n’ont aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Le travail présenté a été financé par le projet BIOCIRKL (n° d’enregistrement. TN02000044), soutenu par le Plan de relance tchèque et l’Agence technologique de la République tchèque dans le cadre du programme national des centres de compétence dans les années 2023-2028.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
1,3,5- Triphényltétrazolium formazanSigma-Aldrich, République tchèque93145
2,3,5- Chlorure de triphényltérazolium   ;Sigma-Aldrich, République tchèqueT8877
autoclave CertoClav ClassicCertoClav, Autriche8510174
carbonate de calcium   ;Sigma-Aldrich, République tchèque239216
centrifugeuse MPW-251MPW Med. Instrument, Pologne10251
Mégots de cigarette biocharUniversité de Hohenheim, AllemagneProduit à 700 °C ; C  ;
Compteur de colonie CC-200Cole-Parmer14212-04
Enchytraeus albidus  ; INVITAL Aqua S.R.O.
Éthanol & nbsp ;Penta, République tchèque70390-11003
Biochar de biomasse de houblonLaboratoire de l’Académie des sciences de la République tchèqueProduit à 650 °C ; C  ;
Cellule Q d’incubateurPol-Lab, Pologne
Micro-ondesAnton Paar, PRO multi-vagues
PC portable DELL Latitude 3510Produits Dell, Irlande
Média d’agar nutritif   ;OXOID, République tchèqueCM0003B
Sol de l’OCDE & nbsp ;Microbiotest, Belgique
Mesure de pH WTW inoLab pH 7110 & nbsp ;Xylem Analytics, Allemagne1AA112
Graines de Sinapis alba & nbsp ;Microbiotest, Belgique
Spectrophotomètre M4 Spectrophomètre UV-VisibleVWR76520-716
Biochar de café usagéLaboratoire de l’Académie des sciences de la République tchèqueProduit à 650 °C ; C  ;
Biochar pour le bois d’épicéaOleśnice, République tchèqueProduit à 600 degrés C  ;
Stéréomicroscope MSZ5000-T-IL-TLA.Kruss Optronic, AllemagneMSZ5000-T-IL-TL
Tris Base  ;Sigma-Aldrich, République tchèque252859
oculaire vidéo VOPC93 USB 2.0A.Kruss Optronic, Allemagne  ; VOPC93
Balance KERN EMB  ;KERN, Allemagne

Références

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