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Article de méthode

Préparation et évaluation d’un modèle d’insuffisance ovarienne prématurée chez la souris

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DOI :

10.3791/69000

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19 septembre 2025

 , 
1The First Hospital of Anhui University of Science and Technology'

Dans cet article

Résumé

Ce protocole décrit une méthode de construction d’un modèle murin d’insuffisance ovarienne prématurée par injection de cyclophosphamide. Le modèle reproduit de manière efficace, facile et adaptable la progression pathologique de l’insuffisance ovarienne prématurée chez l’homme, démontrant ainsi une fiabilité et une rentabilité élevées.

Résumé

L’insuffisance ovarienne prématurée (IOP) est une condition critique conduisant à l’infertilité féminine, nécessitant des modèles animaux fiables pour la recherche mécaniste et thérapeutique. Ici, nous présentons un protocole standardisé pour établir et évaluer un modèle murin de POI induit par le cyclophosphamide (CTX). Des souris femelles âgées de six à huit semaines avec des cycles œstraux réguliers ont été sélectionnées et soumises à des injections intrapéritonéales de CTX : une dose initiale de 100 mg/kg le jour 1, suivie de doses quotidiennes de 20 mg/kg pendant les 14 jours suivants. Les changements dynamiques dans les cycles œstraux ont été surveillés par cytologie du frottis vaginal avec coloration de Wright. Les taux sériques d’œstradiol (E2), d’hormone folliculo-stimulante (FSH) et d’hormone anti-müllérienne (AMH) ont été quantifiés à l’aide d’un test ELISA pour évaluer les altérations endocriniennes. L’histopathologie ovarienne a été évaluée par coloration à l’hématoxyline-éosine (H&E) de coupes enrobées de paraffine pour quantifier l’atrésie folliculaire, tandis qu’une analyse immunohistochimique de la caspase-3 clivée a été réalisée pour détecter l’apoptose des cellules de la granulosa. Les résultats ont démontré une cyclicité œstrale perturbée, une réduction significative des niveaux d’E2 et d’AMH, des concentrations élevées de FSH, une augmentation de l’atrésie folliculaire et une augmentation de l’apoptose des cellules de la granulosa chez les souris traitées au CTX, confirmant ainsi la réussite de la modélisation POI. Cette méthode de construction de modèles peut imiter fortement le mécanisme des lésions ovariennes induites par la chimiothérapie, présentant des caractéristiques pathologiques typiques telles que l’épuisement de la réserve folliculaire et les troubles hormonaux sexuels. Il fournit une plate-forme expérimentale fiable pour révéler le mécanisme de toxicité reproductive de la chimiothérapie, dépister les médicaments protégeant les ovaires et optimiser les stratégies de préservation de la fertilité. De plus, ce modèle est relativement simple à utiliser, peu coûteux et a un cycle de production court, ce qui le rend facile à réaliser et à populariser. La méthodologie s’aligne sur les exigences de JoVE pour des démonstrations expérimentales visualisables, étape par étape.

Introduction

L’insuffisance ovarienne prématurée (POI), la forme la plus répandue de trouble du vieillissement reproductif féminin, compromet non seulement gravement la santé physique et mentale des patientes par des symptômes de carence en œstrogènes et un dysfonctionnement reproducteur, mais augmente également les risques de développer des comorbidités, notamment des fractures, des troubles auto-immuns, des maladies cardiovasculaires, du diabète sucré, etc.1. Le développement de stratégies thérapeutiques efficaces et sûres est donc devenu une priorité urgente de la médecine moderne. Compte tenu de la disponibilité limitée d’échantillons cliniques, de l’étiologie multifactorielle et des risques éthiques élevés associés à la recherche sur les POI, la mise en place de modèles animaux fiables permettant une investigation mécaniste systématique et une validation de l’innocuité est devenue indispensable.

À l’heure actuelle, les modèles de lésions ovariennes induites par la chimiothérapie sont largement utilisés pour les études POI. Le cyclophosphamide (CTX), un agent alkylant aux propriétés immunosuppressives, a été identifié comme un composé gonadotoxique puissant. Son mécanisme implique des dommages à la réticulation de l’ADN pour supprimer la prolifération cellulaire2, conduisant à l’apoptose des cellules de réserve ovarienne 3,4. Les modèles basés sur CTX récapitulent efficacement les caractéristiques cliniques de la POI, notamment la déplétion du follicule primordial, l’hypoestrogenèse et les taux élevés d’hormone folliculo-stimulante (FSH). L’injection intrapéritonéale de CTX chez la souris offre des avantages distincts : une biodisponibilité élevée grâce à une absorption péritonéale rapide, une opérabilité standardisée avec une variabilité technique minimale et une rentabilité pour les études à grande échelle. Notamment, la structure ovarienne des souris est très similaire à celle des humains, ce qui facilite l’observation dynamique de l’épuisement folliculaire et des changements hormonaux. De plus, les souris sont peu coûteuses et ont un taux de reproduction rapide, ce qui répond aux exigences des études d’échantillons à grande échelle.

Malgré ces avantages, l’hétérogénéité des schémas posologiques de CTX (par exemple, injections en bolus unique ou fractionnées) et des fenêtres d’administration temporelles a conduit à des résultats de modélisation incohérents entre les études. Pour combler cette lacune, nous présentons un protocole systématique optimisant le dosage et la fréquence d’administration de CTX pour l’induction de POI chez la souris. Cette étude vise à établir un modèle reproductible par une évaluation quantitative de l’épuisement de la réserve ovarienne, de la dérégulation hormonale et des corrélats histopathologiques, fournissant ainsi une plate-forme solide pour l’exploration mécaniste et le dépistage thérapeutique.

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Protocole

Ce protocole a été examiné et approuvé par le comité d’éthique d’Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd. (numéro d’éthique : SDLL202502281). Cette étude respecte les directives des National Institutes of Health sur le soin et l’utilisation des rongeurs de laboratoire dans toutes les procédures d’expérimentation animale. Les souris femelles C57BL/6 utilisées dans cette expérience étaient âgées de 6 à 8 semaines et maintenues dans des conditions spécifiques exemptes d’agents pathogènes (FPS). En tant que souche consanguine et sous-souche de la lignée C57, les souris C57BL/6 se caractérisent par leur pelage noir. Avant l’expérimentation, les souris ont été acclimatées pendant une semaine dans le laboratoire animal dans des conditions de température et d’humidité contrôlées, avec un cycle lumière/obscurité de 12 heures pour imiter les rythmes circadiens naturels. Tout au long de la période d’acclimatation, les souris ont eu un accès ad libitum à la nourriture et à l’eau.

1. Préparation des animaux

REMARQUE : Sélectionnez 24 souris femelles C57BL / 6 âgées de 6 à 8 semaines avec des cycles œstraux normaux. Prélevez le liquide de lavage vaginal des souris à 9h00 pendant 10 jours consécutifs pour préparer des frottis de cellules vaginales exfoliées. Observez les cycles œstraux et choisissez les souris qui ont au moins un cycle continu et complet.

  1. Laissez les souris s’acclimater à l’environnement pendant 1 semaine avant les expériences. Marquez les souris à l’aide d’un coup de poing après la période d’adaptation. Enregistrez les mesures du poids corporel immédiatement après le marquage.
  2. Saisissez fermement les souris jusqu’à ce qu’une miction naturelle induite par le stress se produise. Immobiliser en pinçant la peau dorsale du cou entre le pouce et l’index de la main gauche. Positionnez la tête de la souris vers le bas pour exposer complètement la région abdominale.
  3. Chargez une pointe de pipette stérile sur une micro-pipette. Aspirer 10 μL de solution saline physiologique stérile. Effectuez trois cycles de rinçage séquentiels dans le canal vaginal. Retenir le liquide de lavage à l’intérieur de la pointe de la pipette.
  4. Répartissez uniformément le liquide de lavage sur la lame de microscope en verre. Sécher complètement les lames à l’air libre à température ambiante. Fixez les cellules en les immergeant dans de l’éthanol à 95 % pour la conservation. Étiquetez les lames de manière exhaustive avec des paramètres expérimentaux et conservez un stockage protégé dans des boîtes de lames étanches à la lumière à 4 °C en cas de non-traitement.
  5. Protocole de coloration de Wright
    1. Immerger les lames dans de l’éthanol à 95 % (pendant 3 à 10 min). Rincez abondamment sous le jet d’eau distillée.
    2. Transfert des lames dans un bain à l’éthanol à 95 % (durée 1 min).
    3. Grattez le film oxydé de la surface de la solution d’hématoxyline à l’aide de papier filtre propre. Immergez les lames dans de l’hématoxyline filtrée (pendant 5 min).
    4. Rincez les lames à l’eau distillée. Tremper brièvement (<1 s) dans une solution de HCl à 1 %. Complétez avec un rinçage prolongé à l’eau distillée.
    5. Préparez la teinture mixte à l’aide des solutions Orange G et EA50. La tache glisse dans le mélange (pendant 3 min).
    6. Passez les lames dans trois bains séquentiels d’éthanol à 95 % (intervalles de 5 secondes).
    7. Traiter avec du xylène en deux étapes (2 min chacune).
      REMARQUE : Utiliser à l’intérieur d’une hotte pour éviter l’inhalation de vapeur de xylène. Fermez les récipients immédiatement après utilisation.
    8. Conserver durablement les échantillons à l’aide d’un support d’enrobage en résine neutre
  6. Lors de la lecture de la lame au microscope, identifiez les cellules avec un cytoplasme rose pâle et des noyaux violet foncé comme des cellules épithéliales nucléées, des cellules rose pâle non nucléées irrégulières et squameuses comme des cellules épithéliales kératinisées et de petites cellules bleues rondes comme des globules blancs.
    REMARQUE : Déterminer le stade du cycle œstral en fonction des caractéristiques cytologiques suivantes : (1) Phase proestrus : Cellules épithéliales nucléées prédominantes. Apparaissent à la fois sous forme de cellules individuelles et de feuilles groupées. Présence clairsemée de leucocytes (champ de vision de <5 %) ; (2) Phase œstrus : Cellules épithéliales kératinisées anucléées abondantes. Caractéristiques : grande morphologie aplatie aux bordures irrégulières. Quasi-absence de leucocytes et de cellules nucléées (<2 % combinés) ; (3) Phase Metestrus : Diminution de la population de cellules kératinisées. Infiltration leucocytaire émergente. Réapparition de cellules épithéliales nucléées (composition de 20 à 40 %) ; (4) Phase diestrus : Leucocytes dominants et cellules nucléées (>80 %). Quasi-absence de cellules kératinisées (<1 %)5. Reportez-vous à l’atlas cytologique normalisé de la figure 1 pour la vérification du modèle.
  7. Organisez et analysez les données, et sélectionnez 24 souris avec des cycles œstraux normaux.

2. Préparation de l’injection de cyclophosphamide

REMARQUE : Le cyclophosphamide est instable à la lumière et doit être manipulé dans l’obscurité tout au long du processus. Le cyclophosphamide est toxique, c’est pourquoi des vêtements de protection, des gants en nitrile à double couche et des masques doivent être portés pendant l’opération.

  1. Ajouter 200 mg de poudre stérile de cyclophosphamide de qualité pharmaceutique à 10 ml de solution saline stérile. Bien mélanger pour obtenir une solution de cyclophosphamide de 20 mg/mL. Réservez une portion pour une utilisation immédiate ; préparer des concentrations supplémentaires avec le reste.
  2. Transférez 200 μL de stock à 20 mg/mL dans un tube à centrifuger de 1,5 mL enveloppé dans du papier d’aluminium. Ajouter 800 μL de solution saline stérile pour atteindre un volume total de 1 mL. Mélanger au vortex pendant 30 s pour obtenir une solution à 4 mg/mL. Préparez 14 aliquotes identiques (1 mL chacune). Stockez toutes les aliquotes à -20 °C dans une grille verticale.

3. Injection de la solution de cyclophosphamide

REMARQUE : Répartissez au hasard 24 souris en trois cohortes à l’aide d’un système informatisé : (1) BLANC : Aucun traitement (n = 8) ; (2) NS : Témoins salins (n = 8) ; (3) POI : Groupe des cyclophosphamides (n = 8). Injectez les souris tous les matins à 9h00. Pour le groupe POI, injecter par voie intrapéritonéale 100 mg/kg de solution de cyclophosphamide le premier jour, puis injecter en continu 20 mg/kg de solution de cyclophosphamide pendant les 14 jours suivants. Injecter par voie intrapéritonéale un volume égal de solution saline normale dans le groupe NS et laisser le groupe BALNK non traité. Pesez toutes les souris avant chaque injection, tous les jours, et prélevez des cellules vaginales exfoliées pour les frotter après l’injection.

  1. Placez une boule de coton imbibée d’isoflurane à l’aide d’une pince dans un récipient refermable. Placez la souris à l’intérieur du récipient pour une anesthésie par inhalation de 10 secondes.
    REMARQUE : L’isoflurane est un anesthésique volatil avec une certaine toxicité et irritation. Les opérations doivent être effectuées dans un environnement bien ventilé conformément aux protocoles approuvés par l’établissement.
  2. Calculez le volume d’injection : Poids corporel (g) × 5 = μL. Désinfectez le quadrant inférieur droit avec un tampon d’éthanol à 75 %. Insérez une aiguille de 26 G à un angle de 30-45° (orientation biseauté vers le haut). Avancez de 5 mm à travers la paroi abdominale jusqu’à la sensation de « pop ». Fournir la solution à un débit de 50 μL/s.
  3. Placez les liquides résiduels et l’équipement contaminé dans des conteneurs à déchets étanches à la lumière étiquetés « DÉCHETS PHOTOSENSIBLES ». Jetez les boules de coton imbibées d’isoflurane dans des contenants scellés désignés et munis d’étiquettes transparentes de DÉCHETS DANGEREUX.
  4. Décongeler les aliquotes congelées à 4 mg/mL dans un bain-marie à 37 °C (3 min). Recalculez la dose quotidienne : poids corporel (g) × 5 = μL. Vérifiez la clarté de la solution avant de charger la seringue.

4. Collection de sérum

REMARQUE : Après 15 jours d’injection de solution de cyclophosphamide, prélevez du sang à l’apex du cœur de toutes les souris. Centrifugeuse pour obtenir le sérum. Les souris du groupe témoin et du groupe NS doivent être échantillonnées pendant la phase de diestrus. Les souris du groupe POI ont fait l’objet d’un échantillonnage apparié dans le temps avec des souris témoins/du groupe NS, dont la présence en diestrus a été confirmée.

  1. Anesthésie de la souris
    1. Placez la souris dans une chambre transparente et hermétique contenant une boule de coton saturée d’isoflurane.
    2. Observez le comportement de la souris. La perte du réflexe de redressement (incapacité à s’autocorriger lorsqu’on tourne doucement le dos en décubitus dorsal) indique une induction adéquate de l’anesthésie. Ce processus prend généralement 2 à 3 minutes.
    3. Retirez la souris du conteneur. Fixez sa tête avec votre main gauche et appuyez doucement sur la paupière supérieure avec votre index. Tenez un coton-tige stérile dans votre main droite, trempez-le dans une pommade oculaire à l’érythromycine pour recueillir une quantité de 1 à 2 mm de diamètre.
      1. Appliquez uniformément la pommade sur la surface du globe oculaire et la paupière intérieure. Fermez la paupière, puis massez doucement du bout du doigt pendant 10 s pour répartir uniformément la pommade. Essuyez l’excès de pommade autour de l’œil à l’aide d’un coton-tige sec.
  2. Positionnez la souris en position couchée sur une planche de mousse. Coupez les poils de la poitrine à l’aide de ciseaux chirurgicaux. Désinfectez les zones thoraciques et abdominales avec de l’éthanol à 75 %.
    1. Inciser la peau et le tissu sous-cutané le long de la ligne médiane. Coupez les muscles intercostaux longitudinalement le long du côté gauche du sternum. Exposez le cœur.
  3. Insérez une seringue (avec le biseau de l’aiguille vers le haut) dans l’apex du cœur à un angle d’environ 30°. Avancez l’aiguille lentement et aspirez doucement. Injectez le sang obtenu dans un tube à centrifuger de 1,5 ml.
  4. Mettez le sang obtenu dans une centrifugeuse. Réglez la centrifugeuse à 850 × g pendant 10 min à 4 °C. À l’aide d’une pipette, retirez la couche supérieure de sérum et placez-la dans un tube à centrifuger de 0,5 ml. Conservez-le à -80 °C.

5. Détection des œstrogènes sériques, de la FSH et de l’AMH

  1. Mettez le sérum congelé dans un réfrigérateur à 4 °C pendant la nuit pour le décongeler lentement.
  2. Sortez le kit ELISA du réfrigérateur 30 minutes à l’avance pour permettre aux réactifs qu’il contient de revenir à température ambiante.
  3. Selon les instructions du kit, effectuez des dilutions en série de l’étalon à l’aide du diluant étalon. En règle générale, établissez plusieurs gradients de concentration, tels que 0, 10, 20, 40, 80, 160 pg/mL, etc.
  4. Ajouter l’étalon dilué et les échantillons de sérum à tester dans les puits correspondants de la plaque ELISA, 100 μL par puits. En même temps, installez des puits de contrôle à blanc et ajoutez 100 μL de diluant de l’échantillon.
  5. Placez la plaque ELISA dans un incubateur à 37 °C pendant 1 à 2 h pour permettre à l’antigène et à l’anticorps de se lier complètement.
  6. Une fois l’incubation terminée, aspirez soigneusement le liquide dans les puits. Lavez la plaque ELISA avec la solution de lavage 3 à 5 fois. Après chaque lavage, séchez doucement la plaque ELISA pour éliminer la solution de lavage résiduelle.
  7. Ajouter la solution de travail d’anticorps marqués aux enzymes, 100 μL par puits. Poursuivre l’incubation dans un incubateur à 37 °C pendant 1 h.
  8. Répétez les étapes de lavage ci-dessus, lavez 3 à 5 fois et séchez la plaque ELISA.
  9. Ajouter 100 μL de solution de substrat dans chaque puits. Mélangez délicatement en secouant. Incuber dans l’obscurité à 37 °C pendant 15 à 30 minutes jusqu’à ce qu’une couleur bleu clair se développe.
  10. Ajouter 100 μL de solution de terminaison dans chaque puits pour arrêter la réaction. Observez le changement de couleur du bleu au jaune.
  11. À l’aide d’un lecteur de microplaques, lire les valeurs d’absorbance (valeurs A) de chaque puits à une longueur d’onde de 450 nm et enregistrer les données.
  12. Prenons la concentration de l’étalon comme l’abscisse et la valeur d’absorbance correspondante comme l’ordonnée pour tracer une courbe standard. En règle générale, utilisez l’ajustement polynomial pour vous assurer que le coefficient de corrélation r² de la courbe standard est supérieur à 0,99.
    1. Selon la courbe standard, substituez la valeur d’absorbance de l’échantillon de sérum à tester dans l’équation de la courbe standard pour calculer la concentration hormonale dans l’échantillon.

6. Prélèvement de tissu ovarien

  1. Euthanasiez la souris encore anesthésiée par luxation cervicale (selon les protocoles approuvés par l’établissement), puis utilisez des ciseaux chirurgicaux pour ouvrir l’abdomen de la souris.
  2. Les ovaires sont situés sous les reins et sont enveloppés dans des coussinets adipeux blancs. Soulevez doucement les coussinets adipeux avec des pinces pour exposer les ovaires et les trompes de Fallope. Utilisez des ciseaux pour séparer les ovaires des tissus conjonctifs environnants.
  3. Placez les tissus ovariens retirés dans du paraformaldéhyde à 4 % pour une fixation pendant 24 h.

7. Préparation des sections de paraffine

  1. Déshydratation : Retirez les ovaires et passez-les dans des solutions d’éthanol de différentes concentrations (75 %, 85 %, 95 %, 100 %) dans l’ordre, chaque étape durant 1 h.
  2. Traitement de transparence : Tout d’abord, traitez les ovaires dans un mélange de xylène et d’éthanol pendant 15 min. Ensuite, immergez-les dans le xylène I et le xylène II pendant 15 minutes chacun.
  3. Imprégnation à la cire : Plongez les ovaires dans un mélange de xylène et de paraffine. Ensuite, transférez-les dans Paraffine I, Paraffine II et Paraffine III pendant 0,5 h chacun.
  4. Enrobage : Placez les ovaires imprégnés de cire dans un moule d’enrobage. Ajustez l’orientation des tissus (avec la surface coupée vers le bas). Versez la paraffine fondue dans le moule et laissez-la refroidir et se solidifier.
  5. Sectionnement : Coupez le bloc de paraffine en sections de 5 m d’épaisseur à l’aide d’un microtome. Effectuez une coupe en série et transférez doucement le ruban à l’aide d’un pinceau, en vous assurant qu’il forme une bande uniforme et translucide qui repose à plat sans distorsion lorsqu’il flotte sur un bain-marie

8. Coloration H&E

  1. Déparaffinage : Immergez les sections enrobées de paraffine dans du xylène I pendant 10 min. Transférez ensuite les sections dans Xylene II et laissez tremper pendant encore 10 min.
  2. Réhydratation : Passez les sections à travers une série de solutions d’éthanol de différentes concentrations dans l’ordre : 100 % d’éthanol, 95 % d’éthanol, 85 % d’éthanol et 75 % d’éthanol, avec un temps d’immersion de 5 min pour chacune. Enfin, rincez les sections à l’eau distillée pendant 1 min.
  3. Coloration à l’hématoxyline : Immerger les sections dans une solution de coloration à l’hématoxyline pendant 5 min. Rincez les sections à l’eau courante pendant 30 s.
  4. Différenciation : Immerger les sections dans une solution d’acide chlorhydrique-éthanol à 1 % pendant 1 à 3 s. Rincez les sections à l’eau courante pendant 1 à 2 min.
  5. Coloration cytoplasmique : Immerger dans une solution d’éosine Y (1 min). Épongez l’excès de teinture avec du papier filtre.
  6. Déshydratation : Passez les sections dans une série de solutions d’éthanol : 85 % d’éthanol, 95 % d’éthanol et 100 % d’éthanol (deux fois), avec un temps d’immersion de 5 s pour chacune.
  7. Nettoyage : Immerger les sections dans le xylène I pendant 5 min. Transférez ensuite les sections dans Xylene II et laissez tremper pendant encore 5 min.
  8. Montage : Déposez de la résine neutre sur la partie tachée. Placez soigneusement une lamelle sur la section.
  9. Comptage des follicules : Observez les sections colorées au microscope. Comptez et enregistrez le nombre de follicules à différents stades de développement.

9. Immunohistochimie de la caspase-3 dans le tissu ovarien

  1. Récupération de l’antigène : Placez les sections déparaffinés et réhydratées dans un tampon de citrate de sodium (pH 6,0). Chauffer les sections dans un four à micro-ondes à puissance élevée pendant 5 min. Ensuite, sortez-les et laissez-les refroidir.
    1. Répétez le processus de chauffage 2 fois de plus, pour un total de 3 cycles de chauffage. Après refroidissement naturel, lavez les sections avec du PBS 3 fois, à chaque fois pendant 5 min.
  2. Élimination de la peroxydase endogène : Ajouter 3 % de H₂O₂ goutte à goutte sur les sections. Incuber les sections à température ambiante dans l’obscurité pendant 10 min. Lavez les sections avec du PBS 3 fois, à chaque fois pendant 3 min.
  3. Blocage sérique et incubation d’anticorps : Ajouter l’anticorps primaire anti-caspase-3 de lapin par goutte à goutte sur les sections. Incuber les sections dans une boîte humide à 4 °C pendant la nuit. Le lendemain, laissez les sections revenir à température ambiante pendant 30 min. Lavez les sections avec du PBS 3 fois, à chaque fois pendant 5 min.
  4. Développement des couleurs, contre-coloration et montage : utilisez DAB pour le développement des couleurs, ce qui prend généralement environ 1 à 5 minutes. Contre-colorez les sections avec de l’hématoxyline pendant 2 min. Après la contre-teinture, lavez les sections pendant 5 min.
    1. Placez ensuite les sections dans de l’eau ammoniacale pendant 1 min pour les rendre bleues. Enfin, effectuez la déshydratation à travers un gradient d’éthanol, dégagez les sections et montez-les.

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Résultats

Le processus d’établissement du modèle de souris POI est illustré à la figure 2. Le poids corporel et le cycle œstral des souris ont été enregistrés dès le premier jour d’injection du médicament. Après 15 jours d’injection de CTX, le taux moyen de perte de poids corporel des souris du groupe POI (3,717 % ± 1,463 %) était significativement plus élevé que celui du groupe BLANK (0,2526 % ± 0,1469 %) et du groupe NS (0,4305 % ± 0,2494 %) (p < 0,0001). Il n’y avait pas de différence s...

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Discussion

L’insuffisance ovarienne prématurée affecte gravement la santé physique et la qualité de vie des femmes, et sa prévalence mondiale augmente d’année en année. Cependant, à l’heure actuelle, il existe encore un manque de méthodes de traitement sûres et efficaces pour le POI. L’établissement d’un modèle animal fiable et reproductible est crucial pour faire avancer la recherche sur les POI. Cliniquement, les causes de l’IOP sont diverses, et les médicaments de chimiothérapie sont des facteur...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Les auteurs remercient chaleureusement la Fondation médicale Wu Jieping pour son soutien financier dans le cadre de son programme spécial de financement de la recherche clinique (subvention n° 320.6750.17067). Nous sommes également reconnaissants pour la plate-forme de recherche et le soutien technique que Anhui Shendong Biotechnology Development Co., Ltd a fournis.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
4 % de paraformaldéhydeSangon Bioengineering Co., LtdA500684-0500
75 % d’alcoolShandong Dexinkang Medical Technology Co., Ltd200603
Éthanol anhydreUsine de réactifs chimiques de Bengbu
Tubes à centrifugerBiosharpBS-15-M
Table froideQuanlin MédicalQL-LT20230003
Boules de cotonShandong Brilliance Co., Ltd20241008
LamellesJiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd80312-3412
CyclophosphamideBaxter Oncology GmbH3K645A
DéshydrateurHubei Xiaogan Haikuo Medical Technology Co., LtdKH-TS
Machine à teindreHubei Xiaogan Haikuo Medical Technology Co., LtdKH-S101  ;
Solution de coloration EA50Hubei Taikang Medical Equipment Co., LtdJ7EC20
Pince à étiquettes d’oreilleShenzhen Ruiwode Sciences de la vie et technologieRéférence C22002-10
Section efficace de la paraffineTongxiang Hualing Wax Industry Co., Ltd20241018
Four de séchage électrique (four)Shanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdHCZF-11
Incubateur d’eau thermostatique chauffé électriquementShanghai Yuejin Medical Equipment Co., LtdHSW-600
Machine d’enrobagePrisstar Changzhou Medical Device Co., LtdPMB-A
Coloration à l’éosineSewell Biotechnology Co., LtdRéférence G1005-2
Solution de différenciation de l’hématoxylineSewell Biotechnology Co., LtdG1039-500ML
Solution de coloration à l’hématoxylineSewell Biotechnology Co., LtdRéférence G1005-1
L’isofluraneShandong Ante Animal Husbandry Technology Co., Ltd2024101501
microscopeAnhui Jiashang Biotechnology Co., LtdSQS-12P
Kit ELISA anti-hormone müllérienne (AMH) de sourisBiotechnologie HengyuanHB1334-MU
Kit d’immunodosage enzymatique à base d’œstradiol (E2) de sourisBiotechnologie HengyuanHB975-Mu
Kit ELISA de l’hormone folliculo-stimulante (FSH) de sourisBiotechnologie HengyuanHB967-MU
Gomme neutreNanchang Yulu Experimental Equipment Co., Ltd240504
Appareil de blanchiment pathologique des tissusPrisstar Changzhou Medical Device Co., LtdPHY-III
Tampon PBSBiosharpBL302A
Pointes de pipetteBiosharpBS-10-T
PipettesDalong Medical Equipment Co., LtdYE213AT0257922
Déshydrateur rapide des tissusHubei Xiaogan Haikuo Medical Technology Co., LtdKH-TS
TrancheuseGheddyYD-315
DiapositivesJiangsu Shitai Experimental Equipment Co., Ltd80312-3161
Machine à frotterHubei Taikang Medical Equipment Co., Ltd131001305
Injection de chlorure de sodiumWuhan Binhu Shuanghe Pharmaceutical Co., LtdRéférence 240525K04
seringueJiangsu Zhiyu Medical Device Co., Ltd
Trancheuse vibranteShanghai Zhixin Instrument Co., LtdZQP-86
XylèneTianjin Kaitong Chemical Reagent Co., Ltd20240102

Références

  1. Federici, S., et al. Primary ovarian insufficiency: update on clinical and genetic findings. Front Endocrinol. 15, 1464803(2024).
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Mod le murin de l insuffisance ovarienne pr matur einduction par la cyclophosphamidesuivi du cycle stralcytologie du frottis vaginalcoloration de Wrightanalyse hormonale s riquehistopathologie ovarienneatr sie folliculaireapoptose des cellules de la granulosa
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