Article de méthode

Élevage d’acariens phorétiques associés à des insectes xylophages

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DOI :

10.3791/69039

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2 septembre 2025

 ,  , 
1Tropical Research and Education Center, University of Florida IFAS, 2Fort Lauderdale Research and Education Center, University of Florida IFAS

Dans cet article

Résumé

Ici, nous présentons un protocole pour établir et maintenir des cultures en laboratoire d’acariens phorétiques associés à des insectes xylophages, y compris des espèces prédatrices et fongibres, en utilisant une unité d’élevage avec des sources de nourriture personnalisables et des méthodes évolutives pour la recherche expérimentale ou appliquée.

Résumé

Les acariens phorétiques sont des associés communs à un large éventail d’insectes xylophages, tels que les coléoptères : Curculionidae et les Cerambycidae. Les acariens phorétiques font partie des rares groupes d’organismes capables d’accéder aux sites de reproduction de leurs hôtes. Ces organismes sont minuscules, établissant des associations étroites et une affinité pour les conditions biotiques et abiotiques dans les galeries d’insectes xylophages. Leur présence à l’intérieur des galeries peut exercer une influence significative sur le comportement et la reproduction des coléoptères. Certaines espèces peuvent agir comme des antagonistes naturels des coléoptères et de leurs champignons mutualistes, perturbant les relations symbiotiques qui garantissent leur succès. Ces caractéristiques font des acariens phorétiques des candidats prometteurs pour les programmes de lutte biologique ciblant les ravageurs xylophages. Cependant, des méthodes reproductibles d’élevage de ces acariens sont nécessaires pour étudier leur biologie et leur écologie de base et évaluer leur potentiel en tant qu’agents de biocontrôle. Malgré leur importance, il n’existe actuellement aucun protocole détaillé pour maintenir les populations d’acariens phorétiques en captivité. Cette étude présente une approche pratique et accessible pour l’élevage de deux groupes d’acariens phorétiques, les fongivores/détritivores (Acari : Astigmata) (c’est-à-dire Histiogaster arborsignis) et les prédateurs (Acari : Mesostigmata) (c’est-à-dire Proctolaelaps spp.). Nous proposons d’utiliser des grains d’orge roulés et des nématodes comme sources nutritionnelles pour ces acariens, respectivement. Ces sources de nourriture sont pratiques et largement accessibles, nécessitent un entretien minimal tout en offrant un régime alimentaire standardisé adapté aux besoins nutritionnels des groupes d’acariens cibles. Un substrat à base de plâtre et de charbon de bois est utilisé comme matrice de régulation de l’humidité. Cette combinaison fournit à la fois des ressources alimentaires et un microhabitat approprié pour le maintien et la reproduction à long terme de ces acariens. La méthode décrite est évolutive, ce qui permet aux chercheurs d’élargir les unités d’élevage proportionnellement à la taille de la colonie et aux besoins expérimentaux. Ce protocole offre un outil essentiel pour faire avancer la recherche sur les rôles écologiques des acariens phorétiques. Ce système validé expérimentalement assure la viabilité à long terme de la colonie pendant plusieurs mois et plusieurs générations, tout en restant adaptable à l’élevage d’autres taxons d’acariens dans des conditions de laboratoire.

Introduction

De nombreux insectes xylophages accomplissent la majeure partie de leur cycle de vie à l’intérieur des arbres, où ils se nourrissent et agissent souvent comme vecteurs d’agents pathogènes des plantes, ce qui pose de graves risques pour l’agriculture et les écosystèmes forestiers 1,2. Parmi les groupes les plus dommageables figurent les coléoptères envahissants des familles des Buprestidae, Cerambycidae, Bostrichidae et Curculionidae, qui ont été associés à une mortalité massive d’arbres et à des pertes économiques dans le mondeentier 3. La Floride abrite plus de 35 espèces de coléoptères de l’ambroisie (Coleoptera : Curculionidae), dont au moins 15 sont connues pour infester les avocatiers 4,5. Les espèces courantes dans les vergers comprennent Xyleborinus saxesenii Ratzeburg, Xyleborus affinis (Eichhoff), X. bispinatus Eichhoff, X. ferrugineus (Fabricius), X. volvulus (Fabricius), X. gracilis (Eichhoff) et Xylosandrus crassiusculus (Motschulsky), souvent coexistant dans le même arbre 4,6. Ces coléoptères sont dommageables principalement parce qu’ils vecteurs de champignons symbiotiques, dont certains sont pathogènes pour les plantes7. L’agent pathogène le plus grave est Harringtonia lauricola, l’agent causal de la flétrissure du laurier, introduit aux États-Unis avec son vecteur principal, Xyleborus glabratus Eichhoff, vers 2002 8,9. Le flétrissement du laurier a dévasté l’industrie de l’avocat de Floride et les Lauracées indigènes, tuant plus d’un demi-milliard d’arbres10,11. De plus, H. lauricola est maintenant présent en association avec plusieurs espèces de coléoptères de l’ambroisie, qui fonctionnent comme des vecteurs alternatifs dans les systèmes d’avocats où X. glabratus est rare 4,12.

Les acariens (Acari) sont des arthropodes très diversifiés occupant un large éventail de niches écologiques. Parmi eux, plusieurs groupes sont de plus en plus reconnus pour leur potentiel en tant qu’agents de lutte biologique en raison de leur comportement prédateur, de leurs taux de reproduction élevés et de leur capacité à prospérer dans divers environnements, y compris le sol, les surfaces végétales et les produits stockés. Leur capacité à supprimer les épidémies de ravageurs dans les serres, les pépinières et les champs agricoles souligne leur importance dans les programmes de lutte antiparasitaire intégrée (LAI)13,14. Par exemple, la famille des Phytoseiidae comprend plusieurs espèces d’une importance considérable dans la lutte biologique, notamment Neoseiulus californicus Berlese et Phytoseiulus persimilis Athias-Henriot, qui sont largement utilisés pour la répression des tétranyques (Acari : Tetranychidae) et des thrips dans les cultures en serre et en plein champ15. De même, l’acarien laelapidé Stratiolaelaps scimitus est un agent de lutte biologique ciblant les ravageurs vivant dans le sol tels que les larves de moucherons fongiques et les pupes de thrips et est largement incorporé dans les programmes de lutte antiparasitaire intégrée16. Les acariens phorétiques représentent un groupe prometteur dans ce contexte. Ces acariens dépendent d’associations temporaires avec leurs hôtes pour se disperser et se trouvent fréquemment dans les galeries ou les chambres à couvain d’insectes xylophages tels que les scolytes de l’écorce et les coléoptères de l’ambroisie 17,18,19.

La diversité des acariens phorétiques s’étend à la fois à la morphologie et à l’écologie. Certains présentent un comportement alimentaire fongivore et détritivore, tandis que d’autres sont prédateurs. Compte tenu de leur proximité avec leurs hôtes, les acariens phorétiques ont le potentiel de supprimer les populations d’insectes directement en s’attaquant aux œufs et aux larves, en les affaiblissant physiquement, ou indirectement, en perturbant les associations symbiotiques d’insectes xylophages 20,21,22,23.

Malgré l’intérêt croissant pour les acariens et leurs agents de lutte biologique potentiels, le développement de protocoles d’élevage pour ceux-ci reste limité. Certaines études ont rapporté des méthodes d’élevage d’acariens prédateurs libres (Acari : Mesostigmata)24,25 ; Cependant, les descriptions manquent souvent d’instructions pour l’établissement initial des colonies d’acariens, ce qui pose un défi aux nouveaux acarologues. À l’heure actuelle, il n’existe aucun protocole établi pour le maintien à long terme de colonies de laboratoire ou l’élevage d’acariens phorétiques à des fins expérimentales. Le protocole présenté dans cette étude comble cette lacune en proposant une méthode pratique, évolutive et reproductible pour l’élevage d’acariens prédateurs (c’est-à-dire Mesostigmata) et fongibres/détritivores (c’est-à-dire Astigmata). Bien que le protocole soit décrit dans le contexte des acariens phorétiques, il est largement applicable à d’autres acariens et peut être facilement adapté pour répondre à divers objectifs de recherche. Par exemple, les acariens Astigmata élevés à l’aide de cette méthode peuvent servir de proies factices pour les acariens prédateurs26,27.

Cette étude visait à développer et à évaluer un protocole d’élevage standardisé pour les acariens phorétiques, sous l’hypothèse qu’une combinaison de substrat et de régime alimentaire largement applicable peut soutenir la survie et la reproduction durables de divers taxons d’acariens (Mesostigmata et Astigmata).

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Protocole

Le protocole décrit ici est une adaptation améliorée des descriptions précédentes des techniques d’élevage en masse des arthropodesdu sol 24,25. Il comprend également une nouvelle méthode d’élevage en masse d’acariens phorétiques fongivores/détritivores (c.-à-d. Astigmata) à l’aide de sacs en plastique autoclavables. Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Préparation du substrat de l’unité d’élevage

  1. Lorsque vous commencez une culture avec 1 à 5 acariens, utilisez un bocal à couvercle à vis de 5 ml pour faciliter la visualisation des acariens pendant l’établissement de la colonie. Pour connaître la taille du pot de départ, calculez environ 20 acariens par volume de récipient de 30 ml.
    REMARQUE : Par exemple, lorsque vous commencez une culture avec 5 à 20 acariens, utilisez un bocal transparent à couvercle à vis de 30 ml ou moins. Lorsque vous commencez une culture avec 20 à 40 acariens, utilisez le pot suivant (60 ml).
  2. Préparez un mélange sec de 90 g de plâtre de Paris et de 10 g de charbon actif en poudre (9:1) dans un bécher autoclavable de 500 ml. Remuez la poudre jusqu’à ce qu’elle soit complètement mélangée avant l’autoclavage.
  3. Couvrez le bécher avec du papier d’aluminium pour empêcher l’eau de pénétrer dans le récipient pendant le processus d’autoclavage.
  4. Préparez un mélange de morceaux d’écorce organique et de mousse de sphaigne (2:1) dans un bécher autoclave. Préparez-en suffisamment pour couvrir environ la moitié du récipient d’élevage.
    REMARQUE : Par exemple, lors de la préparation d’un récipient de 120 ml, préparez environ 60 ml du substrat.
  5. Couvrez le bécher avec du papier d’aluminium pour empêcher l’eau de pénétrer dans le récipient pendant le processus d’autoclavage.
  6. Versez 500 ml d’eau distillée dans un bécher autoclave.
  7. Couvrez le bécher de papier d’aluminium.
  8. Autoclavez le mélange sec, le mélange écorce-mousse et l’eau distillée dans des béchers couverts séparés. Réglez l’autoclave sur 30 min à 121 °C et 15 psi, avec un temps de séchage de 30 min.
  9. Laissez refroidir les matériaux à température ambiante (25 °C) pendant environ 1 h. Laissez tous les matériaux recouverts d’une feuille d’aluminium pendant le refroidissement.
  10. Une fois refroidi, versez 50 ml d’eau distillée autoclavée dans le mélange de charbon actif et de plâtre à la fois, en mélangeant le mélange chaque fois que plus d’eau est ajoutée. Répétez le processus jusqu’à ce qu’une consistance crémeuse soit obtenue (la consistance idéale est similaire à celle de la mayonnaise).
  11. Versez immédiatement le mélange au fond du bocal et tapotez-le doucement plusieurs fois contre une surface plane pour éliminer les bulles d’air. Versez suffisamment pour créer une couche de 1 cm du mélange.
    REMARQUE : Si vous utilisez un pot de moins de 30 ml, ajustez l’épaisseur de la couche à environ 25 % de la hauteur du pot.
  12. Attendez que le mélange sèche complètement (environ 6 h) (Figure 1A,B).
  13. Ajoutez de l’eau distillée à la couche inférieure jusqu’à ce qu’elle devienne gris plus foncé. Ajoutez suffisamment d’eau pour saturer cette couche sans mouiller la surface. Si une quantité excessive d’eau est versée, utilisez un morceau de papier absorbant pour absorber l’excès d’eau.
  14. Ajoutez le mélange autoclavé de morceaux d’écorce organique et de mousse de sphaigne (2:1) à l’unité d’élevage. Ajoutez-en suffisamment pour couvrir la moitié ou moins de l’unité d’élevage (figure 1C).
    REMARQUE : Si vous commencez une culture avec 1 à 5 acariens, ajoutez un seul petit morceau d’écorce et/ou un brin de mousse de sphaigne pour faciliter la visualisation des acariens pendant l’établissement de la colonie (figure 2A).

2. Préparation d’un couvercle ventilé

  1. Percez un trou au centre du couvercle du bocal. Pour un pot de 30 ml, percez un trou de 1 cm de diamètre. Pour les contenants plus grands, augmenter la taille du trou à un taux d’environ 2 mm de diamètre pour chaque augmentation de 30 mL du volume du contenant (c.-à-d. trou de 1,2 mm de diamètre pour un contenant de 60 mL, 1,4 mm pour un contenant de 90 mL, etc.).
    REMARQUE : Lorsque vous utilisez un pot de moins de 30 ml, il n’est pas recommandé de percer un trou dans le couvercle, car le substrat sèchera rapidement (figure 2B). Assurez-vous que le récipient est ouvert tous les 2 jours pour le renouvellement de l’air.
  2. À l’aide de colle chaude, fixez un treillis anti-acariens (ouverture de 80 μm ou moins) sur le dessus du trou. Appliquez la colle chaude autour du trou des deux côtés du couvercle pour vous assurer que toutes les crevasses sont couvertes (Figure 1D).

3. Source de nourriture et transfert d’acariens phorétiques

  1. Offrez de petites parcelles (environ 20 % de la surface) de proies/aliments séparément dans l’unité d’élevage.
    REMARQUE : Déterminez la source de nourriture en fonction des habitudes alimentaires de l’acarien élevé. Pour les acariens prédateurs (c.-à-d. Mesostigmata), proposez des nématodes et/ou des larves et des œufs d’acariens Astigmata (c.-à-d. Aleuroglyphus ovatus ouThyreophagus entomophagus)27. Le nématode le plus accessible et le plus facile à cultiver pour nourrir les acariens prédateurs est le microvers (Panagrellus spp.). (Nematoda : Panagrolaimidae), facilement disponible dans le commerce pour être utilisé comme source de nourriture pour les alevins de poisson. Vous pouvez également utiliser des nématodes entomopathogènes disponibles dans le commerce, tels que Steinernema spp. et Heterorhabditis spp.28. Pour les fongivores/détritivores (c’est-à-dire les Astigmata), proposez des grains d’orge roulés et des flocons d’avoine.
  2. Transférez les acariens dans l’unité d’élevage à l’aide d’un pinceau fin.
  3. Étiquetez les cultures. Inscrivez les noms scientifiques et usuels (le cas échéant), la date, le lieu de la collecte et l’hôte.
  4. Après 24 h, observez les acariens au stéréomicroscope pour déterminer quelle proie/aliment ils préfèrent.
  5. Conservez les cultures à une température de 25-27 °C dans l’obscurité totale.

4. Collection d’acariens hôtes et phorétiques

  1. Choisissez et localisez les hôtes phorétiques. De nombreux coléoptères xylophages et autres insectes servent d’hôtes phorétiques aux acariens. Repérez les zones et les niches écologiques spécifiques occupées par l’hôte phorétique.
  2. Collectez les hôtes en utilisant des méthodes qui permettent aux acariens phorétiques de rester en vie après la collecte, telles que l’appâtage, le piégeage, la collecte au filet et/ou la cueillette à la main. Évitez d’utiliser des agents tueurs.
    REMARQUE : La méthode de collecte dépendra de l’hôte phorétique. Par exemple, les scolytes et les coléoptères de l’ambroisie peuvent être collectés à l’aide de pièges à entonnoir Lindgren, en excavant manuellement les billes ou en plaçant les billes infestées dans des conteneurs qui servent de chambres d’émergence29.
  3. Transférez les hôtes phorétiques au laboratoire.
  4. Utilisez un stéréomicroscope (40-200x) pour localiser les acariens phorétiques sur le corps de l’hôte.
    REMARQUE : Les acariens phorétiques sont généralement attachés aux ailes de coléoptère (élytres), à la cuticule molle (c’est-à-dire entre les segments de la patte et du corps), au thorax et sous les élytres.
  5. Après avoir préparé l’unité d’élevage (en suivant l’étape 2, l’étape 3 et l’étape 4), extrayez soigneusement les acariens du corps de l’hôte à l’aide d’un pinceau fin.
  6. Examiner les individus recueillis au stéréomicroscope (40-200×) pour vérifier que tous les acariens ajoutés à l’unité d’élevage sont morphologiquement uniformes. Si plusieurs morphotypes sont détectés, séparez-les et établissez des unités d’élevage individuelles pour chaque morphotype distinct.
  7. Transférez les acariens phorétiques dans l’unité d’élevage à l’aide d’un pinceau fin.

5. Entretien de la culture

  1. Observez les cultures au stéréomicroscope (40-200×) tous les 2 jours. Vérifiez s’il y a des signes de contamination par des sporophytes (moisissures), d’autres acariens et des bactéries.
  2. Éliminez manuellement la contamination à l’aide d’un outil stérilisé comme une pince. Les petites excroissances de moisissure peuvent être gérées en appliquant doucement 70 % d’EtOH directement sur les hyphes avec un pinceau. Éliminez tous les acariens non reconnus.
    REMARQUE : Certains stades de vie des acariens semblent morphologiquement distincts des autres. Par exemple, de nombreux acariens astigmatidés produiront des deutonymphes phorétiques (hypopi) qui ne ressemblent pas aux autres stades de la vie. Faites des recherches dans la littérature pour découvrir les différences morphologiques entre les stades de vie de l’acarien élevé.
  3. Reconstituez la source de nourriture. Ajoutez juste assez de nourriture à consommer avant le prochain entretien de la culture pour éviter d’encrasser l’unité d’élevage.
  4. Ajoutez de l’eau distillée au fond de l’unité expérimentale pour maintenir l’humidité élevée (>75 %). À l’aide d’une pipette, ajoutez de l’eau par tranches de 1 ml. Ajoutez suffisamment d’eau pour saturer cette couche sans rendre la surface humide (brillante). Si la surface devient excessivement humide, utilisez une serviette en papier pour absorber l’excès d’eau jusqu’à ce que la surface devienne opaque.
    REMARQUE : Au fur et à mesure que la couche absorbe l’eau, elle deviendra gris plus foncé.
  5. Une fois par semaine, secouez doucement l’unité d’élevage pour éviter le compactage du substrat. Cette étape est importante pour les cultures conservées dans des contenants de plus de 500 ml.

6. Intensifier les cultures d’acariens phorétiques prédateurs

  1. Après 2 à 4 semaines d’établissement de la culture, ou lorsque la culture est saturée d’acariens, préparez un bocal de plus grande taille équipé de proies en suivant les étapes décrites ci-dessus. Pour connaître la taille du pot nécessaire, estimez le nombre d’acariens transférés et utilisez la règle de 20 acariens par 30 ml.
    REMARQUE : Lorsque la culture est saturée d’acariens, ils commenceront à ramper sur le substrat, ainsi que sur le couvercle. C’est généralement le moment de passer à un récipient plus grand de la culture.
  2. Transférez tout le substrat avec des acariens de l’ancien pot au nouveau.
  3. Retournez l’ancien bocal au-dessus du nouveau bocal et tapotez le fond pour déloger les acariens de l’ancienne arène sur la nouvelle unité d’élevage.
  4. S’il reste un nombre important d’acariens dans l’ancien bocal, transférez-les manuellement à l’aide d’un pinceau fin.

7. Étendre les cultures de fongivores/détritivores à l’élevage de masse de sacs en plastique

REMARQUE : Comme les acariens fongivores/détritivores consomment les grains, leurs excréments et leur matière organique en décomposition peuvent rapidement salir le substrat d’élevage, rendant les conditions néfastes pour les acariens. Par conséquent, de petites unités d’élevage, jusqu’à un pot de 120 ml, sont recommandées pour maintenir de petites colonies d’acariens fongibres. Pour le détartrage ou l’élevage en masse d’acariens fongiturs, il est recommandé d’utiliser des sacs autoclavables contenant de l’orge roulée.

  1. Ajouter 100 g de flocons d’orge ou d’avoine dans un sac autoclavable filtré de 19 cm x 19 cm x 32 cm (couramment utilisé pour la culture des champignons) (figure 3).
  2. Ajouter 25 mL d’eau distillée aux grains.
  3. Fermez le sac sans serrer pour qu’il n’éclate pas dans l’autoclave.
  4. Autoclavez le sac à l’aide du cycle Liquid 30 (121 °C).
  5. Attendez que les grains refroidissent complètement avant d’introduire des acariens.
    REMARQUE : Les grains doivent être mous et humides après avoir été autoclavés. La quantité initiale d’eau peut dépendre du type de grain et de la marque, en raison des différences dans la façon dont ils sont traités. Le volume d’eau ajouté aux grains peut être ajusté en l’augmentant ou en le diminuant de 5 à 10 mL par rapport à la recommandation du protocole (25 mL). Par exemple, si les grains ont l’air complètement secs, ajoutez 5 à 10 ml d’eau supplémentaire avant l’autoclavage. S’il y a de l’eau visible au fond du sac, réduisez de 5 à 10 ml la quantité d’eau ajoutée avant l’autoclavage.
  6. Transférez les acariens du bocal d’élevage dans le sac. Utilisez une petite cuillère à café ou l’équivalent pour prélever un mélange de tous les stades de vie de la surface. Transférez uniquement les acariens avec le substrat à grains. Ne transférez pas les morceaux d’écorce et de mousse de sphaigne , car ils sont sources de contamination par la moisissure.
  7. Scellez le sac à l’aide d’une scelleuse de sac en plastique chaud.
  8. Conservez les cultures à une température de 25 à 27 °C, de préférence dans l’obscurité.

8. Maintien de la culture des fongivores/détritivores dans des sacs en plastique

  1. Au fur et à mesure que les acariens consomment les grains, ils se transforment en poudre et ont tendance à se compacter. Agitez les sacs deux fois par semaine pour vous assurer que le substrat alimentaire est aéré et mélangé.
  2. Lorsque la plupart (>75 %) des grains ont été consommés ou s’il y a contamination par des champignons ou des bactéries, préparez un nouveau sac en suivant l’étape 8.
  3. Transférez les acariens dans le nouveau sac. Assurez-vous de transférer le substrat en poudre, car il aura la plus forte concentration d’acariens.
    REMARQUE : Le temps pendant lequel les acariens doivent être laissés dans le sac avant d’être transférés dans un nouveau dépendra de l’espèce d’acariens en question, du nombre initial d’acariens introduits et de la température à laquelle ils sont conservés. Dans la plupart des cas, les sacs dureront environ trois semaines avant de devoir être remplacés.

9. Inspection mensuelle de la colonie

  1. Une fois par mois, préparez des lames de microscope de 5 à 10 acariens adultes de la colonie à l’aide du milieu de Hoyer30.
  2. Vérifiez les échantillons au microscope (400-1000x) pour vous assurer que l’espèce d’acariens élevée n’a pas été remplacée par un contaminant.

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Résultats

Le protocole décrit dans ce manuscrit a efficacement soutenu la croissance et la reproduction de deux espèces d’acariens prédateurs, Lasioseius safroi (Mesostigmata : Blattisociidae) et Proctolaelaps sp. (Mesostigmata : Melicharidae), et d’une espèce fongivore/détritivore, Histiogaster arborsignis (Astigmata : Acaridae), dans des conditions de laboratoire. Dix colonies (répétitions) ont été préparées pour chaque espèce d’acariens. Chaque colonie a été initiée avec cinq individus gardés dans des...

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Discussion

La présente étude démontre que le protocole d’élevage proposé a permis de soutenir efficacement la survie et la reproduction d’acariens prédateurs (Lasioseius safroi et Proctolaelaps sp.) et d’une espèce fongivore/détritivore (Histiogaster arborsignis) dans des conditions de laboratoire contrôlées. Des augmentations substantielles de la population ont été enregistrées au cours de la période de 14 jours, la taille moyenne des colonies dépassant 200 individus apr...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à déclarer.

Remerciements

Cette recherche a été financée en partie par le National Plant Disease Recovery System dans le cadre d’un projet interne de l’USDA (5010-22410-024-00-D) et de la subvention NIFA de l’USDA 2024-51181-43302.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Contenants transparents de 5 ml avec couvercleAmazonie - Medsuo&lrm ; Y-ZS-11-299
Détail Pinceau mince Set 6 pcsAmazonie - TransonSJGGX6
Feuille d’aluminium de tous les jours  ;Enveloppe Reynoldshttps://www.reynoldsbrands.com/products/aluminum-foil/standard-foil?gad_source=1&gad_campaignid=19
457576830& gbraid=0AAAAADmFV
MecGX9nzTc8tAkfL1_tRwqyv&
gclid=Cj0KCQjwhafEBhCcARIs
AEGZEKLB5fdLiDNOqPXlxtZA
-ZlGEYQjzLX5w7KmrTzF6-_
q8sabcwroobIaAlmPEALw_wcB
Scelleuse de sacs Impulse HeatAmazonie - runruii619438296390
Bande Multi Filtre Sac AutoclavableAmazon - Sacs microsacB076C2KTMD
Charbon actif de noix de coco biologique (poudre) de qualité alimentaireAmazonie - Belle ChemicalAC - 01
Plâtre de Paris (poudre)DAP10318
Écorce de reptiZoo MedRB4
Flocons d’orge roulésAmazonie - Mulberry Lane FarmsB015EURFTY
Flocons d’avoineQuaker30000562314
SphaigneAmazonie - RiareB0B1TCJQ6R
Fil tissé en acier inoxydable 200 mailleHEURE FIXETXJ-484-États-Unis
Steris Amsco Lab 250SterisRSLAB250
Ver Walter - Panagrellus silusioides CultureAmazonie - Les grenouilles de JoshB08XY3LM46
Bocaux en plastique à large ouverture ronds transparents avec couvercles noirsAmazone - Moment éternel73417297318230 à 250 mL disponible

Références

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