Article de méthode

Etablissement et évaluation d’un modèle murin d’artérite coronaire associée à la maladie de Kawasaki induite par un extrait hydrosoluble de Candida albicans

543 vues

⸱

DOI :

10.3791/69041

⸱

7 novembre 2025

 ,  ,  ,  ,  ,  , 
1Department of Medical Laboratory, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 2Department of Anesthesiology, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 3Department of Pathology, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University, 44Department of Pediatrics, Huai'an First People's Hospital, Huai'an Clinical College of Xuzhou Medical University, 5Department of Pediatrics, The Affiliated Huai'an NO.1 People's Hospital of Nanjing Medical University

Dans cet article

Résumé

Le modèle murin induit par le CAWS simule efficacement la progression de la maladie de Kawasaki de l’inflammation aiguë à la fibrose chronique, révélant les principales caractéristiques pathologiques et immunopathologiques, et peut faciliter le développement de stratégies thérapeutiques ciblées pour la maladie de Kawasaki.

Résumé

La maladie de Kawasaki (MK) est une vascularite systémique qui touche principalement les enfants, les lésions de l’artère coronaire étant sa complication la plus grave. Dans cette étude, un modèle de KD de souris optimisé a été établi à l’aide de l’extrait hydrosoluble de Candida albicans (CAWS). L’inflammation myocardique et les modifications pathologiques associées ont été évaluées à l’aide de la coloration HE et de la coloration trichrome de Masson. La technique d’immunofluorescence a détecté l’infiltration de cellules immunitaires dans le tissu cardiaque. L’expression et la localisation de la protéine VDAC1 dans le tissu myocardique ont été détectées par immunohistochimie. In vitro, un modèle phagocytaire a été établi en co-cultivant des macrophages RAW264.7 avec des spores de Candida albicans , et la formation et la fonction des autophagolysosomes ont été évaluées à l’aide de la coloration par immunofluorescence LC3 et d’une sonde Lyso-Tracker Red. Grâce au dépistage de la dose, il a été déterminé que 8 mg était la dose de modélisation optimale pour induire une inflammation de l’artère coronaire, avec un taux de mortalité modéré à cette dose. La coloration HE a montré que l’injection de CAWS induisait de manière stable des lésions de l’artère coronaire compatibles avec les caractéristiques de la maladie de Kawasaki humaine chez la souris. La coloration Masson a confirmé qu’il y avait un dépôt significatif de fibres de collagène autour des artères coronaires et de l’aorte dans le groupe de souris CAWS, qui coïncidait étroitement avec la zone inflammatoire, et une différence statistiquement significative a été observée dans le groupe témoin à 14 jours (p < 0,001). L’immunofluorescence a révélé que, au 14ème jour de modélisation, l’infiltration de plusieurs cellules immunitaires dans le tissu cardiaque du groupe CAWS avait significativement augmenté (p < 0,001). Les résultats immunohistochimiques ont montré que, au 28e jour de modélisation, l’expression de la protéine VDAC1 dans le tissu myocardique du groupe CAWS était significativement régulée à la hausse (p < 0,001). Des expériences in vitro ont montré que dans les macrophages infectés par des spores de Candida albicans , la formation d’autophagolysosomes augmente au stade précoce, tandis que le flux autophagique est bloqué au stade ultérieur, suggérant un trouble fonctionnel.

Introduction

La maladie de Kawasaki (KD), une forme de syndrome des ganglions lymphatiques cutanéo-muqueux, est une maladie auto-immune qui survient chez les enfants de moins de 5 ans et s’accompagne d’une vascularite fébrile 1,2,3. Des études indiquent que les traitements non traités ou de plus de 10 jours de MK sévère sont susceptibles d’induire de graves complications cardiovasculaires, notamment des anévrismes coronariens et une sténose de l’artère coronaire 4,5. La rupture d’anévrismes coronaires peut entraîner un choc cardiogénique ou même une mort subite, qui est la principale cause de maladie cardiaque acquise chez les enfants 6,7. Bien que l’application d’immunoglobulines intraveineuses ait considérablement amélioré le pronostic, son étiologie et sa pathogenèse restent incertaines, ce qui limite le développement de stratégies thérapeutiques ciblées 8,9. Par conséquent, l’établissement de modèles animaux capables de simuler avec précision les caractéristiques des maladies humaines est devenu un besoin urgent pour la recherche actuelle.

À l’heure actuelle, un obstacle majeur dans la recherche sur la maladie de Kawasaki est l’absence de modèles animaux bien caractérisés qui récapitulent entièrement la pathologie de la maladie humaine. Parmi les différents modèles développés actuellement, le modèle de vascularite induit par l’extrait de paroi cellulaire de Lactobacillus casei (LCWE) est un système relativement mature, et ce modèle peut provoquer une artérite coronaire. Il est largement utilisé pour étudier le mécanisme de la dérégulation immunitaire et des cytokines spécifiques dans les vascularites de type KD10,11. Le modèle de vascularite induit par l’extrait hydrosoluble de Candida albicans (CAWS) a également attiré beaucoup d’attention en raison de sa grande similitude avec les caractéristiques pathologiques de la maladie de Kawasaki humaine12,13. Après une optimisation et une amélioration systématiques par plusieurs équipes de recherche, le modèle induit par le CAWS est devenu un outil important pour la recherche sur la maladie de Kawasaki14. Bien que le CAWS puisse induire une inflammation de l’artère coronaire par injection intrapéritonéale, il a des limites en ce sens qu’il ne peut pas reproduire complètement le processus pathologique exact de la vascularite humaine KD. Par exemple, aucun neutrophile n’a été trouvé dans la pathologie tardive du KD15 humain, mais une infiltration de neutrophiles s’est tout de même produite dans ce modèle jusqu’à 16 semaines après l’injection de CAWS16. De plus, le mécanisme de la vascularite causée par le CAWS n’a pas été entièrement clarifié à l’heure actuelle, ce qui limite la compréhension et l’application approfondies du modèle9. Cette étude vise à établir un modèle animal standardisé de KD en optimisant le protocole d’induction du CAWS, en élucidant le mécanisme de la maladie et en facilitant le développement de thérapies ciblées.

Cette étude a utilisé le CAWS pour établir un modèle animal plus standardisé de la maladie de Kawasaki. Grâce à des expériences systématiques d’optimisation de la dose, il a été déterminé que l’injection intrapéritonéale de 8 mg par jour pendant cinq jours consécutifs était le régime d’administration optimal. Ce régime peut induire de manière stable des lésions de l’artère coronaire tout en maintenant un taux de survie élevé chez les animaux. De plus, nous avons exploré le rôle du dysfonctionnement mitochondrial dans la formation de la fibrose au cours de la phase chronique de la MK, en mettant l’accent sur le mécanisme possible du canal anionique voltage-dépendant 1 (VDAC1), une protéine clé régulant l’apoptose mitochondriale, pendant la transition de l’inflammation à la fibrose17. Il convient de noter que, grâce à l’analyse de colocalisation des autophagosomes et des lysosomes dans cette étude, une fonction anormale de l’autophagie a été observée dans ce modèle. Ce modèle optimisé constitue un outil important pour étudier systématiquement la pathogenèse des lésions de l’artère coronaire dans la maladie de Kawasaki et évaluer de nouvelles stratégies de traitement.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Protocole

Toutes les expériences de recherche impliquant des données animales ont été approuvées par le comité d’éthique de l’hôpital populaire Huai’an n° 1 affilié à l’Université de médecine de Nanjing (KY-2024-250-01). Les réactifs et l’équipement utilisés sont répertoriés dans la table des matériaux.

1. Préparation du CAWS

  1. Inoculer Candida albicans dans un bouillon de dextrose Sabouraud selon le protocole établi par Duong et al.18. Ensuite, cultivez le bouillon inoculé en anaérobie à 37 °C pendant 48 h dans une chambre anaérobie scellée avec un mélange gazeux.
    REMARQUE : Pour garantir la stérilité du milieu de culture, les conditions de culture anaérobie à 37 °C doivent être strictement contrôlées afin d’éviter toute contamination par diverses bactéries.
  2. Rincer à plusieurs reprises avec un milieu limitant le carbone et incuber à 37 °C pendant 48 h à une vitesse de rotation de 4,5 x g.
  3. Ajoutez un volume égal d’éthanol anhydre et laissez reposer toute la nuit à 4 °C.
  4. Centrifuger à 4,5 x g pendant 15 min à 4 °C, retirer le surnageant, ajouter un volume égal d’éthanol anhydre au précipité et le laisser reposer toute la nuit à 4 °C.
  5. Après la centrifugation, jeter le surnageant, ajouter 50 mL d’acétone dans le précipité, centrifuger et sécher le précipité. Dissoudre le précipité dans une solution saline normale stérile pour une utilisation ultérieure.

2. Construction d’un modèle murin de la maladie de Kawasaki

  1. Sélectionnez quatre-vingts souris mâles C57BL/6 âgées de 4 à 6 semaines et hébergez-les dans des conditions contrôlées avec un accès libre à la nourriture et à l’eau.
    REMARQUE : Afin de minimiser l’interférence potentielle des fluctuations du taux d’œstrogène sur les réponses immunitaires et inflammatoires, seules des souris mâles ont été utilisées dans cette étude préliminaire d’établissement et de caractérisationdu modèle 19.
  2. Répartissez les souris en 4 groupes uniformément par la méthode de la table de nombres aléatoires, y compris 3 groupes d’injection de CAWS à doses différentes (4 mg, 8 mg, 12 mg) et 1 groupe témoin de solution saline normale, avec 20 souris dans chaque groupe.
  3. Préparer la poudre de CAWS en trois concentrations de 40 mg/mL, 80 mg/mL et 120 mg/mL à l’aide d’une solution saline normale stérile (0,9 % de NaCl). Injectez dans le groupe expérimental 0,1 mL de CAWS le matin du 1er au 5e jour de l’expérience, et administrez un volume égal de solution saline normale au groupe témoin selon le même calendrier.
    REMARQUE : L’injection intrapéritonéale a été effectuée à l’aide d’une seringue à insuline de 1 ml. Lors de l’utilisation, positionnez la souris avec la tête plus basse et la queue plus haute pour éviter d’endommager des organes tels que le gros et l’intestin grêle lorsque la seringue est insérée.
  4. À l’aide d’une balance électronique à 9 h tous les jours, pesez simultanément la nourriture restante dans la mangeoire et calculez la consommation de nourriture sur 24 heures pour chaque cage de souris.
  5. Les 3e, 7e, 14e et 28e jours après la dernière injection, choisissez et sacrifiez au hasard 3 souris de chaque groupe à chaque point temporel.
  6. Placez les souris dans une chambre fermée préremplie d’air ambiant. Introduire du CO2 comprimé à un débit de 30 % du volume de la chambre par minute. Après 5 minutes, une luxation cervicale a été pratiquée pour confirmer le décès.
  7. Prélever et peser des échantillons cardiaques. Observer les lésions inflammatoires du cœur et des vaisseaux sanguins par coloration HE.

3. Normes de coloration et de classement HE

  1. Le cœur et l’arc aortique (environ 3 mm × 3 mm) ont été rapidement isolés. Effectuer une sternotomie médiane selon la méthode décrite20. Séparez rapidement le cœur de l’arc aortique (environ 3 mm × 3 mm). Les tissus collectés ont été fixés dans du formol tamponné neutre à 10 % pendant 24 h.
  2. Après la fixation, déshydratez les tissus à l’aide d’une série d’éthanol gradué (70 % d’éthanol pendant 1 h, 80 % d’éthanol pendant 1 h, 95 % d’éthanol pendant 1 h et 100 % d’éthanol pendant 1 h), transparent dans du xylène et incorporé dans de la paraffine. Enfin, coupez les blocs en tranches continues de 5 μm.
  3. Pour la coloration H&E, colorez les sections avec de l’hématoxyline pendant 5 min, rincez à l’eau courante pendant 10 min, contre-colorez avec de l’éosine pendant 2 min, puis procédez à la déshydratation et au montage21.
    REMARQUE : Selon le degré de lésion intimale vasculaire, il est classé en trois grades : Le grade I est principalement caractérisé par un gonflement endothélial et une agrégation de neutrophiles ; Le grade II se manifeste par une dégénérescence des muscles lisses, une infiltration de cellules inflammatoires et des lésions des organites ; Le grade III se caractérise par des lésions sévères telles qu’une nécrose et une excrétion endothéliales, ainsi qu’un dépôt de fibrine.

4. Coloration trichrome Masson

  1. Après la fixation, déshydratez les échantillons de tissus à travers une série d’éthanol gradué, clair dans du xylène et incorporé dans de la paraffine.
  2. Après le déparaffinage, hydratez les sections à travers une série d’éthanol gradué à de l’eau distillée en préparation de la coloration.
  3. Teindre les noyaux avec de l’hématoxyline de fer de Weigert pendant 5 min, rincer abondamment à l’eau courante, puis colorer le cytoplasme avec de l’acide Lichun Red fuchsin pendant 5 min.
  4. Différencier avec de l’acide phosphomolybdique à 1 % pendant 1 min, puis colorer directement les fibres de collagène avec du bleu d’aniline pendant 3 min. Rincer rapidement avec de l’acide acétique glacial à 1 %.
    REMARQUE : Contrôlez strictement le moment de l’étape de différenciation pour assurer la spécificité de la coloration.
  5. Après déshydratation avec de l’éthanol et du xylène, devenant transparent, scellez le film neutre.
  6. Rincez les sections tachées à l’eau courante pour éliminer l’excès de colorant.
  7. Déshydratez les sections à travers une série d’éthanol gradué, transparent dans du xylène, et montez avec de la gomme neutre.
  8. Observez les coupes au microscope optique à un grossissement constant. Les fibres de collagène doivent apparaître bleues, les fibres musculaires et le cytoplasme rouges, et les noyaux bleu foncé.

5. Coloration par immunofluorescence

  1. Fixez des sections de cellules ou de tissus et bloquez avec 5 % de BSA pendant 1 h pour réduire la liaison non spécifique.
  2. Utilisez du sérum normal de la même espèce que l’anticorps secondaire, diluez-le avec du PBS dans un rapport de 1:10 et déposez-le sur l’échantillon. Fermez-le à température ambiante pendant 30 min. Après le scellement, rincez doucement deux fois avec du PBS.
  3. Incuber les sections avec l’anticorps primaire pendant la nuit à 4 °C. Après le lavage avec du PBS, ajoutez l’anticorps secondaire fluorescent et incubez dans l’obscurité pendant 1 h.
  4. Coloration du noyau avec du DAPI, scellement avec un agent d’enrobage anti-trempe et observation sous microscopie confocale.

6. Immunohistochimie

  1. Après le déparaffinage et l’hydratation des sections de paraffine, effectuer la réparation de l’antigène et bloquer la peroxydase endogène.
  2. Incubation d’anticorps et développement de la couleur : Tout d’abord, bloquez avec du sérum normal, puis incubez l’anticorps primaire et l’anticorps secondaire marqué HRP en séquence, et enfin, développement de la couleur DAB. Contrôlez le degré de réaction au microscope.
  3. Recolorez les noyaux cellulaires avec de l’hématoxyline. Après déshydratation et transparence, scellez les plaques et observez le signal positif jaune brunâtre au microscope.
    REMARQUE : L’expérience doit mettre en place des contrôles et contrôler strictement les conditions de restauration et de développement des couleurs.

7. Détection d’autolysosome

  1. Co-cultiver les macrophages RAW264.7 avec des spores de Candida albicans dans une proportion appropriée (10:1), et incuber à 37 °C et 5 % de CO2 pendant 4 h, 8 h, 12 h, 16 h, 20 h, 24 h, 28 h, 32 h, 36 h, 40 h, 44 h et 48 h pour établir un modèle phagocytaire.
  2. Lavez trois fois avec du PBS pré-refroidi pour éliminer les spores non phagocytaires.
  3. Tout d’abord, bloquez les échantillons avec 5 % de BSA pendant 30 min. Ensuite, incuber successivement avec l’anticorps primaire contre LC3 (dilution 1:200) à température ambiante pendant 1 h, puis avec l’anticorps secondaire marqué à l’Alexa Fluor 488 à température ambiante pendant 30 min.
  4. Ajoutez la sonde de lysosome Lyso-Tracker Red directement dans les cellules pour visualiser la localisation lysosomale. Enfin, colorez les noyaux avec du DAPI (1 μg/mL) pendant 5 min.
    REMARQUE : L’ensemble du processus d’opération doit être effectué dans l’obscurité pour s’assurer que le temps d’incubation et la concentration de l’anticorps sont contrôlés avec précision.

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Résultats

Dans un premier temps, nous avons systématiquement évalué les modifications pathologiques myocardiques induites par différentes doses de CAWS chez la souris. Aucun décès n’a été observé dans le groupe témoin PBS, le groupe CAWS 4 mg et le groupe CAWS 8 mg (n = 20 dans chaque groupe). En revanche, la réponse inflammatoire dans le groupe 4 mg était légère et ne répondait pas aux exigences de modélisation. Le taux de mortalité était plus élevé dans le groupe...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Discussion

Les anévrismes des artères coronaires (AAC) et la fibrose myocardique dans la MK sont les principales causes d’événements cardiovasculaires à long terme. Malgré les progrès réalisés dans le traitement de la phase aiguë, environ 5 % des patients développent encore une AACpersistante 28,29. Le mécanisme de ce changement pathologique retardé n’est pas encore clair, et il est urgent que des modèles animaux révèlent son processus dyna...

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Déclarations de divulgation

Les auteurs n’ont rien à divulguer.

Remerciements

Merci aux membres de l’équipe pour leur soutien et leur contribution à cette expérience. La recherche a été soutenue par les projets suivants : Projet général du Fonds de développement de l’hôpital affilié à l’Université médicale de Xuzhou (XYFM202234) et Projet spécialisé en sciences naturelles sur la vie et la santé de la ville de Huai’an (2023KX0006).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
un anticorps secondaire de chèvre contre IgG Alexa Fluor 488 de lapinAbcamab15081un anticorps secondaire de chèvre contre IgG Alexa Fluor 488 de lapin
Chambre anaérobieThermo ScientificThermo ScientificChambre anaérobie
Bleu anilineSolarbioG3668Bleu aniline
anti-LC3Abcamab192890l’anticorps principal contre LC3
Armoire de sécurité biologiqueThermo Scientific1500Armoire de sécurité biologique
BSASolarbioA8020BSA
Candida albicans (souche)NBRC1385Candida albicans (souche)
CD3eBD Biosciences561827FITC Hamster Anti-Souris CD3e (145-2C11)
CD86BD Biosciences105013CD86
CD8aBD Biosciences100713CD8a
Incubateur de culture cellulaireThermo Scientific311Incubateur de culture cellulaire
CentrifugeuseThermo ScientificST4R PlusCentrifugeuse
Microscope confocalOlympeIX73Microscope confocal
DAPIBeyotime Biotechnology & nbsp ;P0131-25mlDAPI
DMEMGibco11965126DMEM
Machine d’intégrationP.S.J MÉDICALBM450AMachine d’intégration
ÉosineSolarbio  ; G1100Éosine
F4/80BD Biosciences123109F4/80
FBSGibco16000044FBS
FormaldéhydeSolarbio  ; P1110Formaldéhyde
Déshydrateur de tissus entièrement automatiqueLeica BiosystemsASP3005Déshydrateur de tissus entièrement automatique
Lames de microscope en verreCitotest250124A1Lames de microscope en verre
H& Colorant EBeyotime Biotechnology & nbsp ;C0105MH& Colorant E
IHC KitBiotechnologie de l’absinabs996-5mlIHC Kit
Sonde LC3Beyotime Biotechnology & nbsp ;C3018MSonde LC3
Lames microtomes à profil basThermo Fisher3052835Lames microtomes à profil bas
Sonde lysosomeBeyotime Biotechnology & nbsp ;C1046Sonde lysosome
MarqueurDeliSK109Marqueur
Colorant MassonBeyotime Biotechnology & nbsp ;C0189MColorant Masson
MicrotomeLeica BiosystemsHistoCore BIOCUTMicrotome
Gomme neutreSolarbi  ; G8590Gomme neutre
NK1.1BD Biosciences561117NK1.1
Microscope optiqueNikonNikonMicroscope optique
ParaffineSolarbio  ; YA0012Paraffine
ParaffineSolarbioYA0012Paraffine
PBSSolarbioP1020PBS
Acide phosphomolybdiqueSolarbioG3472Acide phosphomolybdique
VDAC1Abcamab34726Anti-VDAC1

Références

  1. Jone, P. -N., et al. Update on diagnosis and management of Kawasaki disease: A scientific statement from the American Heart Association. Circulation. 150 (23), e481-e500 (2024).
  2. Goel, A. R., Yalcindag, A. An update on Kawasaki disease. Curr Rheumatol Rep. 27 (1), 4(2024).
  3. Sapountzi, E., et al. disease: An update on genetics and pathophysiology. Genet Test Mol Biomarkers. 28 (9), 373-383 (2024).
  4. Beltran, J. V. B., Lin, F. -P., Chang, C. -L., Ko, T. -M. Single-cell meta-analysis of neutrophil activation in Kawasaki disease and multisystem inflammatory syndrome in children reveals potential shared immunological drivers. Circulation. 148 (22), 1778-1796 (2023).
  5. Assempoor, R., et al. Different antithrombotic strategies to prevent cardiovascular complications in Kawasaki patients: A systematic review and meta-analysis. BMC Pediatr. 24 (1), 738(2024).
  6. Noval Rivas, M., Arditi, M. Kawasaki disease and multisystem inflammatory syndrome in children: Common inflammatory pathways of two distinct diseases. Rheum Dis Clin North Am. 49 (3), 647-659 (2023).
  7. Li, W., et al. Impact of platelet glycoprotein Ia/IIa C807T gene polymorphisms on coronary artery aneurysms of KD patients. Cardiol Res Pract. 2021, 4895793(2021).
  8. Gorelik, M., et al. American College of Rheumatology/Vasculitis Foundation guideline for the management of Kawasaki disease. Arthritis Care Res (Hoboken). 74 (4), 538-548 (2022).
  9. Noval Rivas, M., Arditi, M. Kawasaki disease: Pathophysiology and insights from mouse models. Nat Rev Rheumatol. 16 (7), 391-405 (2020).
  10. Li, R., et al. Lactobacillus casei cell wall extract and production of galactose-deficient IgA1 in a humanized IGHA1 mouse model. J Am Soc Nephrol. 36 (1), 60-72 (2025).
  11. Wei, K., et al. Mitochondrial DNA release via the mitochondrial permeability transition pore activates the cGAS-STING pathway, exacerbating inflammation in acute Kawasaki disease. Cell Commun Signal. 22 (1), 328(2024).
  12. Xu, H., et al. Characterization of inflammatory factors and T cell subpopulations in a murine model of Kawasaki disease induced by Candida albicans cell wall extracts (CAWS). Med Sci Monit. 28, e936355(2022).
  13. Miyabe, C., Miyabe, Y., Miyata, R., Ishiguro, N. Pathogens in vasculitis: Is it really idiopathic. JMA J. 4 (3), 216-224 (2021).
  14. Sato, W., Ishibashi, K. -I., Yamanaka, D., Adachi, Y., Ohno, N. Effects of natural and chemically defined nutrients on Candida albicans water-soluble fraction (CAWS) vasculitis in mice. Med Mycol J. 58 (2), E47-E62 (2017).
  15. Takahashi, K., Oharaseki, T., Yokouchi, Y. Histopathological aspects of cardiovascular lesions in Kawasaki disease. Int J Rheum Dis. 21 (1), 31-35 (2018).
  16. Lombardi Pereira, A. P., et al. Long-term cardiovascular inflammation and fibrosis in a murine model of vasculitis induced by Lactobacillus casei cell wall extract. Front Immunol. 15, 1411979(2024).
  17. Tian, G., et al. Voltage-dependent anion channel 1 (VDAC1) overexpression alleviates cardiac fibroblast activation in cardiac fibrosis via regulating fatty acid metabolism. Redox Biol. 67, 102907(2023).
  18. Duong, T. T., Silverman, E. D., Bissessar, M. V., Yeung, R. S. M. Superantigenic activity is responsible for induction of coronary arteritis in mice: An animal model of Kawasaki disease. Int Immunol. 15 (1), 79-89 (2003).
  19. Miller, L. R., et al. Considering sex as a biological variable in preclinical research. FASEB J. 31 (1), 29-34 (2017).
  20. Miyamoto, H. D., et al. Iron overload via heme degradation in the endoplasmic reticulum triggers ferroptosis in myocardial ischemia-reperfusion injury. JACC Basic Transl Sci. 7 (8), 800-819 (2022).
  21. Ding, J., et al. Myeloid-specific blockade of Notch signaling ameliorates nonalcoholic fatty liver disease in mice. Int J Biol Sci. 19 (6), 1941-1954 (2023).
  22. Xie, Z., et al. Atlas of circulating immune cells in Kawasaki disease. Int Immunopharmacol. 102, 108396(2022).
  23. Menikou, S., Langford, P. R., Levin, M. Kawasaki disease: The role of immune complexes revisited. Front Immunol. 10, 1156(2019).
  24. Xu, S., et al. Ketogenic diets inhibit mitochondrial biogenesis and induce cardiac fibrosis. Signal Transduct Target Ther. 6 (1), 54(2021).
  25. Peng, F., et al. 2-APQC, a small-molecule activator of Sirtuin-3 (SIRT3), alleviates myocardial hypertrophy and fibrosis by regulating mitochondrial homeostasis. Signal Transduct Target Ther. 9 (1), 133(2024).
  26. Lin, L. -C., et al. Mitochondrial quality control in cardiac fibrosis: Epigenetic mechanisms and therapeutic strategies. Metabolism. 145, 155626(2023).
  27. Yuan, M., et al. IP3R1/GRP75/VDAC1 complex mediates endoplasmic reticulum stress-mitochondrial oxidative stress in diabetic atrial remodeling. Redox Biol. 52, 102289(2022).
  28. Kim, J. -J., et al. Sex-specific susceptibility loci associated with coronary artery aneurysms in patients with Kawasaki disease. Korean Circ J. 54 (9), 577-586 (2024).
  29. Anzai, F., et al. Crucial role of NLRP3 inflammasome in a murine model of Kawasaki disease. J Mol Cell Cardiol. 138, 185-196 (2020).
  30. Ohashi, R., et al. Characterization of a murine model with arteritis induced by Nod1 ligand, FK565: A comparative study with a CAWS-induced model. Mod Rheumatol. 27 (6), 1024-1030 (2017).
  31. Wang, Z., et al. Single-cell RNA sequencing of peripheral blood mononuclear cells from acute Kawasaki disease patients. Nat Commun. 12 (1), 5444(2021).
  32. Yang, J., et al. VSTM2L protects prostate cancer cells against ferroptosis via inhibiting VDAC1 oligomerization and maintaining mitochondria homeostasis. Nat Commun. 16 (1), 1160(2025).
  33. Niu, B., et al. Protecting mitochondria via inhibiting VDAC1 oligomerization alleviates ferroptosis in acetaminophen-induced acute liver injury. Cell Biol Toxicol. 38 (3), 505-530 (2022).
  34. Shoshan-Barmatz, V., Krelin, Y., Chen, Q. VDAC1 as a player in mitochondria-mediated apoptosis and target for modulating apoptosis. Curr Med Chem. 24 (40), 4435-4446 (2017).
  35. Ham, S. J., et al. Decision between mitophagy and apoptosis by Parkin via VDAC1 ubiquitination. Proc Natl Acad Sci U S A. 117 (8), 4281-4291 (2020).
  36. Prabhu, S. D., Frangogiannis, N. G. The biological basis for cardiac repair after myocardial infarction: From inflammation to fibrosis. Circ Res. 119 (1), 91-112 (2016).
  37. Lin, M., et al. MCM8-mediated mitophagy protects vascular health in response to nitric oxide signaling in a mouse model of Kawasaki disease. Nat Cardiovasc Res. 2 (8), 778-792 (2023).

Accès restreint. Veuillez vous connecter ou commencer un essai pour afficher ce contenu.

Réimpressions et autorisations

Demander l’autorisation de réutiliser le texte ou les figures de cet article JoVE

Demander une autorisation

Mots-clés

Extrait de Candida albicansl sions des art res coronairesinflammation myocardiquecoloration l HEScoloration au trichrome de Massonmarquage par immunofluorescenceexpression de VDAC1

Articles connexes