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Article de méthode

Nouveau modèle chirurgical de rongeur pour l’étude des options de traitement de la douleur du névrome à l’aide de la réinnervation musculaire ciblée par le nerf saphène

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DOI :

10.3791/69152

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14 novembre 2025

 , 
1Department of Plastic and Reconstructive Surgery, University Medical Center Utrecht, Utrecht University

Dans cet article

Résumé

Ce protocole présente un modèle de rat reproductible utilisant des nerfs sensoriels pour imiter la douleur du névrome humain et évaluer les traitements chirurgicaux, offrant ainsi un outil précieux pour la recherche translationnelle sur le névrome.

Résumé

Ce protocole décrit un nouveau modèle chirurgical pour étudier la douleur nerveuse et le traitement chirurgical chez le rat. Les modèles traditionnels de névromes utilisent des nerfs mixtes, bien qu’il soit le plus souvent le cas que les nerfs sensoriels donnent lieu à des névromes douloureux dans le cadre clinique. En sélectionnant le nerf saphène, cette approche reflète la réalité clinique de la formation du névrome et fournit une plate-forme pertinente pour l’évaluation des stratégies chirurgicales. Cette méthode vise à reproduire la physiopathologie de la formation du névrome humain et à évaluer une intervention chirurgicale courante pour la douleur du névrome, en particulier la réinnervation musculaire ciblée (TMR), une intervention largement utilisée pour la douleur associée au névrome. L’article fournit une description détaillée, étape par étape, de la procédure, en commençant par la préparation de l’animal et les soins périopératoires. La technique chirurgicale est expliquée en tenant compte des repères anatomiques, des exigences en matière d’instruments et des considérations techniques qui améliorent la précision et la cohérence. Des mesures de surveillance et de bien-être postopératoires sont décrites pour garantir le respect des normes éthiques et la reproductibilité dans tous les laboratoires. Ce modèle est reproductible, techniquement accessible et pertinent sur le plan translationnel, car il imite la réalité clinique de la formation du névrome sensoriel. Il fournit une plate-forme pour l’évaluation des stratégies chirurgicales et la recherche préclinique sur le névrome.

Introduction

Les névromes sont des tumeurs nerveuses douloureuses formées après une lésion nerveuse 1,2. Ils représentent un problème clinique important avec des conséquences sociétales de grande portée et une augmentation des coûts médicaux 3,4,5,6,7. Les options de traitement telles que la thérapie pharmacologique sont souvent symptomatiques, s’attaquant à la douleur mais ne parvenant pas à résoudre ses causes sous-jacentes8. Il a été démontré que les interventions chirurgicales ont des taux de réussite variables (56 % à 82 %), et les mécanismes à l’origine de la formation d’un névrome douloureux restent mal compris 9,10,11.

On pense que la douleur des névromes provient des faisceaux sensoriels du nerf endommagé, ce qui souligne l’importance de modéliser les contributions purement sensorielles à la douleur associée au névrome12. Les modèles animaux restent une plate-forme essentielle pour explorer les mécanismes complexes sous-jacents à la douleur du névrome et aussi pour développer des thérapies chirurgicales efficaces13. Cependant, la plupart des modèles animaux disponibles utilisent des nerfs sensoriels moteurs mixtes, ce qui limite leur applicabilité translationnelle, puisqu’environ 74 % des névromes douloureux en milieu clinique proviennent de nerfs purement sensoriels14,15.

Plusieurs modèles animaux ont été développés pour simuler la douleur neuropathique et évaluer les interventions potentielles16. Tout d’abord, le modèle des lésions de constriction chronique (CCI) a été décrit17. Ce modèle induit des lésions nerveuses partielles par le biais de ligatures lâchement liées autour du nerf sciatique, imitant les conditions de douleur neuropathique. Il donne un aperçu de la sensibilisation périphérique, de la dégénérescence axonale, des réponses inflammatoires et des modifications centrales de la moelle épinière, et est largement utilisé pour évaluer les thérapies analgésiques potentielles17,18. Deuxièmement, la lésion nerveuse épargnée (SNI) induit des lésions à deux des trois branches terminales du nerf sciatique (nerfs tibial et péronier commun), laissant le nerf sural restant intact19. Troisièmement, le modèle de transposition du neurinome tibial (TNT), développé par Dorsi et al. Le nerf tibial est transecté chirurgicalement et transposé sous-cutané pour faciliter l’évaluation de la formation du névrome et de la douleur associée16,20. Ce modèle permet une évaluation primaire de l’hypersensibilité par stimulation de Von Frey de la peau recouvrant le névrome transposé au site prétibial, et une évaluation secondaire de l’hypersensibilité dans les dermatomes adjacents du nerf suralal ou du nerf tibial résiduel. Le modèle TNT a été conçu chirurgicalement pour reproduire le développement du névrome, sans incorporer d’intervention chirurgicale ou non chirurgicale visant à prévenir ou à traiter la douleur liée au névrome20. En tant que tel, il ne permet pas d’évaluer des stratégies thérapeutiques, comme la réinnervation musculaire ciblée (RTM), dans le cadre primaire (Figure 1).

La TMR est une technique qui relie un nerf transecté (sensoriel) à une branche motrice consommable d’une cible après résection du névrome. Ce concept utilise le principe de donner au nerf quelque chose à faire, par lequel le nerf se régénérera en un nerf connecté à une cible musculaire. La philosophie vise à prévenir la formation d’un névrome en soi en permettant au nerf de se régénérer en un muscle dénervé11.

Dans la présente étude, nous décrivons un modèle de rongeur impliquant la section du nerf saphène. Ce nerf purement sensoriel est transecté, transposé au muscle gastrocnémien, et soit non traité (transposition du névrome saphène, SNT), soit coapté à une branche motrice (TMR). Ce modèle permet d’étudier les effets de la RTM appliquée au nerf saphène sur l’hypersensibilité mécanique secondaire dans les dermatomes adjacents de nerfs anatomiquement intacts, en particulier dans le territoire tibial sur la surface plantaire centrale de la patte arrière (Figure 1)21,22. Ce contexte anatomique met également en évidence la pertinence clinique chez les patients. En raison de son parcours anatomique superficiel, le nerf saphène est particulièrement vulnérable aux lésions iatrogènes ou traumatiques, notamment à la suite d’une chirurgie du genou, entraînant souvent des douleurs neuropathiques ; Notamment, 55,2 % des patients signalent des symptômes persistants malgré une chirurgie de révision telle que la neurolyse ou la neurectomie23,24.

Cette étude vise à établir un modèle de rongeur reproductible afin de reproduire le cadre clinique de la formation d’un névrome douloureux. Ce modèle est particulièrement adapté à l’étude de la physiopathologie du neurinome sensoriel pur et des effets de la RTM, tandis que son critère de jugement principal se concentre sur l’hypersensibilité mécanique secondaire.

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Protocole

Ce protocole s’aligne sur les lignes directrices de la recherche éthique sur les animaux et met l’accent sur son potentiel translationnel. Numéro du projet : AVD1150020198824.

1. Mesures de Von Frey

  1. Effectuer des tests de Von Frey sur la surface plantaire de la patte postérieure selon le protocole adapté de Brakkee et al. pour évaluer l’hypersensibilité mécanique secondaire20.
    1. Déterminer la sensibilité de base des zones d’innervation des nerfs tibial et sural sur la surface plantaire de la patte arrière. Effectuez trois mesures de référence à des jours différents à l’aide de filaments Von Frey pour obtenir des données fiables et reproductibles 20,25,26,27,28,29,30.
    2. Acclimatez les rats aux cages à fond grillagé pendant au moins 5 à 7 jours avant les mesures de base. Manipulez les animaux quotidiennement pour réduire les réponses au stress. Les données de référence de Von Frey sont fournies dans le tableau supplémentaire 1. Évaluer l’hypersensibilité induite par la chirurgie dans les zones d’innervation tibiale et surale à l’aide du test de Von Frey à partir de 7 jours après la chirurgie.
  2. Placez calmement l’animal dans la cage d’essai et confirmez que les mouvements spontanés sont minimes avant de commencer.
  3. Appliquez une série de monofilaments calibrés (0,6 g, 1 g, 1,4 g, 2 g, 4 g, 6 g, 8 g, 10 g, 15 g) perpendiculairement à la peau jusqu’à ce que le filament se plie légèrement. Maintenez le contact pendant environ 3 s.
    REMARQUE : N’effectuez pas de tests lorsque l’animal se toilette, urine, se tient debout ou défèque. N’effectuez des tests que lorsque le poids est uniformément réparti sur les quatre pattes.
  4. Variez l’ordre des dermatomes d’un animal à l’autre pour éviter les biais systématiques décrits ci-dessous.
    Territoire du nerf sural : surface plantaire latérale, près du bord poilu-glabre.
    Territoire nerveux tibial : surface plantaire centrale, en évitant les coussinets.
  5. Utilisez la méthode haut-bas : commencez par le filament de 4 g. En cas de retrait (soulèvement soudain de la patte, sursaut, léchage ou vocalisation), appliquez la force inférieure suivante ; Si aucune réponse ne se produit, appliquez la force immédiatement supérieure. Continuez jusqu’à ce que 5-6 réponses après le premier changement de comportement soient obtenues. Enregistrez une réponse positive sous forme de retrait rapide, de tressaillement, de léchage ou de vocalisation. Notez l’absence de ces comportements comme une réponse négative.
    1. Calculez le seuil de retrait de 50 % à l’aide de la méthode de Dixon de haut en bas, qui détermine la force à laquelle il y a une probabilité de 50 % d’une réponse de retrait basée sur une séquence d’applications croissantes et décroissantes du filament de von Frey31.
  6. Pour l’évaluation de l’hyperalgésie secondaire, comparez les seuils postopératoires dans les zones tibiale et surale aux valeurs de base et à la patte controlatérale.
    REMARQUE : La préférence de place conditionnée (CPP) est un paradigme comportemental validé pour évaluer la douleur continue et l’effet du traitement dans des modèles animaux de lésions nerveuses périphériques, en particulier lorsque les tests mécaniques ne sont pas réalisables en raison de la localisation anatomique de la formation du névrome, comme profondément dans la cuisse 32,33,34. Il n’est mentionné ici qu’à titre d’information générale et n’a pas été appliqué dans la présente étude.

2. Préparation préopératoire

  1. Réservez une salle de chirurgie animale et préparez/commandez des instruments stériles (voir la table des matériaux).
  2. Analgésie, anesthésie et préparation
    REMARQUE : Cette étude a été menée sur 12 rats Sprague Dawley âgés de 12 semaines (6 femelles et 6 mâles).
    1. Injecter 0,5 mg/kg d’analgésique carprofène par voie sous-cutanée dans la région abdominale 1 h avant la chirurgie.
    2. Anesthésier l’animal à l’aide d’isoflurane à 5 % pour l’induction, en maintenant l’anesthésie à 2 % à 3 % d’isoflurane.
    3. Placez l’animal sur le dos, la tête à gauche ou à droite à opérer, à l’opposé de la position du chirurgien.
    4. Placez l’animal sur un coussin chauffant réglé à 37 °C pour maintenir sa température corporelle pendant la procédure. Répartissez uniformément la surface chauffante et évitez la surchauffe. Surveillez la température à l’aide d’une sonde thermique rectale, fixée à la queue à l’aide de ruban adhésif. Ajustez le coussin chauffant au besoin pour maintenir la normothermie.
      REMARQUE : Cette étape est cruciale pour prévenir l’hypothermie induite par l’anesthésie et assurer la stabilité physiologique tout au long de la chirurgie.
    5. Appliquez une pommade ophtalmique stérile sur les yeux pour prévenir la sécheresse causée par l’anesthésie gazeuse.
      REMARQUE : Cette étape garantit que la surface cornéenne reste humide et protégée pendant la procédure, minimisant ainsi le risque d’irritation ou de dommages oculaires.
    6. Rasez le site chirurgical de la cuisse à la cheville à l’aide d’un rasoir électrique. Après le rasage, utilisez le côté adhésif d’un morceau de ruban adhésif pour enlever tous les poils lâches restants afin une préparation optimale de la peau.
    7. Désinfectez la zone rasée avec trois tours alternés de digluconate de chlorhexidine à 0,5 % à l’aide d’un tampon de gaze stérile. Laissez chaque application sécher complètement avant de passer au tour suivant.
      REMARQUE : Trois cycles alternés assurent une stérilisation complète du site chirurgical et minimisent le risque d’infection.
    8. Vérifiez l’anesthésie en pinçant doucement l’espace palmaire du pied de l’animal avec une pince. L’absence de retrait indique une anesthésie supprimée et adéquate.
      REMARQUE : Ne procéder que lorsque les réflexes sont absents pour confirmer l’efficacité de l’anesthésie et la conformité aux normes éthiques pour minimiser la détresse des animaux pendant la chirurgie. Ne procédez que lorsque vous pouvez confirmer que les réflexes sont absents.

3. Technique chirurgicale

  1. Placez l’animal en position couchée et tournez la jambe opératoire latéralement pour exposer le site chirurgical.
  2. Sous un grossissement microscope de 6x, marquez la ligne d’incision à l’aide d’un marqueur cutané stérile. Injecter 0,05 mL de lidocaïne à 1 % par voie sous-cutanée à l’aide d’une seringue de 1 mL avec une aiguille de 25 G le long de la ligne marquée pour fournir une anesthésie locale et réduire la douleur au site opératoire. Répartissez l’injection uniformément et confirmez l’absence d’effets indésirables immédiats avant de continuer. Cette étape minimise l’inconfort et améliore la précision chirurgicale.
  3. Créez une incision cutanée longitudinale de 8 à 10 mm sur le membre postérieur médial à l’aide d’un scalpel à 15 lames (figure 2A). Seul le derme doit être incisé.
    REMARQUE : Des précautions supplémentaires doivent être prises concernant la profondeur de l’incision. Si possible, amorcez l’excision et continuez le long de la ligne marquée à l’aide de ciseaux pour ouvrir la peau. Comme le nerf saphène se trouve directement sous la peau, une attention méticuleuse est portée à éviter une incision profonde (Figure 2B).
  4. Identifiez le faisceau neurovasculaire superficiel, y compris l’artère saphène, la veine et le nerf. Passez soigneusement et isolez le nerf saphène par dissection à l’aiguille pour éviter tout dommage accidentel. Utilisez l’électrocautérisation si nécessaire pour contrôler les saignements mineurs des vaisseaux environnants.
    1. Effectuez la dissection à l’aiguille en orientant le biseau d’une aiguille fine vers l’opérateur et en faisant glisser doucement la pointe le long du plan tissulaire. Cette technique crée un bord tranchant sur la face inférieure de la pointe de l’aiguille, permettant une séparation précise du tissu conjonctif délicat sans exercer de traction ou de pression excessive sur les structures adjacentes.
  5. Augmentez l’anesthésie à l’isoflurane à 5 % avant la transection nerveuse. Une fois la transition terminée, réduisez l’anesthésie à l’isoflurane à 2 % à 3 % pour maintenir des niveaux d’anesthésie adéquats mais contrôlés.
  6. Réglez le grossissement du microscope sur 16x.
  7. Lorsque l’on s’approche médialement des muscles adducteurs et que l’on effectue une séparation soigneuse, une veine qui se croise perpendiculairement, la veine caudale fémorale, est rencontrée au centre de la zone de dissection, accompagnant le ramus nervi obturatorii. Cette veine devient visible en disséquant les adducteurs longitudinalement plus profondément vers la branche motrice médiale du nerf tibial, qui innerve le muscle gastrocnémien. Effectuez une dissection soigneuse médialement ou latéralement pour préserver l’intégrité veineuse avant d’établir le champ de coaptation.
    REMARQUE : La veine caudale fémorale se croise perpendiculairement à la direction des fibres des muscles adducteurs ; Veillez à ne pas placer une traction excessive sur ce vaisseau pour éviter des dommages et une perte de sang inutile.
  8. Appliquez une stimulation de 1 mA avec le stimulateur nerveux pour évaluer l’activité musculaire de la branche motrice du nerf tibial et confirmer une réponse dans le muscle gastrocnémien.
  9. Lors de la préparation du nerf receveur, disséquez précisément le long de sa trajectoire et transectez-le avec des ciseaux microchirurgicaux à moins de 3 mm de la surface musculaire. Placez le site de coaptation près du point d’entrée musculaire de la branche motrice pour faciliter une régénération axonale optimale. Augmentez brièvement l’isoflurane à 5 % lors de la traversée du nerf.
    REMARQUE : Cette technique garantit que le site de coaptation reste proche de l’insertion de la branche motrice dans le muscle, facilitant ainsi une régénération axonale optimale et une récupération fonctionnelle dans les procédures de RTM. Une distance accrue entre le site de coaptation et le point d’entrée de la branche motrice peut entraîner une dispersion axonale et une altération de la conduction du signal.
  10. Tunnelisez le nerf saphène à travers les muscles adducteurs et associez-le à la branche motrice médiale du nerf tibial à l’aide de sutures en nylon 11.0 (Figure 3). Faites deux sutures et assurez-vous qu’elles n’obstruent pas l’interface pour permettre une coaptation neurale efficace. Pour les témoins non traités, après l’effet tunnel, ne pas effectuer de coaptation ; Au lieu de cela, transposez le moignon distal du nerf saphène et fixez-le au fascia du muscle gastrocnémien.
    REMARQUE : Deux sutures doivent suffire pour établir une surface de contact optimale entre les deux nerfs. Une seule suture ne convient pas car elle peut provoquer la rotation de l’un des nerfs.
  11. Ajustez le grossissement du microscope à 6x avant de procéder à la fermeture de la peau. Utilisation 8-0 sutures pour rapprocher les bords de l’épiderme avec une technique intradermique. Maintenez une tension minimale sur la plaie. Après la fermeture, nettoyez la peau avec 0,9 % de NaCl à l’aide d’un coton-tige stérile pour éliminer les débris résiduels et maintenir un environnement de cicatrisation optimal.

4. Soins postopératoires

  1. Placez l’animal dans une cage propre et à température contrôlée avec un coussin chauffant partiellement positionné sous la cage pour maintenir une chaleur optimale. Fournir un accès à la nourriture et à l’eau. Ajustez l’éclairage à un réglage tamisé et protégez la cage des lumières vives de la salle d’opération.
    REMARQUE : Ces mesures minimisent le stress et favorisent une récupération en douceur après la chirurgie.
  2. Après le réveil, l’animal peut être ramené dans sa cage partagée après environ 40 minutes. Confirmez votre vigilance totale et votre comportement normal avant de les réintroduire dans les compagnons en cage. Cela minimise le risque de blessure ou de stress lors de la réintégration.
  3. Administrer une dose de carprofène (0,5 mg/kg) dans la région abdominale par voie sous-cutanée 24 h et 48 h après la chirurgie.
  4. Surveillez la perte de poids ne dépassant pas 15 %. Fournir une hydratation et un apport alimentaire adéquats.

5. Élimination des déchets

  1. Jetez immédiatement les objets tranchants dans un contenant pour objets tranchants approuvé. Recueillir les déchets d’anesthésie conformément aux directives de biosécurité de l’établissement. Manipuler les restes d’animaux conformément aux réglementations institutionnelles et nationales en matière d’élimination des déchets biologiques.

6. Prélèvement d’échantillons et euthanasie

  1. À 6 semaines après l’opération, euthanasier les rats après le prélèvement d’échantillons de tissus pour une différenciation optimale entre le nerf et les tissus environnants.
  2. Induire l’anesthésie et administrer l’analgésie comme décrit aux étapes 2.2.1 à 2.2.5.
  3. Rouvrez la ligne d’incision précédente sur la cuisse médiale avec un scalpel. Prolongez l’incision de 2 cm si nécessaire. Effectuez une dissection contondante à travers la couche sous-cutanée.
  4. Rétractez ou divisez les muscles adducteurs pour exposer le nerf saphène. Pour les nerfs reconstruits : identifiez le segment régénéré et tout névrome. Exciser le site de coaptation ainsi que 2 mm de nerf proximal et distal. Pour les témoins non traités : identifier le moignon distal du nerf saphène et exciser un segment de 4 mm.
  5. Transférez l’échantillon directement dans le fixateur. Intégrer longitudinalement dans de la paraffine ou de la résine pour l’analyse morphologique.
  6. Euthanasier l’animal sous anesthésie terminale (5 % d’isoflurane) par ponction cardiaque. Manipulez tous les échantillons de tissus conformément aux protocoles de laboratoire standard afin de préserver l’intégrité structurelle et biochimique pour l’analyse ultérieure (figure 4).

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Résultats

L’évaluation de l’hypersensibilité secondaire (seuils de retrait à 50 % transformés en log) a montré des différences entre les groupes dans le dermatome tibial (Figure 5A). La section du nerf saphène sans traitement (SNT) a entraîné la sensibilité la plus élevée au cours du suivi de 6 semaines. En revanche, les animaux traités par RTM ont montré une tendance constante à une réduction de l’hypersensibilité dans le territoire tibial. La divergence entre les gr...

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Discussion

Cette approche présente plusieurs points forts. La description par étapes permet une reproductibilité entre les laboratoires, la procédure peut être réalisée efficacement avec des compétences microchirurgicales et l’utilisation d’un nerf purement sensoriel renforce sa pertinence translationnelle. Ensemble, ces aspects rendent le modèle pratique pour les études comparatives et utile pour tester de nouvelles interventions. Des étapes critiques, telles que le maintien de conditions aseptiqu...

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Déclarations de divulgation

Recherche réalisée par un doctorant (CB) soutenu par une bourse Axogen (pas de relation produit). Tous les autres auteurs n’ont aucun conflit d’intérêts à divulguer.

Remerciements

Les auteurs remercient Sabine Versteeg pour sa contribution à l’évaluation de la douleur comportementale. Anja van der Sar et Trudy Oosterveld-Romijn (Common Animal Laboratory, Gemeenschappelijk Dieren Laboratorium) sont remerciées pour leur soutien technique dans la préparation des installations chirurgicales et de microscopie et pour leur dévouement aux animaux. Les auteurs remercient également Wim van Hecke pour son évaluation experte des échantillons de nerfs collectés.

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
CarprofènePharmacie vétérinaire localeN/DLa pharmacie vétérinaire locale prépare la dilution au carprofène
Cotonne-tigesNobamed974255&mdash ;
Rasoir électriqueAesculapGT421
ÉlectrocautéritéOutils scientifiques finement18010-00&mdash ;
Éthanol 70 %Interchema BV400406&mdash ;
Ethilon 10.0Johnson & JohnsonBV130-3 : code 2820G
Ethilon 11.0Johnson & JohnsonCode BV50-3L 2881G
Ethilon 4.0Johnson & Johnson1854G : code 1854G-
Ethilon 6.0Johnson & JohnsonBV130-5 : code 2809G
Ethilon 8.0Johnson & JohnsonBV130-5 : code 2808G&mdash ;
Ethilon 9.0Johnson & JohnsonBV130-3 : code 2819G
Gants d’examen nitrileSempermed GmbH1065920
Protection oculaire3M & trade ; Soins de santé71512-00001M
Stérilisateur à perles en verreÉquipement de laboratoire VanPelGBS300H
GraphPad PrismGraphPad Software, San Diego, Californie, États-Unis  ; Version 10
BouillotteScience de la conduiteCS-HP-2005
Isoflo (isoflurane)Produits vétérinaires Zoetis / DechraB506&mdash ;
Lidocaïne 1 %Henry Schein809755
Cages à fond en mailleStoelting Co.57816, 57824&mdash ;
Micro pincesOutils scientifiques finement11251-35&mdash ;
Porte-aiguille microOutils scientifiques finement12076-12&mdash ;
MicrociseauxOutils scientifiques finement15019-10&mdash ;
Micro pince à épilerOutils scientifiques finement11254-20&mdash ;
NaCl 0,9 %ÉchangéH7 1000-FRE&mdash ;
Aiguille 25G et fois ; 1"Becton, Dickinson & Entreprise300400
Porte-aiguilleOutils scientifiques finement12004-16&mdash ;
Stimulateur nerveux  ; (VARI-STIM Localisateur nerveux)REF 856200
Logiciels RandoMicevan Eineige et al.  ; LeidenVersion 1.1.7
Sonde rectale rongeurInstruments de précision mondiauxNC9506514
ScalpelOutils scientifiques finement10003-12&mdash ;
CiseauxOutils scientifiques finement14001-12&mdash ;
Évaluateur sensorielLinton Instrumentation514007 et ndash ; 5140150,6 g à 15 g monofilaments
Microscope chirurgical stéréoscopiqueLeicaA60 F&mdash ;
Compresses stériles en gazeNobamed740113
Pommade lubrifiante oculaire stérileAlcon  ;&lrm ; B00BRLSC8S
Feuille stérile avec trouEvercare / OneMed1555-01&mdash ;
Lame chirurgicale n° 15Outils scientifiques finement10015-00&mdash ;
Masque chirurgicalMedline Industries, Inc.MSK1002
Seringue Luer Lock 2 mlBecton, Dickinson & Entreprise300613
Pince à épilerOutils scientifiques finement11617-12&mdash ;

Références

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