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Article de méthode

In vivo La microscopie confocale dans le diagnostic et la prise en charge de la sécheresse oculaire : un regard sur les protocoles d’imagerie et l’interprétation

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DOI :

10.3791/69156

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11 novembre 2025

 ,  , 
1Hankou Aier Eye Hospital, 2Aier Eye Hospital of Wuhan University, 3School of Stomatology and Ophthalmology, Xianning Medical College, Hubei University of Science and Technology

Dans cet article

Résumé

Cet article démontre le fonctionnement et l’effet de la microscopie confocale in vivo dans le diagnostic et le traitement de la sécheresse oculaire et étudie l’application et les résultats de la microscopie confocale in vivo afin de fournir une base pour les recherches futures.

Résumé

La microscopie confocale in vivo (IVCM) a suscité beaucoup d’attention en raison de sa nature non invasive et de sa haute résolution. Il permet l’observation in vivo et la quantification objective de nombreuses structures de surface oculaire liées à la sécheresse oculaire (DED), notamment la cornée, la conjonctive, le bord des paupières, les glandes de Meibomius et les parasites tels que Demodex, au niveau cellulaire. Cette capacité aide les ophtalmologistes à identifier des étiologies et des sous-types spécifiques de DED, facilitant ainsi un diagnostic précis, un traitement ciblé et une évaluation pronostique. Cependant, il n’existe toujours pas de protocoles normalisés pour le fonctionnement et la production de rapports de l’IVCM. La maîtrise des connaissances ophtalmiques et du fonctionnement technique est essentielle pour utiliser efficacement cet appareil et générer des rapports de haute qualité. Cet article détaille les étapes procédurales et les nuances de l’examen IVCM pour les patients atteints de DED. Il s’agit du premier protocole IVCM étape par étape de JoVE pour DED. Il vise à servir de référence pour les cliniciens, en les aidant à éviter les inefficacités opérationnelles et à obtenir constamment des images de la cornée et de la surface oculaire de haute qualité pour guider la prise en charge clinique.

Introduction

En raison des contraintes de ressources médicales locales ou de la charge financière des patients, le diagnostic clinique de la DED se concentre souvent sur un aspect de base (par exemple, l’observation au microscope à lampe à fente, la plainte de sécheresse et de démangeaisons oculaires) ou même sur un seul indicateur (par exemple, le temps de rupture du film lacrymal invasif, le test de sécrétion lacrymale ou l’infestation par Demodex). L’application IVCM n’est pas largement disponible, et encore moins les protocoles de normalisation pour celle-ci. Cependant, pour les établissements ophtalmiques équipés d’IVCM, l’auteur recommande que les nouveaux patients subissent un examen microscopique complet pour éviter les omissions, y compris la cornée, la conjonctive et la marge palpébrale. Pour les cas de DED équivoques ou pour la détection de Demodex, l’IVCM est particulièrement adapté pour une réponse explicite.

La sécheresse oculaire (DED) est définie comme une affection chronique de la surface oculaire causée par des anomalies de la qualité ou de la quantité de liquide lacrymal et une diminution de la stabilité du film lacrymal. Dans le Dry Eye Workshop II (DEWS II), la sécheresse oculaire est classée en cinq types : sécheresse oculaire carencée en eau (ADE), sécheresse oculaire par évaporation (EDE), sécheresse oculaire mixte (MDE), prédisposition à la sécheresse oculaire et état préclinique de sécheresse oculaire1. Ralene et al. ont résumé l’importante pratique clinique de la MIVC dans différents types de sécheresse oculaire, y compris la littérature publiée de 2017 à 20222. Des recherches récentes ont montré que l’inflammation joue un rôle clé dans la pathogenèse de la DED 3,4. En particulier, la densité des cellules dendritiques (DC) peut être un bon indicateur de la DED associée à un processus systémique à médiation immunitaire5.

L’IVCM utilise la technologie de tomographie laser confocale. Il offre des résolutions horizontales et verticales de 1 μm. Les spécifications techniques détaillées de l’appareil sont documentées dans le rapport de Jeremy et al6. Lors de l’examen de la surface oculaire, la MIVC est d’abord appliquée sur la cornée7, suivie de la conjonctive et des glandes de Meibomius8. La blépharite à Demodex a fait l’objet d’une attention clinique croissante ces dernières années 9,10. L’IVCM fournit des images claires de la cornée, de la conjonctive et de la marge palpébrale. Ces images permettent aux cliniciens d’évaluer l’état de la maladie et facilitent l’imagerie et la quantification des cellules inflammatoires et immunitaires.

Dans l’évaluation DED, nous nous concentrons sur : les cellules épithéliales cornéennes (CEC) ; fibres nerveuses sous-épithéliales (SNF) ; cellules inflammatoires/immunitaires interépithéliales et sous-épithéliales ; cellules caliciformes conjonctivales (CGC) ; cellules inflammatoires/immunitaires conjonctivales ; acini et orifices de la glande de Meibomius ; Demodex folliculorum et Demodex brevis ; et les cellules inflammatoires dans les tissus environnants. Cet accent découle de la physiopathologie : le dysfonctionnement de la glande de Meibomius entraîne une réduction de la sécrétion ou une altération de la composition de la couche lipidique du film lacrymal, entraînant une évaporation accélérée des larmes et des lésions de la surface oculaire. L’infestation par Demodex contribue aux démangeaisons oculaires et à l’inconfort. Les CGC sécrètent de la mucine, un composant essentiel du film lacrymal ; leur épuisement peut provoquer une MED déficiente en mucine. À l’inverse, le DED lui-même endommage les structures de surface oculaire, y compris la CEC et le SNF, et augmente par conséquent la densité des cellules inflammatoires/immunitaires dans les tissus cornéens et conjonctivals. Après avoir obtenu les images idéales, nous pouvons utiliser efficacement les outils quantitatifs intégrés du logiciel pour compter la multitude de cellules mentionnées (Figure 1). Mais pour la diversité morphologique du SNF, nous devons nous appuyer sur un logiciel analytique pour aider à la quantification11,12.

L’IVCM est indispensable pour l’évaluation en temps réel des couches cornéennes, des fibres nerveuses et des cellules inflammatoires/immunitaires dans les tissus de surface oculaire. Pour l’évaluation des CGC, la cytologie d’empreinte sert de méthode alternative. Cette technique cible la conjonctive fornix, où la densité des cellules caliciformes atteint des sommets, produisant des valeurs généralement supérieures aux mesures IVCM13,14. Cependant, les résultats sont soumis à la variabilité de la coloration et à l’expertise de l’opérateur, tandis que le protocole chronophage limite la mise en œuvre clinique de routine. L’obstruction de l’orifice de la glande de Meibomius est directement observable par microscopie à lampe à fente, mais cette méthode ne peut pas détecter les blocages induits par Demodex brevis, que l’IVCM identifie avec précision. Pour diagnostiquer l’infestation par Demodex, l’épilation des cils avec examen par microscopie optique constitue une méthode peu coûteuse. Bien que techniquement simple, cette approche comporte des limites importantes : l’inconfort du patient limite l’échantillonnage multiple, les acariens résidant profondément dans les follicules des cils ou les orifices des glandes de Meibomius restent indétectables15. En revanche, l’IVCM permet un examen complet de plusieurs sites de marge de la paupière, y compris les follicules des cils et les orifices des glandes de Meibomius, avec un minimum d’inconfort pour le patient. Cette approche permet d’obtenir des taux de positivité diagnostique nettement plus élevés grâce à la visualisation in vivo en temps réel des parasites dans leurs microhabitats16,17.

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Protocole

La procédure d’examen a été approuvée par le Comité d’éthique de l’hôpital ophtalmologique Hankou Aier, et le consentement éclairé a été obtenu de tous les patients.

REMARQUE : Les critères d’inclusion pour la sélection des patients comprennent les patients présentant des plaintes de sécheresse oculaire et de démangeaisons, et les personnes cherchant à subir des examens oculaires de routine. Les critères d’exclusion pour la sélection des patients comprennent les patients présentant une perforation cornéenne ou une perforation cornéenne imminente, les personnes allergiques aux anesthésiques oculaires topiques, les personnes trop jeunes (par exemple, moins de 3 ans) ou trop âgées pour coopérer, les patients présentant des fissures palpébrales étroites incapables d’accueillir un spéculum de paupière, les femmes enceintes et les personnes incapables de coopérer pour d’autres raisons. Un bref schéma du flux de travail se trouve à la figure 2. Et les étapes détaillées de l’opération sont les suivantes.

1. Pré-examen

  1. Préparation du matériel : dispositif IVCM, capuchon de contact cornéen, anesthésique topique ophtalmique, agent de couplage, cotons-tiges médicaux, spéculum pour les paupières, boules d’alcool, réservoir d’alcool, gouttes ophtalmiques anti-inflammatoires (Figure 3).
  2. Comprendre les composants clés de l’équipement IVCM (module de tomographie rétinienne Rostock Cornea Module (HRT-RCM)), bouton de mise au point, caméra de surveillance, lumière de guidage du regard, mentonnière, appui-frontal, bouton pour basculer entre l’œil gauche et l’œil droit, boutons rotatifs pour déplacer le HRT-RCM triaxialement, bouton de capture d’image et pédale, ordinateur avec logiciel IVCM dédié), et préparer l’appareil IVCM avec gel de couplage.
  3. Préparation de l’examinateur : Portez un masque et désinfectez les mains avec un gel à base d’alcool ou portez des gants jetables.
  4. Désinfection de l’appareil : Essuyez le front et les mentonnières de l’équipement avec des tampons imbibés d’alcool.
  5. Explication de la procédure : Expliquez brièvement au patient que l’examen est indolore pour soulager l’anxiété.

2. Pendant l’examen

  1. Vérifiez et créez un nouveau dossier patient à l’aide du logiciel qui l’accompagne sur l’ordinateur.
  2. Administrer un anesthésique topique : Administrez deux gouttes de celui-ci dans le fornix inférieur à 3 minutes d’intervalle avant l’intervention.
  3. Préparez le module cornéen rostock (RCM) de l’appareil IVCM : Enduisez la zone d’émission laser du RCM avec du gel de couplage (assurez-vous qu’il n’y a pas de bulles d’air) (Figure 4 et Figure 5), et seule une quantité suffisante d’agent de couplage (généralement une ou deux gouttes, pas trop) peut assurer un contact complet avec le capuchon de contact cornéen, et finalement atteindre l’interface de mise à zéro idéale. Fixez un capuchon de contact cornéen jetable.
  4. Positionnez l’appareil : Rétractez complètement le RCM. Fixez le repose-front horizontalement. Ajustez la caméra de surveillance sur le côté temporel du sujet. Trouvez la position du point d’arrêt de la caméra, qui est perpendiculaire à l’axe optique de la MCR.
  5. Calibrer la mise au point : Tournez le bouton de mise au point jusqu’à ce que le logiciel affiche une facula blanche maximale avec une valeur de qualité d’image exactement à 100. Remise à zéro de la valeur de profondeur (mise à zéro).
  6. Sélectionnez le mode de balayage : par défaut en mode coupe , sauf indication contraire. Pour observer l’activité des acariens Demodex, le mode séquence peut être utilisé pour l’enregistrement continu d’images dynamiques.
  7. Positionnez les patients : Posez fermement leur menton sur la mentonnière. Appuyez leur front contre le repose-front. Ajustez la table d’examen et la mentonnière à la hauteur du patient.
  8. Insérez le spéculum de la paupière : Demandez au patient de regarder vers le bas tout en utilisant un coton-tige pour soulever la paupière supérieure pour la place, et demandez au patient de regarder vers le haut tout en tirant doucement la paupière inférieure vers le bas avec un coton-tige pour la place.
  9. Instructions finales : Reconfirmez le bon positionnement de la tête. Rappelez au patient de rester détendu et d’éviter de bouger. Signalez immédiatement tout inconfort.
  10. Protocole d’examen de la cornée
    1. Commencez par l’alignement macroscopique : ajustez visuellement le MCR pour qu’il se rapproche de l’apex de la cornée (Figure 6). Passez à la caméra de surveillance de l’appareil pour un réglage précis lorsque le MCR s’approche de la cornée. Guidez le patient pour qu’il tourne son regard vers les cornées lésionnelles, en centrant la lésion sous le MCR. Maintenez un contact doux pour éviter d’endommager la cornée.
    2. Technique clé : La coiffe de contact cornéenne a une grande taille physique mais une zone optique extrêmement petite (limitée à la zone centrale émettrice laser). Exigence critique : Obtenir un contact de haute précision entre la coiffe et le tissu cible, car une mauvaise adhérence provoque des artefacts d’imagerie (par exemple, des bulles, des interférences d’huile ou une perte complète du signal).
      REMARQUE : Pour une imagerie continue, appuyez sur la pédale pour un balayage prolongé afin de capturer des images de profondeur séquentielles et d’éviter de manquer des données critiques.
  11. Évaluation cornéenne en couches : balayage des couches superficielles aux couches profondes dans cet ordre : CEC, SNF, cellules inflammatoires sous-épithéliales.
    1. Concentrez-vous sur le verticille inférieur, qui est le point de repère recommandé, et sur les régions supérieures/inférieures adjacentes18.
  12. Examen nasal conjonctival
    1. Réinitialisez le plan focal à la valeur de profondeur de zéro. Appliquez du gel de couplage sur le bouchon. Instruire le patient à regarder temporellement ou inféro-temporellement. Avancez doucement le MCR sur la surface conjonctivale. Manœuvres simultanées : Ajustez la position du RCM pour un champ de vision optimal avec la main droite. Tournez le bouton de mise au point pour identifier les cellules caliciformes dans la couche conjonctivale la plus externe avec la main gauche.
  13. Retrait du spéculum des paupières : Demandez au patient de regarder vers le bas et utilisez un coton-tige pour soulever la paupière supérieure afin de la retirer. Et demandez au patient de regarder vers le haut et d’appuyer doucement sur la paupière inférieure avec un écouvillon pour le retirer.
  14. Réinitialisation de l’appareil : Relâchez et élevez l’appui-frontal. Mettez à zéro le bouton de mise au point. Réappliquez le gel de couplage sur la surface du MCR.
  15. Évaluation des glandes de Meibomius et des follicules des cils
    1. Positionnement du patient : Instruire le regard vers le bas. Manœuvre de l’examinateur : Soulevez doucement et appuyez sur la peau de la paupière supérieure vers l’intérieur pour aligner le bord de la paupière parallèlement au plan de la coiffe cornéenne. Déplacez le RCM horizontalement pour afficher plus d’images de la même structure de type ; déplacez le MCR verticalement (de bas en haut) pour passer de l’examen des orifices des glandes de Meibomius aux acini de la glande, puis aux racines des cils.
      REMARQUE : Les débutants peuvent inverser la paupière pour une meilleure exposition lors de l’examen des orifices de la glande de Meibomius. Nous suggérons l’emplacement de l’inspection dans le 1/3 central de la paupière supérieure pour cette partie.
    2. Normes quantitatives (protocole institutionnel) : Évaluer 8 follicules consécutifs avec des acini adjacents15 et examiner 4 à 8 orifices séquentiels des glandes. Étalonnage de la profondeur : Pour obtenir des images claires des follicules, faites la mise au point jusqu’à ce que les acariens Demodex montrent des bordures nettes (le cas échéant). Pour obtenir des images claires d’acinis, la valeur recommandée est d’environ 30-50 μm de profondeur. Et pour les orifices, elle est d’environ 30 μm (ajustez la visibilité de Demodex brevis si infesté)19.

3. Après l’examen

  1. Soins post-procédure : Effectuez une hygiène des mains et désinfectez soigneusement les mains. Essuyez délicatement les résidus de gel de couplage, les déchirures ou les débris de la surface oculaire à l’aide d’un coton-tige. Administrez des gouttes ophtalmiques antibiotiques pour prévenir l’infection.
  2. Instructions pour le patient : Conseillez au patient d’éviter de se frotter les yeux le jour de l’examen.
  3. Rapports : Analysez toutes les images acquises de manière exhaustive et générez un rapport de diagnostic. Exigences en matière de rapports : Inclure au moins une image par structure tissulaire, en ajoutant d’autres images pour les résultats anormaux au besoin. Toutes les images sélectionnées doivent être classées par séquence d’examen et valeur de profondeur, suivies de descriptions et de mesures précises.
  4. Instructions pour l’élimination des déchets : Pour les matériaux jetables (bouchons de contact, écouvillons, récipients d’anesthésie), veuillez les jeter dans la poubelle à déchets médicaux pour une élimination professionnelle ultérieure.

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Résultats

Toutes les images microscopiques de l’IVCM ont été acquises à une résolution de 384 pixels × 384 pixels, un champ d’observation de 400 μm × 400 μm. Lorsqu’il est correctement « mis à zéro », cet examen n’affichera que trois résultats possibles dans le cadre de l’image : i) Pas d’image du tout (expérience infructueuse) : La zone optique centrale n’a pas été en contact avec le tissu cible. ii) Seulement une image partielle (Figure 7) ou d’autres situations ano...

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Discussion

Une recherche documentaire dans PubMed à l’aide des mots-clés « microscopie confocale in vivo » et « sécheresse oculaire » (consulté en juin 2025) a donné > 300 publications. Notamment, les taux de publication annuels se sont stabilisés à environ 40 articles par an depuis 2021. Des applications plus larges de l’IVCM dans les troubles de la surface oculaire ont généré > 2 000 études au cours des deux dernières décennies (2004-2024). Sur le plan clinique, l’IVCM a révolutionné l’é...

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Déclarations de divulgation

Les auteurs ne déclarent aucun conflit d’intérêts.

Remerciements

Les auteurs remercient Lina Jin de l’hôpital ophtalmologique Hankou Aier et Min Chen du département d’ophtalmologie de l’hôpital cardiaque asiatique de Wuhan pour leur aide avec certaines photos, ainsi que tous les participants et les membres du personnel travaillant pour la procédure opératoire. Cette recherche a été soutenue par une subvention de projets de recherche scientifique de la Commission municipale de la santé de Wuhan (WX23A20).

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Matériaux

Liste des matériaux utilisés dans cet article
NomEntrepriseNuméro de catalogueCommentaires
Boules de coton absorbantesJIAN QI, Chinehttp://www.hnjianqi.comPour fabriquer des boules d’alcool, petites
Gel à base d’alcoolLi Kang, Shanghai, Chine31107904Gel antiseptique sans rinçage pour les mains, 500 ml
Gouttes oculaires carbomèresVidisic, Allemagne8187195Gel ophtalmique stérile pour agent de couplage, 10g
Bouchon de contact cornéen (TomoCap)Heidelberg, Allemagne18829Milieu optique et cornée en contact aseptiquement
Spéculum de la paupièreAsicon, Chine6102APour avoir ouvert les yeux
Logiciel Heidelberg Eye ExplorerHeidelberg, AllemagneVersion 1.5.2.0Le logiciel fourni avec l’appareil IVCM
Dispositif IVCMHeidelberg, AllemagneHRT-?,08398L’équipement principal de l’examen
Cotonne-tiges médicauxEsound Med, Chinewww.e-soundmed.comPour nettoyer les yeux des patients et aider à les ouvrir, 10 cm
75 % d’alcool médicinalHUICHANG, Chinewww.huichang888.cnPour faire des boules d’alcool, 75 % et plusmn ; 5 % 500 ml
Gouttes ophtalmiques à base d’oxybuprocaïne à 0,4 % de chlorhydrateSanten, Japonhttp://www.santen.co.jpAnesthésique ophtalmique topique, 0,4 % (0,5 ml : 2 mg)
Gouttes oculaires à la tobramycineTOBREX, Belgique8453824Gouttes ophtalmiques anti-inflammatoires, 0,3 % (5 ml : 15 mg)

Références

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